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SENASA – DILAB – COORDINACION GENERAL DE LAORATORIO VEGETAL – SERIE TEMATICA Nº 3

3


4

NOMINA DE AUTORIDADES

Dr. Jorge Néstor Amaya Presidente

Ing. Agr. Carlos Horacio Casamiquela Vicepresidente

Ing. Agr. Diana Guillén Gerente General

Lic. Verónica María Torres Leedham Director de la Dirección de Laboratorio y Control Técnico

Lic. Mario Gómez Coordinador General de Laboratorio Vegetal


1

Fichas de orientación al diagnóstico de plagas

solicitadas a las bananas provenientes de Brasil y Paraguay

Coordinación de Plagas y Enfermedades Vegetales Ing. Agr. María E. Manna

Coordinación General de Laboratorio Vegetal

Lic. Mario Gómez

2007


2

Introducción

Las presentes fichas fueron elaboradas con el fin de colaborar en la

tarea de inspección; se incluyen en ellas características que se deberían observar

a simple vista ó con ayuda de una lupa de mano (20x). Los aspectos

considerados son: Tipo de síntomas, signos de enfermedades, daños producidos

por insectos, datos de biología que puedan ayudar en la búsqueda del organismo

en la mercadería y las características morfológicas de los distintos estados con

fotos.

La información aquí expuesta no es suficiente para la identificación de

las plagas interceptadas, pero permitirá descartar numerosas especies no

incluidas en el listado de las solicitadas.

Todas las plagas interceptadas que respondan a las características que

se mencionan en las presentes fichas deberán ser remitidas al Laboratorio para

su identificación; como así también cualquier otro problema sanitario que el

inspector considere de importancia. Así mismo, se señala el procedimiento

indicado para la toma, acondicionamiento y remisión de la muestra al Laboratorio

de acuerdo al microorganismo a identificar.

Responsables de la elaboración de las fichas

BACTERIOLOGIA

Ing. Agr. Rita Lanfranchi

MICOLOGÍA

Ing.Ag. Vanina Sugia y Lic. Biología Victoria Fernandez

ENTOMOLOGÍA

Ing. Agr Alba E. de Briano y Téc. Ma. Victoria Ciarla de Monticelli


3

Clasificación e índice de las especies tratadas

FITOPATOLOGÍA

BACTERIOLOGÍA

Ralstonia solanacearum 5

MICOLOGÍA

Mycosphaerella fijiensis 7

Pyricularia grisea 9

ENTOMOLOGÍA

FITÓFAGOS EXTERNOS

Cochinillas

Ceroplastes floridensis (Hem., Coccidae) 11

Aspidiotus destructor (Hem., Diaspididae) 13

Maconellicoccus hirsutus (Hem., Pseudococcidae) 16

Trips

Frankliniella parvula (Thys., Thripidae) 18

Palleucothrips musae (Thys., Thripidae) 21

Cascarudo

Colaspis hypochlora (Col., Crhysomelidae) 23

Polillas

Othreis fullonia (Lep., Noctuidae) 26

Nacoleia octasema (Lep., Pyralidae) 30

Mariposas

Opsiphanes tamarindi (Lep., Brassolidae) 33


4

MINADORES

Picudo

Odoiporus longicollis (Col., Curculionidae) 37

Polilla

Opogona sacchari (Lep., Tineidae) 41

Moscas

Dacus spp y Bactrocera spp (Dip., Tephritidae) 45

INSTRUCCIONES PARA LA REMISIÓN DE MUESTRAS AL LABORATORIO

Fitopatología 53

Entomología 54

Planilla con los datos de la muestra 62


5

Ralstonia solanacearum (agente causal de mal de moko)

El Mal de Moko es una enfermedad vascular provocada por la bacteria Ralstonia

solanacearum raza 2 biovar 1 y afecta la producción de plátanos al no permitir el

desarrollo de frutos.

Hojas: Los primeros síntomas son amarillamiento y marchites de las hojas adultas,

volviéndose necróticas y colapsando, las hojas jóvenes tornan a un color verde

pálido y luego también se necrosan.

Inflorescencia: La inflorescencia puede aparecer marchita o "dormida" (desarrollo retardado) y

algunas veces necrosada en la base.

Frutos: La observación de la sintomatología en frutos se debe realizar cuando los mismos

no están en estado de madurez. Aparecen desgarrados o divididos en gajos y

con una pudrición seca de color marrón.

Algunos de los frutos maduran prematuramente. El tejido presenta una

decoloración que al principio es de color amarillo pero que, con el tiempo se

convierte en color café o negro . Al cortarlos pueden exudar la zooglea.

Foto 1. Federación de Cultivadores de Plátano de Colombia (FEDEPLATANO)


6

Foto 2. Federación de Cultivadores de Plátano de Colombia (FEDEPLATANO)

Referencias: EPPO . Data Sheets on Quarantine Pests . Ralstonia solanacearum .

Gerry Toomey, escritor científico, Green Ink Publishing Services Ltd., diciembre de 2004

Nuccia Eyres, Senior Technical Officer (Quarantine), South Perth, Nichole Hammond, Plant

Pathologist(Quarantine), South Perth, Alison Mackie, Quarantine Research Officer, South

Perth. Departament of Agriculture and Food.AustraliaFactsheet Note 175,21/2001 .The

State of Western Australia, 2005


7

Mycosphaerella fijiensis (agente causal de sigatoka negra)

Al tratarse de una enfermedad foliar es fundamental la ausencia de hojas en las

fructificaciones a evaluar.

Síntomas: Manchas foliares en forma de estrías (20 x 2 mm), oscuras -de color

marrón-rojizo-, paralelas a las nervaduras foliares. Cada lesión se

caracteriza por presentar un borde fino, bien definido, más oscuro, a

menudo rodeado por un halo amarillento. Los centros de las lesiones se

vuelven ligeramente deprimidos, secándose y tornándose de color gris

claro o amarronado.

Caída anormal de hojas.

La enfermedad comienza a manifestarse como pequeñas pecas amarronadas en

la cara inferior de la hoja que luego se van elongando adoptando la forma de

estría.

Si las manchas son numerosas pueden coalescer, necrosando toda la hoja.

Asimismo, las lesiones permanecen visibles debido al color claro de sus centros.

Foto 1. Sigatoka negra.


