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I 1 GUIDE PRATIQUE CONTRE NÉMATODES PHYTOPARASITES

MINISTERE DE L’AGRICULTUREET DU DEVELOPPEMENT DURABLE

LUTTE CONTRE LES NÉMATODES PHYTOPARASITES DU BANANIER

EN COTE D’IVOIRE

GUIDE PRATIQUE


AVANT PROPOS

INTRODUCTION

1 CARACTERISTIQUES BIOLOGIQUES DES NEMATODES PHYTOPARASITES

1.1 Morphologie d’un nématode phytoparasite

1.2 Biologie et cycle de développement 1.2.1 Classification1.2.2 Modes de parasitisme 1.2.3 Cycle de développement 1.2.4 Forme de dissémination 1.2.5 Principales exigences écologiques

2 DEGATS DES NEMATODES PARASITES DU BANANIER

2.1 Dégâts sur les racines et les bulbes 2.2 Impacts sur la plante entière

3 STRATEGIES ET TECHNIQUES DE GESTION DES NEMATODES

3.1 Échantillonnage pour déterminer la présence des nématodes3.1.1 Nombre d’échantillons à prélever3.1.2 Schémas d’échantillonnage 3.1.3 Période d’échantillonnage 3.1.4 Collecte des échantillons de sol (au cours de la jachère) 3.1.5 Collecte des échantillons de racines de bananier

3.2 Précautions pour limiter les dégâts des nématodes3.2.1 Choix de la zone de culture 3.2.2 Choix du site de plantation 3.2.3 Choix de la date de plantation 3.2.4 Sélection du matériel végétal de plantation

3.3 Mesures de biosécurité pour le contrôle des nématodes

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SOMMAIRE

4 I GUIDE PRATIQUE CONTRE NÉMATODES PHYTOPARASITES

3.3.1 Inspection,certificationetmiseen quarantaine du matériel végétal 3.3.2 Traitement des rejets de bananier infestés3.3.3 Prévention contre les nématodes 3.3.4 Optimisation de la santé du bananier

3.4 Biodésinfection des sols3.4.1 Mise en jachère de la plantation3.4.2 Plantes de couverture contre les nématodes3.4.3 Rotation des cultures

3.5 Pratiques culturales et environnementales pour le contrôle des nématodes3.5.1 Inondation des parcelles 3.5.2 Réalisation de canaux ou fossés de drainage 3.5.3 Mélange de cultivars de bananier contre les nématodes 3.5.4 Destruction des plantes infestées 3.5.5 Désherbage des plantations

3.6 Contrôle biologique

3.7 Méthodes physiques de désinfection des sols 3.7.1 Désinfection des sols par injection de vapeur d’eau 3.7.2 Désinfection des sols par la chaleur : la solarisation 3.7.3 Traitements des rejets à l’eau chaude

3.8 Nématicides chimiques 3.8.1 Nématicides fumigants 3.8.2 Nématicides non-fumigants 3.8.3 Traitement des rejets de bananier à la plantation 3.8.4 Traitement au cours de la phase végétative du bananier

3.9 Utilisation de produits à base d’extraits de plantes

CONCLUSION

RECOMMANDATIONS

BIBLIOGRAPHIE

REMERCIEMENTS

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AVANT-PROPOSLes plantations de bananiers sont connues dans toutes les zones de culture comme vulnérables aux nématodes donc fortes consomma-trices de nématicides de synthèse chimique. L’usage de ces produits phytosanitaires est de plus en plus en limitée en raison des aspects règlementaires et sanitaires du marché et des contraintes environne-mentales.

Ledéfiestdoncdegarantirledéveloppementetlapérennitédesex-ploitations agricoles de bananes en situation de changement clima-tique tout en veillant à la qualité des produits, à la satisfaction et la santé des consommateurs, à la préservation de l’environnement et au revenudesacteursdesfilières.

Quelles sont les solutions possibles ou méthodes alternatives permet-tant un recours limité aux produits nématicides de synthèse chimique voire une substitution ?

C’est l’objet de ce guide qui s’intègre parfaitement dans l’esprit du pro-jet « Projet de lutte intégrée contre les nématodes en bananeraie » initié parlafilièrebananesouslesauspicesduFIRCAetexécutéparlelabo-ratoire de Physiologie Végétale de l’UFR Biosciences -Université Felix Houphouët-Boigny.

Ce manuel n’a pas l’intention d’être un guide intégral des moyens d’éra-diquer les nématodes en bananeraie. Il n’est pas exclu que dans un futur plus ou moins proche, des interventions faisant appel aux antagonistes biologiques, aux symbiotes racinaires (mycorhizes) et surtout à la résis-tance génétique (par hybridation ou sélection clonale) pourront per-mettre la mise en place de stratégies de protection intégrée de plus en plusefficaces.Ceguidenes’étendpassurcesméthodesd’avant-garde.Il s’agit ici d’orienter les agriculteurs ivoiriens sur quelques moyens à uti-liser pour contrôler les nématodes dans une plantation de bananiers en fonction des types d’exploitations, des zones de culture et des moyens.Fruit d’un travail collaboratif associant la recherche et les professionnels delafilièrebanane,surdifférentsterritoiresdelaCôted’Ivoire.Ceguides’inscrit parfaitement dans un processus d’innovation et de transfert de technologies pour contribuer au développement des productions agri-coles. Ce guide a vocation à servir de support de formation pour les techniciens, conseillers agricoles et chef d’exploitation ainsi que pour


lesagriculteursparticuliers.Enfin,c’estunoutilquinécessiterauneac-tualisation régulière pour intégrer les innovations qui ne manqueront pas de venir enrichir dans les années à venir le panel des pratiques culturales et plus généralement des leviers d’actions qui permettront de produire plus et mieux tout en utilisant moins de produits phytosa-nitaires.

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2.2. Symptômes dans les parties aériennes Les dégâts des nématodes sur les racines affectent le fonctionnement du système

racinaire à deux niveaux :

− la capacité d'ancrage

− la capacité d'absorption et de transport de l'eau et des éléments nutritifs.

La diminution de ces capacités entraîne :

− la chute ou le déracinement des plants (Figure 5) ;

− le rabougrissement des plants ;

− la chlorose des feuilles ;

− la réduction de la dimension des feuilles et de leur nombre ;

− la réduction du poids des régimes ;

− l'allongement du cycle végétatif ;

− la réduction de la durée de vie productive de la plantation.

Si les dégâts des nématodes sur les racines sont sévères, il arrive souvent que le pseudo-

tronc casse à mi-hauteur.

Figure 5 : Chute des pieds de bananiers suite à une infection de nématodes


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2.2. Symptômes dans les parties aériennes Les dégâts des nématodes sur les racines affectent le fonctionnement du système

racinaire à deux niveaux :

− la capacité d'ancrage

− la capacité d'absorption et de transport de l'eau et des éléments nutritifs.


− la chute ou le déracinement des plants (Figure 5) ;

− le rabougrissement des plants ;

− la chlorose des feuilles ;

− la réduction de la dimension des feuilles et de leur nombre ;

− la réduction du poids des régimes ;

− l'allongement du cycle végétatif ;

− la réduction de la durée de vie productive de la plantation.

Si les dégâts des nématodes sur les racines sont sévères, il arrive souvent que le pseudo-

tronc casse à mi-hauteur.

Figure 5 : Chute des pieds de bananiers suite à une infection de nématodes

INTRODUCTIONLes bananiers sont attaqués par un grand nombre de némato-des. Toutefois, les nématodes à lésions (Pratylenchus coffeae) et les nématodes foreurs (Radopholus similis) sont probable-ment les plus dommageables des bananeraies sous toutes les latitudes. Ils s’attaquent à la plupart des variétés de bananiers. Les nématodes phytophages sont longtemps passés inaperçus dufaitdeleurtaillemicroscopiqueetdelanonspécificitédessymptômes qu’ils engendrent. En effet, un dépérissement des parties aériennes est souvent observé alors que ce symptôme est commun à de nombreux stress pathologiques et physiolo-giques. L’ignorance de leur présence est assimilée en général à la «fatigue des sols». Parfois, les plantes infectées n’extériorisent aucun symptôme aérien visible, mais le rendement peut être af-fectéquantitativementetqualitativement:réductiondelaflo-raisonetfructification,consistancefaibleetamertumedesfruitsetc. A l’échelle de la planète, les nématodes occasionnent plus de 100 milliards de dollars canadien en perte de production an-nuellement. (Guy Bélair, 2005). Les cultures des régions tropi-cales sont les plus touchées, dans la mesure où les attaques sont aggravées par les hautes températures (Gowen et al., 2005).