8

Foto 2. Daño avanzado.

Referencias: CAB International, 2006. Crop Protection Compendium. Wallingford, UK: CAB International.

Slabaugh, W. R. 1994. Compendium of Tropical Fruit Diseases, APS Press, St. Paul, MN. USA.


9

Pyricularia grisea (agente causal de mancha johnson del plátano)

El fruto remitido debe encontrarse verde; de otra manera, las manchas

características producidas a la madurez pueden confundirse con síntomas de la

enfermedad.

Síntomas: En hojas:

Manchas elípticas o redondeadas con extremos aguzados (0.5-1.5 x 0.3-

0.5 cm), y centros de color gris o blanco (Foto 1). Las lesiones se

caracterizan por presentar márgenes de color gris oscuro a marrón-rojizo,

a veces con un halo amarillento. En casos de infección severa, las lesiones

coalescen, necrosando las hojas.

Foto 1. Lesiones redondeadas con centro claro.


10

En frutos: Lesiones redondeadas, deprimidas, de 4 a 6 mm de diámetro. Aparecen

en el fruto cercano a madurez y en post- cosecha. La lesión presenta

centro hundido de color amarronado, rodeado de una zona marrón-rojiza y

un borde acuoso de coloración verde. El centro de la lesión puede rajarse,

pero el daño no se extiende hacia la pulpa del fruto. En los cachos, las

lesiones son mas frecuentes en los frutos externos, y son más severas en

los frutos proximales que en los distales.

Foto 2. Síntoma en frutos.

Referencias: CAB International, 2006. Crop Protection Compendium. Wallingford, UK: CAB International.

Slabaugh, W. R. 1994. Compendium of Tropical Fruit Diseases, APS Press, St. Paul, MN. USA.


11

Ceroplastes floridensis

(Hemiptera: Coccidae)

Daño:

Clorosis y deformación de hojas, acompañados por exhudados azucarados y

fumaginas.

Ciclo biológico:

Todos los estados se encuentran en ramas finas, yemas y hojas de las plantas

huéspedes. La hembra madura deja alrededor de 100 huevos bajo su escudo

cerosos y muere. Las ninfas de primer estadío, que son móviles, son las

encargadas de la dispersión. En climas tropicales el ciclo completo se desarrolla

en 3-4 meses.

Morfología de los estados de desarrollo:

Ninfa: De primer estadío con patas, de cuerpo rojizo con proyecciones cónicas

de cera blanca

Adulto: Hembra elíptica de color rojizo, cubierta por una gruesa capa de cera, de

forma hemisférica y de color rosado con un punto negro en el dorso y numerosos

puntos laterales. Largo total 3mm.

Huéspedes: Los huéspedes principales son: Citrus spp., Cocos nucifera (coco),

Malpighia glabra, Mangifera indica (mango), Syzygium aromaticum (clavo),

Ziziphus jujuba. Banano (Musa spp) es un huésped secundario

Elaborada por María Victoria Ciarla de Monticelli

Supervisado: Ing. Agr. Alba Enrique de Briano


12

Bibliografía consultada:

CAB International. 2006. Crop Protection Compendium. CD

Ebeling. 1956. Subtropical Fruit Pests. University of California Division of

Agricultural Sciences 436 pp.

Hamon A. B & M. L. Williams. 1984. The Soft Scale Insects of Florida

(Homoptera: Coccoidea: Coccidae). Florida Department of Agricultura &

Consumer Services.Arthropods of Florida and neighboring land areas, Vol l1:

194pp.

Florida Wax Scale. University of Florida. http://woodypest.ifas.ufl.edu/159.htm

Quayle H. J. 1941. Insects of citrus and other subtropical fruits. Comstock

Publishing Company 583 pp.

Ilustraciones

Fig. 1: Adultos de Ceroplastes floridensis sobre hoja

Fig. 2: Ninfas y adultos de C. floridensis


13

Aspidiotus destructor

(Hemiptera, Coccoidea, Diaspididae)

Nombre vulgar:

Cochonilha- transparente do coqueior

Daño:

La presencia de esta “escama” se evidencia por pequeñas manchas cloróticas

circulares en la superficie del órgano vegetal al que está adherido el cuerpo de

cada individuo (hojas, pecíolos, pedúnculos y frutos); en el caso de colonias

densas estas manchas pueden unirse formando manchas mayores (fig. 1).

En hojas se ubican en la cara inferior de las mismas.

Estos insectos succionan savia de su huésped por lo tanto en plantas con altas

infestaciones se observa muerte prematura de hojas, disminución en el

crecimiento e incluso la muerte.

Ciclo biológico:

La hembra ovipone debajo de su escudo (fig.2), después de la eclosión la ninfa

de primer estadio, que es la única que tiene patas, es la responsable de la

dispersión. En climas tropicales se registran numerosos ciclos anuales, en otros

más rigurosos tiene lugar una sola generación anual, transcurriendo la especie el

invierno como hembra oviplena o huevo.

Duración del ciclo: entre 27 y 34 días, más breve en los machos.


Huevo: se ubican debajo del escudo de la hembra- madre.

Ninfa: de los dos estadios ninfales solo el primero, del tamaño aproximado del

huevo, es móvil y coloniza nuevas partes del vegetal u otras plantas vecinas. La

ninfa de segundo estadio se fija por medio de su aparato bucal y del escudo que

cubre su cuerpo en un punto del vegetal, donde permanece el insecto hasta su


14

muerte en el caso de la hembra y hasta la emergencia del adulto en el caso del

macho.

Adulto: la hembra adulta tiene un cuerpo aplanado de forma piriforme de color

amarillo, su escudo circular de 1,3 a 2mm de diámetro es transparente o

semitransparente, por lo tanto permite ver el cuerpo del insecto debajo. Los

machos poseen un par de alas blancas con puntuaciones oscuras y antes de

alcanzar el estado adulto pasan por dos estadios de prepupa y pupa que tienen

un escudo alargado y rojizo que permite distinguirlo de las hembras.

Huéspedes:

Sobre plantas perennes; ampliamente polífaga, por ejemplo banana (Musa spp),

numerosas especies de palmeras, caña de azúcar (Saccharum officinarum),

kiwi (Actinidia deliciosa), mango (Mangifera indica), papaya (Carica papaya) y

palto (Persea americana).

Elaborada por: Ing. Agr. Alba Enrique de Briano

Bibliografía consultada


Ferris G. F. 1938. Atlas of the scale insects of North America. Stanford University

Press, California, serie II, 137 a 268.

Santos Ferreira J. M., D. R. Nunes Warkick & L. A. Siqueira. 1998. A cultura do

coqueiro no Brasil. Embrapa, 292 pp.


15

Ilustraciones

Fig. 1: Colonia de A. destructor, clorosis característica. Fuente: Santos Ferreira (1998).

Fig. 2: Hembra adulta de A destructor rodeada de huevos debajo de su escudo transparente. Fuente: Santos Ferreira (1998).


16

Maconellicoccus hirsutus

(Hemiptera: Pseudococcidae)

Nombre vulgar:

Chanchitos blancos, cochinillas harinosas.

Daño:

Pueden provocar clorosis y malformaciones cuando atacan los puntos de activo

crecimiento debido a la inyección de saliva tóxica.

Ciclo biológico:

Los huevos son depositados en las hojas por las hembras. Las ninfas de primer

estadio pueden ser transportadas por animales, agua o viento a hojas jóvenes

donde se establecen.


Como todos los miembros de la familia Pseudococcidae, este insecto carece de

alas y conserva sus patas. Los estados de ninfa y adulto son móviles. Su cuerpo

es de forma ovalada aplanada y está cubierto de glándulas que producen

cerocidad de aspecto algodonoso (Fig. 2).

Huéspedes:

Annona spp., Bougainvillea (Santa Rita), Cajanus cajan, Citrus, Glycine max

(soja), Gossypium spp. (algodón), Hibiscus spp, Morus sp.(mora), Musa x

paradisiaca (banana), Passiflora edulis, Theobroma cacao (cacao), Vitis

vinifera (vid)


17

Elaborado por: María Victoria Ciarla de Monticelli

Supervisón: Ing. Agr. Alba Enrique de Briano



Williams, D. J & G. W. Watson. 1988. The Scale Insects of the Tropical South

Pacific Region. Part 2: The Mealybugs (Pseudococcidae). CAB International

Institute of Entomology. 260 pp.

Ilustraciones

Fig. 1: Adultos y ninfas de Pseudococcidae


18

Frankliniella parvula

(Thysanoptera: Thripidae)

Nombre vulgar:

Trips de la flor de la banana

Daño:

Se lo encuentra principalmente en flores de Musa, tiene poca presencia en frutos.

Al raer los tejidos vegetales con su aparato bucal pueden provocar deformaciones

y cicatrices superficiales. En los frutos se manifiesta como pequeñas

puntuaciones sobreelevadas.


Ninfa: Son de color amarillo pálido muy semejantes a los adultos pero sin alas.

Adulto: Son de aproximadamente 1,3 a 1,4mm, de color amarillo virando al

castaño oscuro al avanzar su madurez, con el abdomen oscureciéndose

apicalmente (Fig. 1). Las alas son de color oscuro, alargadas y muy estrechas

Huéspedes:

Musa (banana), Hibiscus rosa-sinensis (rosa china), Poliantes tuberosa,

Theobroma cacao (cacao), Mangifera indica (mango)

Elaborado por María Victoria Ciarla de Monticelli

Supervisión: Ing. Agr. Alba Enrique de Briano


19


Borror D. J. & D.M. DeLong. 1969. Introducao ao estudo dos insetos. Programa

de publicaçoes didáticas, Agencia norte-americana para o desenvolvimento

internacional – USAID, 653 pp.

CAB International 2006 Crop Protection Compendium. CD.

Medina Gaud, S. 1961. The Thysanoptera of Puerto Rico. University of Puerto

Rico, Agricultural Experiment Station, Technical paper nº 32, 160 pp.

Mound L. A. & G. Kibby. 1998. Thysanoptera: an identification guide. CAB

International, 70 pp.

Mound, L. & R. Marullo. 1996. The Thrips of Central and South America: an

introduction (INSECTA:THYSANOPTERA) Associated Publishers, vol. 6, 487 pp.

Quintanilla, R. H. 1980. Trips: Características morfológicas y biológicas. Especies

de mayor importancia agrícola

Ilustraciones

Fig. 1: Adultos de Frankliniella sp.


20

Palleucothrips musae

(Thysanoptera: Thripidae)

Nombre vulgar:

Trips de la mancha roja

Daño:

Produce manchas de color rojizo en la corteza de los frutos, tornando la superficie

áspera; también puede ocasionar rajaduras. Las manchas se forman cuando las

ninfas y adultos lastiman la corteza del fruto para alimentarse de los jugos

celulares.

Ciclo biológico:

Vive en la inflorescencia, entre las brácteas o en los frutos. Los huevos son

depositados en la cutícula de la planta y cubiertos por una serosidad que se torna

oscura.


Ninfa: De forma similar al adulto carece de alas y su coloración es amarillo

pálido.

Adulto: Cuerpo de color blanco con alas ralladas, similar al individuo expuesto en

la figura 1.

Huéspedes:

Musa spp (banana)




21


Mound, L & R. Marullo. 1996. The thrips of Central and South America: an

introduction (INSECTA: THYSANOPTERA). Memoirs on Entomology

International. Vol. 6. 487 pp.

Ilustraciones

Fig.1: Trips adulto

E. Saini


22

Colaspis hypochlora

(Coleoptera: Chrysomelidae)

Daño:

Heridas en la superficie del fruto dejando cicatrices de aspecto negruzco y

desagradable, sin llegar a perforar la cáscara. Las cicatrices son de tamaño

irregular y bordes redondeados aunque las más frecuentes son ovaladas. La

heridas pueden aparecer en cualquier parte de la banana, pero se dan con más

frecuencia en la zona terminal del fruto. Eventualmente puede haber daño en

hojas.

Ciclo biológico:

La hembra adulta deposita los huevos en el suelo. Las larvas al eclosionar se

entierran en el suelo hasta 5cm de profundidad. Se alimentan de raíces de pastos

cercanos a las plantas de banana. Empupan en el suelo en una cámara pupal.

Los adultos se alimentan de frutos, tallos y hojas de banano, rara vez se los

encuentra volando.


Huevo: Ovalado, de color amarillo pálido y oscureciéndose hacia la madurez, de

0,6 mm de largo.