En Côte d’Ivoire, si les dégâts occasionnés par les nématodes n’ont pas encore été estimés, ceux occasionnés par les némato-des phytoparasites de bananiers limitent considérablement la production aussi bien en plantations villageoises de bananiers plantain (Adiko, 1988) qu’en culture industrielle de bananiers de dessert (Fargette et Quenehervé 1988). Pour lutter contre cette contrainte biotique, la méthode chimique demeure la plus uti-lisée, principalement en culture industrielle de bananiers de dessert (Gowen et Quenehervé, 1990). Cependant, en raison du coût élevé des intrants, la méthode chimique demeure inacces-sible aux producteurs de plantains qui ne disposent que de pe-tites exploitations familiales. En outre, cette méthode de lutte pose des problèmes environnementaux et de santé animale et humaine. Ainsi, les attentes locales vis-à-vis des systèmes de culture innovants plus respectueux de l’environnement et de la santé humaine sont fortes.


Le présent guide a été élaboré pour proposer un ensemble de techniques de gestion des populations de nématodes nuisibles dans les bananeraies ivoiriennes. Le document commence par quelques rappels sur la biologie des nématodes, les dégâts en-gendrés sur les bananiers avant de présenter les techniques de lutte. Les stratégies de gestion débutent par montrer comment déterminer la présence de nématodes dans la plantation par un échantillonnage rationnel et les choix judicieux à opérer lors de la mise en place des parcelles pour limiter les dégâts des né-matodes. Les pratiques culturales améliorant la fertilité (travail du sol, irrigation, amendements organiques, etc.) permettent indirectement d’améliorer la tolérance des plants à la pression parasitaire sont ensuite décrites. Des moyens plus directs sont également présentés, telles que la désinfection des sols par les méthodes physiques et la biodésinfection, qui bien mis en œuvre permettent de réduire fortement les populations de né-matodes. Le guide évoque aussi, quelques mesures de biosécuri-tépourlecontrôledesnématodes.Enfin,quelquesnématicideschimiques autorisés sur le bananier sont proposés pour être uti-lisés dans le cadre d’une lutte intégrée.


I. CARACTÉRISTIQUES BIOLOGIQUES DES NEMATODES

PHYTOPARASITES


1.1. Morphologie d’un nématode phytoparasite

Les nématodes parasites des plantes sont de petits vers transparents, ronds et de 0,5 mm de longueur en moyenne. Ce sont des microorga-nismes, invisibles à l’oeil nu, mais facilement observables sous la loupe binoculaire. Ils évoluent dans le sol et les racines et se caractérisent par un stylet piqueur creux qui permet de perforer les cellules des vaisseaux conducteurs de sève (Figure 1).

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I. Caractéristiques biologiques

1.1. Morphologie typique d’un nématode phytoparasite Les nématodes parasites des plantes sont de petits vers ronds de 0,5 mm de

longueur en moyenne. Ce sont des microorganismes, le plus souvent invisibles, qui

évoluent dans le sol et les racines. Ils se caractérisent par un stylet piqueur qui permet de

perforer les cellules des vaisseaux conducteurs de sève (Figure 1).

Figure 1 : Structure typique d’un nématode phytoparasite

1.2. Biologie et cycle de développement

1.2.1. Classification

Au sein du phylum des nématodes, le parasitisme végétal concerne 4 ordres, 45

familles et environ 5 000 espèces décrites à ce jour. En Côte d’Ivoire, 5 espèces de

nématodes appartenant à trois familles ont été identifiés comme les plus dommageables

en bananeraie (Figure 2, Tableau I). Il s’agit des nématodes Radopholus similis (Cobb,

1893 ; Thorne, 1949), Pratylenchus coffeae (Filipjev, 1936), Helicotylenchus

multicinctus (Steiner, 1945), Hoplolaimus parabolus (Schuurmans Stekhoven et

Teunissen, 1938) et Meloïdogyne (Goeldi, 1887).

1.2. Biologie et cycle de développement

1.2.1. Classification

Chez les nématodes, le parasitisme végétal concerne quatre ordres, 45 familles et environ 5 000 espèces décrites à ce jour. En Côte d’Ivoire, cinq espèces de nématodes appartenant à trois familles ont été identi-fiéescommelesplusdommageablesenbananeraie(Figure2,TableauI). Il s’agit de Radopholus similis (Cobb, 1893 ; Thorne, 1949), Pratylen-chus coffeae (Filipjev, 1936), Helicotylenchus multicinctus (Steiner, 1945), Hoplolaimus parabolus (Schuurmans Stekhoven et Teunissen, 1938) et Meloidogyne (Goeldi, 1887).