Larva: Blanquecina con la cabeza marrón clara, alcanza los 8,5 mm de largo,

ligeramente pilosa. Las mandíbulas son castaño más oscuros. Tiene 3 pares de

patas.

Pupa: de 5,5 mm de largo, inicialmente de color blanquecino y oscureciéndose

paulatinamente, pubescente. Pupa libre, con alas, patas y antenas no fundidas

con el cuerpo. Adulto: Forma similar a otros miembros del género (Fig. 1); ovalado-convexo,

castaño a castaño-rojizo, con la superficie inferior de color verde oscuro metálico,


23

de 5,5 mm de longitud. Cabeza castaña; ojos negros; antenas finamente

pubescentes, castañas.

Huéspedes:

Musa sapientum, Lantana camara, Antigonon leptopus, Boerhaavia erecta,

Heliotropium indicum, Paspalum conjugatum.




Blake, D. H. 1976. The brown semicostate and costate species of Colaspis in

México and Central America (Coleoptera: Chrysomelidae). Agricultural Research

Service, United States Department of Agriculture. Technical bulletin Nº 1534

http://www.pbase.com/dang

Salt, G. 1928. A study of Colaspis hypochlora, Lefèvre. Bulletin of Entomological

Research 19 (3): 295-308.


24

Ilustraciones

Fig. 1: Adulto de Colaspis pini


25

Othreis fullonia

(Lepidoptera: Noctuidae)

Daño:

Causado por los adultos al pinchar la superficie de la fruta para extraer jugos

azucarados. Las lesiones que practican sirven de vía de acceso a

microorganismos que provocan la putrefacción del fruto (Figuras 1 y 2).

Ciclo biológico:

Los huevos son depositados en forma solitaria en el envés de las hojas que le

servirán de alimento (fig. 3). Las larvas (fig. 4) se alimentan en hojas de plantas

presentes en zonas de vegetación densa (Erythrina spp., Theobroma cacao,

Tinospora spp.) y empupan allí al finalizar su último estadio larval. Los adultos

(fig. 5, 6, 7 y 8) son activos sólo durante la noche y pueden desplazarse largas

distancias en busca de fruta madura para alimentarse. Durante el día descansan

en troncos de plantas frondosas, con el primer par de alas extendido y cubriendo

el abdomen, lo que la hace extremadamente difícil de detectar dado el color y los

dibujos de éstas.


Huevo: Redondeados, con estrías verticales, de color amarillo pálido.

Larva: Alcanzan los 50mm de largo. De color verde al nacer, pueden virar al

marrón oscuro al avanzar su madurez presentan en el sexto y séptimo segmento

del cuerpo dos manchas circulares blancas rodeadas de líneas de colores.

Pupa: Protegida en un cocón compuesto por restos de hojas y seda.

Adulto: Robustas polillas de 70 a 100mm de envergadura alar. Cabeza y tórax

muy pilosos color marrón rojizo, con reflejos violetas. El abdomen se va tornando

anaranjado hacia el extremo terminal. Las alas anteriores son de color marrón

rojizo oscuro con dibujos de distinta intensidad, las hembras presentan en el

primer par de alas una mancha blanca de forma triangular. Las alas posteriores


26

son de color anaranjado con dos manchas negras, una en el medio del ala y otra

recorriendo el borde distal.

Huéspedes:

Principal:Citrus spp. Secundarios: (guayaba), Musa (banana), (mango),

Lycopersicon esculentum (tomate), Vitis sp.




Baptist, B. A. 1944. The fruit-piercing moth (Othreis fullonia L.) with special

reference to its economic importance. The Indian Journal of Entomology, VI: 1-13


Comstock, J. A. 1963.A fruit-piercing moth of Samoa and the South Pacific

Islands. The Canadian Entomologist 95: 218-222.

Quayle H. J. 1941. Insects of citrus and other subtropical fruits. Comstock

Publishing Company 583 pp.

Viette, P. 1948. Les Ophideres du Pacifique (Lepidoptera: Noctuidae). Revue

Francaise d`Entomologie XV (4): 209-220.


27

Ilustraciones

Fig. 1: Daño en cítrico causado por adulto

Fig. 2: Daño en cítrico causado por adulto, vista interna

Fig. 3: Huevos Fig. 4: Larva

Fig. 5: Adulto, alas Fig 6: Adulto en reposo


28

Fig. 7: Adultos sobre fruta

Fig. 8: Adultos sobre fruta


29

Nacoleia octasema

(Lepidoptera: Pyralidae)

Daño:

En variedades de bananas con racimos cerrados, con varias frutas por racimo,

los daños suelen estar circunscritos a la superficie de la fruta. En variedades de

racimo abierto, comúnmente aquellas cuya fruta se utiliza para cocción, con

pocas frutas por racimo, las larvas tienden a formar galerías en la fruta y

alimentarse en el interior de la misma. Cuando la humedad ambiente es muy baja

las larvas pueden refugiarse en la base del racimo, en la axila de la hoja bandera

o bráctea, donde se alimentan y quedan protegidas (Fig.1).

Ciclo biológico:

Los huevos son depositados en grupo en los pecíolos de las inflorescencias, en

las que vivirán y se alimentarán las larvas que nazcan. Asimismo estas pueden

atacar los frutos. Las larvas pueden empupar tanto en la inflorescencia como en

otras regiones de la planta huésped o incluso en plantas aledañas. En banana lo

más habitual es que empupen entre los pecíolos de las hojas o en la cavidad que

se forma en la región superior del pecíolo de la hoja cuando ésta comienza a

declinar. Los adultos son de hábitos nocturnos.


Huevo: de 1,17 a 1,5 mm de largo, similar a una escama. Originalmente de color

blanco-verdoso, virando al ocre al madurar (Fig.2).

Larva: De 1,5 a 30 mm de largo desde el nacimiento hasta el último estadio

larval. Color variable entre un rosado pálido al castaño oscuro (Fig. 3). Presenta

puntuaciones más oscuras de intensidad variable. Los primeros estadios pueden

confundirse con larvas del género Opogona.

Pupa: De 9 a 13 mm de largo y color castaño. Se encuentra protegida en un

capullo de seda que puede presentar excrementos.


30

Adulto: Es una polilla que puede alcanzar los 22 mm de largo, de color

blanquecino (Figura 4). Abdomen con una franja más clara en forma dorsal.

Primer par de alas de color blanquecino a ocre pálido, de forma triangular. Tanto

el primer par de alas como el segundo presentan manchas más oscuras en forma

de puntos y de líneas.

Huéspedes:

Musa spp. (bananas), Pandanus sp., Nipa fruticans, Heliconia sp.





Paine, R. W.1964.The banana scab moth Nacoleia octasema (Meyrick): its

distribution, ecology and control. South Pacific Commision. Technical Paper Nº

145, 50 pp.


31

Ilustraciones

L. Wilkie

L. Wilkie

L. Wilkie

L. Wilkie

Fig. 1: Daño

Fig. 2: Huevos

Fig. 4: Adulto con alas extendidas

Fig. 3: Larvas


32

Opsiphanes tamarindi (Lepidoptera: Nymphalidae)

Daño:

Es causado por las larvas al alimentarse de las hojas de la planta.

Ciclo biológico:

La hembra deposita los huevos en las hojas secas a los lados del pseudotallo.

Una vez emergida la larva se alimenta de los restos del corion y migra hacia las

hojas verdes, de las que se alimenta, comenzando por el borde de las mismas y

dirigiéndose hacia el centro. En la medida en que se desplaza, la larva produce

hilos sedosos. Suelen alimentarse de noche y cuando descansan lo hacen en la

cara abaxial de las hojas junto a la nervadura central y en forma paralela a la

misma. El insecto usualmente empupa en la cara inferior de las hojas. Cuando la

hoja en la que empupa el insecto es verde, la pupa será del mismo color,

mientras que cuando la hoja está seca, la pupa resulta de coloración castaña. Los

adultos se alimentan de los jugos de las bananas en proceso de descomposición

así como de materia fecal de diversos animales.


Huevo: De 2 mm. de diámetro. Inicialmente son de color blanco

Larva: De 7,5 a 130mm. Cabeza castaño oscura a negra. Posee procesos en

forma de cuernos en la cabeza y un proceso anal bífido, característica que

coparte con las distintas especies del género Opsiphanes (Fig. 1 y 2). Cuerpo de

color verde con líneas longitudinales de color amarillo-anaranjado.

Pupa: De color castaño claro a verde sostenida solo por su extremo abdominal

(Fig. 3).

Adulto: De 7,2 a 8,2 cm. de expansión alar. Dorsalmente las alas se caracterizan

por una banda en diagonal de color blanco a anaranjado que nace en la mitad del

borde superior del primer par de alas y se extiende hacia el extremo inferior

externo de las mismas; en el ángulo superior externo del primer par de alas se


33

pueden encontrar pequeñas manchas blancas (Fig. 4a y 4b). Tiene antenas

delgadas, terminadas en una masa. Ventralmente las alas presentan numerosos

dibujos de color negro, violeta, blanco, amarillo y anaranjado con tres manchas

en forma de ojo: una en el ala anterior y dos en la posterior (Fig. 4c y 4d).

Huéspedes:

Musa spp. (banana).Cocos nucifera (coco), Heliconia spp.





Casagrande, M M. & O. H. H. Mielke. 2005. Larva de quinto estádio e pupa de

Opsiphanes quiteria meridionalis Staudinger (Lepidoptera, Nymphalidae,

Brassolinae). Revista Brasileira de Entomologia.49 (3) 421-424

Costa Lima. 1950. Insectos do Brasil. 6º tomo: Lepidópteros 2ª parte. Escola

Nacional de Agronomia. Série Didáctica nº 8, 420 pp.

Harrison, J. O. 1962. On the Biology of Three Banana Pest in Costa Rica

(Lepidoptera: Limacodidae, Nymphalidae). Annals of the Entomological Society of

America. 56: 87-94.

http://janzen.db.bio.upenn.edu:16080/2700ARCHIVES/Nymphalidae_adult/Opsip

hanes%20tamarindi/


34

Fig. 1: larvas del género Opsiphanes Casagrande-Mielke

Fig. 2: larva del género Opsiphanes

Casagrande-Mielke

Fig. 3: pupa del género Opsiphanes

Ilustraciones


35

Fig. 3: Adultos de O. tamaerindi en vista dorsal y ventral JANZEN

a

b

c

d


36

Odoiporus longicollis

(Coleoptera: Curculionidae)

Nombre vulgar:

Picudo del pseudotallo de la banana.

Daño:

Las larvas y adultos se alimentan en los tallos de la planta formando galerías

longitudinales, pudiendo dañar los pedúnculos de los frutos. En la superficie del

tallo pueden encontrarse orificios producidos por el insecto para favorecer el

intercambio gaseoso (Fig.1). Las plantas se tornan amarillentas y marchitas.

Ciclo biológico:

La hembra deposita los huevos en cámaras construidas en los tallos de plantas

debilitadas. Las larvas viven en los tallos de la planta prefiriendo la parte superior

de la planta. Empupan cerca de la superficie del tallo en cocones construidos con

fibras de la misma planta (Fig. 2).


Huevo: Alargados, cilíndricos de 3,2 mm de largo y 1,1 mm de diámetro, de

coloración blanca (Fig. 2a).

Larva: Ápoda, subcilíndrica, con setas dispersas (Fig. 2b). Mandíbulas bien

desarrolladas, de color castaño oscuro. Posee una placa anal notoria.

Pupa: De tipo libre, de color amarillo pálido (Fig. 2d). Puede distinguirse el rostro

con claridad. Se encuentra protegida dentro de un cocón formado con fibras de la

planta huésped (Fig. 2c).

Adulto: De color marrón cuando recién emergen, virando al negro con la

madurez. Con rostro alargado y élitros estriados que no cubren completamente al

abdomen (Fig. 2e, 2f, 3 y 4).


37

Huéspedes:

Musa (bananas)





http://www.padil.gov.au/viewPestLargeImage.aspx%3Fid%3D170%26img%3D89

0&h=540&w=720&sz=33&hl=es&start=23&um=1&tbnid=idebRdI26YQqIM:&tbnh=

105&tbnw=140&prev=/images%3Fq%3Dodoiporus%26start%3D18%26ndsp%3D

18%26svnum%3D10%26um%3D1%26hl%3Des%26sa%3DN

Kumar, K. 1969. A technique for maintenance and rearin of Odoiporus longicollis.