Figure 1 : Structure typique d’un nématode phytoparasite (Coyne et al.,2010)


1.2.2. Modes de parasitisme

On distingue généralement trois modes parasitaires. Les espèces qui ne font que piquer la racine et dont le corps reste entièrement à l’extérieur : les ectoparasites. Les espèces qui engagent l’extrémité antérieure du corpsdanslaracine:onparledesemi-endoparasites.Etenfin,cellesquipénètrent entièrement dans la racine : les endoparasites.

Évidemment, tous les nématodes sont migrateurs dans le sol, mais les semi-endoparasites et les endoparasites peuvent être migrateurs ou sédentaires dans la racine.

Figure 2 : Différentes espèces de nématodes phytoparasites rencontrées dans les des bananeraies de Côte d’Ivoire (Photo YEO G.)A: Radopholus similis, B: Pratylenchus coffeae, C: Hoplolaimus pararobustus, D: Meloidogyne sp. E: Helicotylenchus multicinctus

12 I GUIDE PRATIQUE CONTRE NÉMATODES PHYTOPARASITES9

Espèces Famille Descriptions morphologiques Dégâts

Radopholus similis

(Pratylenchidae)

endoparasites migrateurs

Femelle : vulve médiane, à 50-60 % de la longueur du corps Deux tubes génitaux développés chez les femelles Queue de la femelle : un peu conoïde et allongée, avec terminaison arrondie. Queue du mâle : allongée, conoïde, arquée ventralement, bourse s'étendant sur les 2/3 de la longueur de la queue

-détruit les parois cellulaires et provoque la formation de tunnels -nécroses en tiret qui peuvent s’étendre à l’ensemble de la racine -la chute ou le déracinement des plants

Pratylenchus coffeae

(Pratylenchidae)

endoparasites migrateurs

Femelle : vulve médiane, à 50-60 % de la longueur du corps Deux tubes génitaux développés chez les femelles Queue de la femelle : conoïde, ventralement concave, terminaison grossièrement arrondie, irrégulièrement crénelée Queue du mâle : convexe, conoïde, bourse s'étendant jusqu'à l'extrémité de la queue

-grandes nécroses de couleur noire ou violacée -cassure des racines -nécroses sur les rhizomes. -la chute ou le déracinement des plants

Helicotylenchus multicinctus

(Hoplolaimidae)

semi-endoparasite

Femelle : postérieure, à 60-70 % de la longueur du corps. Seul le tube génital antérieur est développé Queue de la femelle : terminaison hémisphérique annelée, avec généralement une courbure plus prononcée dorsalement que ventralement Queue du mâle : courte, avec projection ventrale en forme de doigt, bourse s'étendant jusqu'à l'extrémité de la queue

-diminution de l’ancrage des plants dans le sol -rabougrissement des plants -chlorose -allongement du cycle végétatif -réduction de la dimension des feuilles et de leur nombre

Meloidogyne sp (Heteroderidae)

endoparasites sédentaires

Femelle : postérieure, à 60-70 % de la longueur du corps ou corps sphérique à cou étroit Mâle : mâles et les juvéniles sont vermiformes. La région de la tête est haute, conique, non démarquée du corps, clairement annelée, sclérotisation céphalique et un stylet puissant. La queue est courte et hémisphérique, la bourse absente

-formation de galles -renflement des racines primaires et secondaires de nouvelles racines prolifèrent (balaie de sorcière)

Hoplolaimus pararobustus

(Hoplolaimidae)

semi-endoparasite

Femelle : vulve médiane, à 50-60 % de la longueur du corps. Deux tubes génitaux développés. Petite taille bombée. Mâle : région de la tête est haute, conique avec sclérotisation céphalique et un stylet (40-50 μm)

-diminution de l’ancrage des plants dans le sol -rabougrissement des plants -chlorose -allongement du cycle végétatif -réduction de la dimension des feuilles et de leur nombre

Tableau I : Caractères morphologiques et dégâts des nématodes parasites du bananier


1.2.3. Cycle de développement

Tous les nématodes phytoparasites ont le même cycle de développe-ment, avec une phase embryonnaire suivie de quatre stades juvéniles qui s’accompagnent de mues cuticulaires. La durée du cycle est très variable selon les espèces.