Journal of Economic Entomology 2 (2): 528-529

Kung, K. S.1955. The Banana stem-borer Weevil Odoiporus longicollis Oliv. In

Taiwan. J. Agric. For. Taiwan 4: 80-113.


38

Ilustraciones

Fig.1: Daños, larvas y adulto de O. longicollis

Fig.2: Ciclo Biológico de O. longicollis

S. Sathimoorthy

S. Sathimoorthy


39

Fig. 3: Adultos de O. longicollis

Ken Walker Museum Victoria

Fig.4: Adultos de O. longicollis vista dorsal y lateral


40

Opogona sacchari (Lepidoptera: Tineidae)

Nombre vulgar:

Taladro de la platanera, traca da banana, banana moth, teigne du bananier

Daño:

Las larvas taladran tallos leñosos y carnosos de numerosas especies (fig. 6).

En el caso de la banana se alimentan del pseudocaule, los pecíolos de las hojas,

los pedúnculos de los racimos, las inflorescencias y el fruto. Sobre los frutos

atacados se observan perforaciones, excrementos compactos unidos por hilos de

seda de color marrón oscuro si la larva esta comiendo cáscara y de color crema

si está comiendo la parte interna del fruto (fig. 3). El ingreso de la larva al fruto se

observa frecuentemente en el extremo en la zona de la inserción de los pétalos,

aunque se puede dar en cualquier lugar del mismo. Pueden completar su

desarrollo en una sola banana pero también pueden pasar de un fruto a otro

Ciclo biológico:

La hembra ovipone en grietas de la planta, la larva muy activa perfora el tejido

vegetal. La pupa marrón se ubica en un capullo irregular muy consistente de color

marrón oscuro a negro fuera de la galería que ocupaba la larva.

Duración: 3 meses a 15 °C; en climas cálidos tiene hasta 8 generaciones al año.


Larva: completamente desarrollada mide 21-26mm; color blanco “sucio” con

cabeza, placas torácicas y abdominales marrón oscuras (fig. 1 y 2)

Pupa: marrón, 10mm de largo dentro de un capullo de 15mm aprox. (fig. 4)

Adulto: expansión alar 18 a 26mm, color marrón dorado con dos puntos oscuros

en cada ala anterior (fig.5)


41

Huéspedes:

Banana (Musa spp.), maíz (Zea mays), caña de azúcar (Saccharum

officinarum), papa (Solanum tuberosum), palo de agua o dracena (Dracena

fragans), chamaedorea (Chamaedorea spp.), Cordiline terminales, aralia

(Polyscias sp), etc.

Elaborado por: Ing. Agr. Alba Enrique de Briano


CABI & EPPO. 1992. Data sheets on quarantine pests, Opogona sacchari:. 218-

221.

Davis D. R. & J. E. Peña. 1990. Biology and morphology o the banana moth,

Opogona sacchari (Bojer), and its introduction into Florida (Lepidoptera:

Tineidae). Proc. Entomol. Soc. Wash. 92(4): 593-618.

EPPO. 2007.

http://www.eppo.org/QUARANTINE/insects/Opogona_sacchari/OPOGSC_ds.pdf -

Heppner J.B., J.E. Pena & H. Glenn. 1987. The banana moth, Opogona sacchari

(Coger) (Lepidoptera: Tineidae), in Florida. Fla. Dept. Agric. And Consumer Serv.

Division of Plant Industry. Entomology Circular No. 293, 4pp.

Yang Chi-kun & Ch.Gui-fang. 1997. The family Hieroxestidae New to China, and

some new structures of the Opogona sacchari (Bojer). (Lep.: Tineoidea). Wuyi

Science Journal 13: 24-30.


42

Ilustraciones

Fig. 1: Larva de O. sacchari, daño en fruto y excrementos. Foto Ing. Agr. Carlos Ávalos.

Fig. 2: Larva de O. sacchari vista dorsal, escala 21mm. Fuente: EPPO 2007


43

Fig.3: Excrementos característicos en un fruto con una larva de O. sacchari, vista del extremo donde se insertan los pétalos. Foto Ing. Agr. Carlos Ávalos.

Fig. 4: Pupa de O. sacchari sobre banana dañada. Foto Ing. Agr. Carlos Ávalos


44

Fig. 5: Adultos de O. sacchari.

Fig. 6: Daño O. sacchari sobre tallo de Dracaena. Fuente: EPPO 2007.


45

Dacus spp y Bactrocera spp. (Diptera; Tephritidae)

Nombre vulgar:

Moscas de la fruta

Comentario:

Hasta la década del 80 ambos géneros fueron considerados como uno solo, las

diferencias más importantes reconocidas actualmente se dan a nivel de sus

huéspedes y de detalles de la morfología de las larvas, solo visibles con gran

aumento.

Daño:

La oviposición en frutos a menudo deja pequeñas marcas, puede haber una

pequeña putrefacción alrededor de la misma y algunas frutas con muy alto

contenido en azúcar pueden presentar exudados; pero no siempre es posible

reconocer la fruta infestada pues los síntomas no son siempre obvios (fig. 1 y 2).

El desarrollo del insecto puede producir la pérdida total del producto. La

oviposición sobre la fruta, aún en especies donde no puede desarrollar la larva,

disminuye la calidad de aquella.

Ciclo biológico:

La hembra ovipone en el fruto donde se desarrollan los tres estadios larvales,

próxima a empupar la larva abandona el fruto y se entierra unos pocos

centímetros en el suelo de donde emerge el adulto.

Duración del ciclo: 10 días como larva a 23ºC, 9 días como adulto a 27ºC; estos

valores varían según la temperatura ambiente, el huésped y la especie de mosca.

Morfología de los estados de desarrollo


46

Huevo: blanquecino de extremos aguzados, 2mm de largo.

Larva: ( descripción correspondiente a la larva de Tephritidae) blanca sin cabeza

esclerosada ni patas, con dos ganchos negros (piezas bucales) que se traslucen

y asoman en la región de la cabeza (fig.3), espiráculos anteriores en forma de

abanico de dedos (fig.4). Largo 8-10 mm. En la región caudal (fig. 5) se puede

observar que los 2 espiráculos posteriores tienen tres aperturas alargadas

subparalelas, que no están rodeados por un esclerosamiento, ni se hallan sobre

proyecciones tipo tubo o cuernos, ni se elevan sobre la superficie de la región

caudal.

Pupa: cilíndrica de color blanquecino a castaño según el huésped (fig.6).

Adulto: Mosca marrón amarillenta, cuerpo con marcas negras y/o amarillas y

alas manchadas (fig. 7). Largo 6-8mm. La cabeza presenta el tercer segmento de

la antena más extendido (fig.7 y 8). En la figura 10 se observa un detalle de la

disposición de las manchas en el ala y de la proyección aguzada de la celda anal.

Se incluyen para comparar el ala y la cabeza de Ceratitis capitata (fig. 9 y 11).

En el abdomen los machos presentan un cepillo de cilias en el segundo segmento

visible y dos manchas brillantes en el último segmento (fig.12).

Huéspedes:

Dacus spp. : Cucurbitaceae (frutos y estambres), Asclepiadaceae (legumbres,

flores, hojas y tallos), Passifloraceae (pimpollos y flores), Apocinaceae y

Periclocaceae (legumbres). Otras plantas pueden ser atacadas ocasionalmente.

Bactrocera spp.: ampliamente polífaga (frutos)

Elaborada por: Ing. Agr. Alba Enrique de Briano


47



INRA. 2005. Olive fruit fly. www.inra.fr/hyppz/RAVAGEUR/6dacole.htm

Walker, K. 2006 Oriental Fruit Fly (Bactrocera dorsalis) Pest and Diseases

Image Library. http://www.padil.gov.au

White I. M. & Elson-Harris M. M. 1992. Fruit flies of economic significance: Their

identification and bionomics. C.A.B. International & ACIAR (The Australian Center

for International Agricultural Research), 601 pp.

White I. M. 2000. Identification of peach fruit fly, Bactrocera zonata (Saunders),

in the eastern Mediterranean. The Natural History Museum & International Atomic

Energy Agency. www.iaea.org/.../.nafa/d4/public/zonata.html

Ilustraciones

Fig. 1: Puntuaciones por oviposición. Foto CABI 2006.


48

Fig.3: Larva de Tephritidae, con ganchos bucales y espiráculos posteriores. Foto: Ing. Agr. Andrea Bartolucci, ISCAMEN.

Fig.4: Espiráculo anterior de Tephritidae. . Foto: Ing. Agr. Andrea Bartolucci, ISCAMEN.

Fig.2: Desarrollo de larvas en guayaba. CABI 2006.


49

Fig.5: Espiráculo posterior de Tephritidae. Foto: Ing. Agr. Andrea Bartolucci, ISCAMEN.

Fig. 6: Pupas de Dacus oleae. Foto: INRA 2005


50

Fig.7: Adulto de Bactrocera carambolae. Foto CABI 2006.

Fig.8: Cabeza de Bactrocera zonata. White 2000.

Fig.9: Cabeza de Ceratitis capitata. White 2000.

antena


51

Fig. 10: Ala de Bactrocera dorsalis. Foto: Walker 2006

Fig. 11: Ala de Ceratitis capitata. Foto: Ing. Agr. Andrea Bertolucci, ISCAMEN.

Proyección de la celda anal

Fig. 12: Abdomen del macho de Bactrocera zonata. Foto: White 2000.

Manchas en el último segmento

Cepillos de cilias


52

Acondicionamiento de frutos para su envío al laboratorio

Frutos con síntomas sospechosos de agentes fitopatógenos:

El material debe envolverse en papel absorbente seco y luego en envase de

cartón y/o bolsa de polietileno.


53

Instrucciones sencillas para el sacrificio y envío de insectos

colectados sobre banana

Ing. Agr. Alba Enrique de Briano

Laboratorio de Plagas y Enfermedades Vegetales

e-mail:[email protected]

TE: 011-4362-1177, int. 117, 118 y 129

Coordinación de Laboratorio Vegetal

SENASA

2007


54

El objetivo del presente instructivo es indicar la forma más sencilla de preparar y remitir el material a estudiar asegurando condiciones que eviten el deterioro de los ejemplares y la pérdida de partes (en especial patas, antenas y alas).

Para facilitar la tarea de identificación y conservación, el remitente debe

enviar la mayor cantidad posible de ejemplares, rápidamente, acondicionándolos

como indica el presente instructivo y con la información necesaria que se indicará

más adelante.

Equipo sugerido

1. Pinza de puntas finas.

2. Pincel fino Nº 000, de cerdas suaves.

3. Latas chicas y limpias de conserva (por ejemplo de picadillo de carne, atún o

tomate).

4. Envases con tapa:

tipo a: de plástico o de vidrio, chicos (aprox. 3cm de diámetro x 5cm de

alto) y grandes (aprox. 6cm diámetro x 12cm de alto), con varios trozos de

papel absorbente arrugado en su interior, ver descripción en punto 6.

tipo b: de cierre hermético, de plástico o vidrio, de aprox. 2cm de diámetro

x 8cm de alto, con alcohol al 75% (una parte de agua y 3 de alcohol 96º).

5. Sobres de papel tamaño carta y tamaño oficio, pueden ser usados.

6. Papel absorbente (servilletas de papel, toallas de cocina o papel higiénico).

7. Alcohol 96º

8. Tiras de papel blanco de 1cm x 3cm aprox..

9. Lápiz negro

10. Tijera para papel

11. Cuchillo filoso

12. Insecticida en aerosol ( ej. Raid, Baygon, etc.)


55

Procedimiento

Huevos

Del análisis de los huevos de los insectos, generalmente, se puede

determinar a que orden pertenecen, pero para profundizar en el estudio

taxonómico se deben criar los individuos hasta los últimos estadios larvales y en

lo posible hasta el estado adulto.

Los desoves usualmente están adheridos a un sustrato (hojas, tallos,

frutos, etc.). Para intentar la crianza se deben remitir las posturas completas con

el sustrato al que están adheridas en un envase tipo a -, con el formulario que

consigna la información sobre los insectos y una bolsa con alimento para las

larvas. Usualmente éste alimento corresponde al órgano del vegetal donde se

encontró el desove.

Larvas

Los comentarios e instrucciones que siguen son adecuados para todo tipo

de larvas (ej. de escarabajos, mariposas, moscas, etc.).

El estudio taxonómico de las larvas, con la bibliografía disponible, se

puede realizar hasta el nivel de familia. Si se desea profundizar en la

identificación, en la mayoría de los casos, se debe criar a los ejemplares hasta el

estado adulto. Remitir material muerto es sencillo y seguro. Acondicionar el

material vivo adecuadamente para que supere el viaje y llegue en condiciones de

ser criado es más difícil y un transporte en condiciones deficientes puede

determinar que el material arribe muerto, en mal estado y no se pueda estudiar.

La recomendación que surge de lo expuesto es que si contamos con 1 o 2

larvas deben ser remitidas muertas, si se cuenta con más larvas y se desea


56

profundizar en la identificación se aconseja enviar la mitad muertas y el resto

vivas.

Sacrificio y envío

Si las larvas están acompañadas por material vegetal “jugoso”, “pegajoso”

o muchos excrementos, se deben lavar antes de iniciar el procedimiento,

colocándolas en una lata pequeña que se llena de agua corriente, se agita y se

descarta el líquido, esto se repite tres veces.

Las larvas deben ser sacrificadas hirviéndolas en agua corriente. Se

coloca, para tal fin, la lata con agua sobre un costado de la hornalla de la cocina,

al mínimo y cuando rompe el hervor se le agregan las larvas vivas que se dejan

hervir con fuego suave durante tres minutos, revolviendo tres a cuatro veces. Se

deja enfriar y se descarta totalmente el agua, se agregan entonces, en la misma

lata, dos partes de agua y una parte de alcohol 96° (ej. una cucharita), el líquido

debe cubrir a la larva; a los 10 minutos se le agrega otra parte de alcohol y 10

minutos más tarde se le agregan 3 partes más de alcohol.

Se coloca esta larva en un envase hermético (tipo b-) con parte del líquido

obtenido (alcohol apróx. 75%) hasta completar la capacidad del envase y se

remite acondicionado y con la información que más adelante se indica.

Envío de larvas vivas

Se acondicionarán en un envase grande con tapa con un trozo pequeño de alimento y abundante papel absorbente en su interior que evite los golpes

contra las paredes y absorba la posible condensación de humedad sobre las mismas. Si el alimento es jugoso es muy importante incrementar la cantidad de

papel absorbente. Es recomendable perforar la tapa del frasco, con orificios

pequeños para evitar la fuga del material. Este envase debe permanecer siempre a la sombra.


57

Se debe remitir alimento para criar a las larvas, en una bolsa de papel

acompañando al envase con los insectos inmaduros.

Se enviarán el envase y la bolsa con el alimento acondicionado y con la

información que más adelante se indica.

Pupas

Con este material se intentará obtener el adulto en laboratorio para su

estudio.

Se colocarán en un frasco chico (tipo a-) con abundante papel absorbente.

Si están sujetas a un soporte (rama, tallo, etc.) se enviarán con el mismo sin desprenderlas. Se acondicionará el envase y adjuntará la información que más

adelante se indica.

Adultos

Se remitirán muertos. A los efectos de su tratamiento distinguiremos tres tipos

de insectos:

I: “Semiduros y duros”, como por ejemplo chinches, chicharritas, moscas

de todo tipo, escarabajos, carcomas, taladros, etc.

II: “Blandos”, como por ejemplo pulgones, cochinillas, trips, etc.

III: “Mariposas y polillas”

I - Adultos semiduros y duros

Se ubica al individuo vivo en el envase tipo a- en que se lo va a enviar con

papel absorbente como indica el esquema


58

El sacrificio de estos adultos se puede realizar con baja temperatura o con

insecticida. En el primer caso, se coloca el envase tapado en frezzer por media

hora o en congelador durante 6 horas. Si se desea emplear insecticida, se

prepara el insecto en el envase como se esquematizó y se rocía una pequeña cantidad de producto sobre el papel absorbente antes de colocar la tapa del

envase.

II - Adultos blandos

Se colectarán con pincel en envases de tipo b- que contienen alcohol; las

cochinillas se remitirán en un trozo de la hoja o la rama donde se encuentran, en

el mismo tipo de envase.

III - Mariposas y polillas

Se capturará el ejemplar, se colocará en un sobre de papel tamaño carta,

se sacrificará presionando levemente el tórax y se remitirá al laboratorio dentro

de otro sobre de papel más grande y más rígido para evitar que el ejemplar se

doble.

Papel absorbente arrugado

Tapa

Insecto vivo


59

Esquema:

Información indispensable sobre los ejemplares remitidos

El organismo debe remitirse acompañado por un formulario (se adjunta

modelo del mismo) donde se consignarán la mayor cantidad de datos del mismo.

Si se envía más de un envase será necesario diferenciarlos claramente con

un número escrito en lápiz en una tira de papel que se colocará dentro del

envase o sobre; excepto en el caso de remitir larvas vivas en que se aconseja

pegar la tira de papel por fuera.

Daño

De ser posible, acompañar al insecto con una muestra del material

dañado. Acondicionado según el tipo de material entre hojas de papel de diario,

dentro de bolsas de papel o cajas de cartón con papel absorbente.

Sobre tamaño oficio

Lugar donde se dobla el sobre tamaño oficio

Sobre tamaño carta con el ejemplar coleccionado

Mariposa


60

Encomienda

Todo lo que se desea remitir (envase con insectos, formulario con

información, bolsa con daño, bolsa con alimento, etc.) se colocará dentro de una

caja en donde cada elemento ese separará entre sí y de las paredes por

abundante papel de diario arrugado.

Dirección postal del destinatario:

Laboratorio de Plagas y Enfermedades Vegetales

Coordinación de Laboratorio Vegetal

SENASA

Av. Huergo 1001

1107 Capital Federal


61

Nº de referencia: ________

Información sobre material remitido

Fecha de colección: ____________________________________

Nombre del colector: ___________________________________ Domicilio:____________________________________________ Teléfono_____________________________________________ e-mail: ______________________________________________ Nombre del lugar o establecimiento donde se realizó la colecta: _____________________________________________________ Localidad: ____________________________________________ Provincia: ____________________________________________ País de origen de la mercadería: ___________________________ Nombre de la planta huésped: ____________________________ ____________________________________________________ Organo de la planta atacado: _____________________________ Daño - Observaciones:


62

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