Radopholus similis est un nématode inféodé aux bananiers dont il est considéré comme étant le plus virulent sur bananier. Le cycle de vie de R. similis dans les racines de bananier, de l’œuf à l’œuf, se produit en 20 à 25 jours entre 24 et 32 ° C (Figure 3 A). Les femelles et les juvéniles sont les deux phases infestantes, et attaquent en particulier près de l’extré-mité des racines. Les mâles n’ont pas de stylets et ne peuvent pas se nourrir. Les femelles pondent en moyenne 2-6 œufs par jour.

Pratylenchus coffeae est un endoparasite migrateur du cortex, des cormes ou des tubercules, où il se nourrit et se multiplie. Les œufs sont pondus dans les tissus des racines et le cycle de vie complet de P. cof-feae est terminé dans le cortex racinaire au bout de quatre semaines, lorsque les conditions sont optimales (Figure 3 B). De l’œuf à l’adulte, le nématode passe par quatre stades juvéniles. La première mue a lieu dans l’œuf, les trois suivantes se produisent à l’extérieur de celui-ci. Les oeufs éclosent en 6 à 8 jours entre 28 et 30°C dans l’eau. La température optimale pour la pénétration, la colonisation et le développement de P. coffeae est de 25 à 30 °C (Acosta et Malek, 1979).

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1.2.2. Cycle de développement des nématodes

Tous les nématodes phytoparasites ont le même cycle de développement, avec une

phase embryonnaire suivie de quatre stades juvéniles qui s'accompagnent de mues

cuticulaires. Le premier stade juvénile se situe dans l'œuf. Mais la durée du cycle est très

variable selon les espèces.

Radopholus similis est un nématode inféodé aux bananiers, et considéré comme

étant le plus virulent sur bananier. Le cycle de vie de R. similis dans les racines de

bananiers, de l'œuf à l'œuf, se produit en 20 à 25 jours entre 24 et 32 ° C. Les œufs sont

amenés à éclore en 8 à 10 jours avec des stades juvéniles complets entre 10 et 13 jours.

Comme avec toutes les espèces de nématodes, il y a quatre stades juvéniles : la première

étape (J1) se développe dans l'œuf, puis mue et apparaît comme un nématode J2. Les

femelles et les juvéniles sont les deux phases infestantes, et attaquent en particulier près

de l'extrémité des racines. Les mâles n’ont pas de stylets, et ne peuvent se nourrir. Les

femmes pondent en moyenne 2-6 œufs par jour.

Figure 3. Cycle de développement de Radopholus similis (d’après Brooks, 2008) Figure 3. Cycle de développement de Radopholus similis (d’après Brooks, 2008)


Figure 4. Cycle de développement de Pratylenchus coffeae (d’après Agrios, 2005)

1.2.4. Forme de dissémination

Les jeunes nématodes appelés juvéniles constituent la seule forme librequisedéplacedanslefilmd’eaurecouvrantlesparticulesdesol.Cette juvénile s’insinue dans la racine jusqu’aux faisceaux vasculaires qu’elle pique de son stylet. Elle se nourrit de la sève et perturbe la mul-tiplication des cellules de la racine. Ceci peut aboutir à la formation d’une galle (Meloidogyne) ou à la mort des cellules, provoquant des nécroses (Radopholus similis et Pratylenchus coffeae).

1.2.5. Exigences écologies écologiques

Le cycle de développement des nématodes est très lié aux conditions dumilieu.Unetempératured’environ26°Cestsuffisantepouraccé-lérer le cycle, mais au-delà de 40 °C, il est freiné (effet létal, d’ailleurs


utilisé lors des désinfections à la vapeur). En début de saison plu-vieuse, les populations de nématodes explosent, augmentant ainsi les risques d’attaques sur les racines de bananier. Les excès d’eau ou les sécheresses sont néfastes aux nématodes, bien que dans ces cas, lesmassesd’œufsconstituentuneformederésistancesouventeffi-cace. Les nématodes préfèrent les sols légers et aérés où leurs dépla-cements sont facilités, aux sols lourds riches en argiles ou en matière organique.Ce ravageur peut descendre profondément dans le sol à plus de 50 cm ou demeurer à l’intérieur des racines, rendant ainsi la lutte très difficile.


II. DÉGÂTS DES NÉMATODES PARASITES DU BANANIER


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rouge violacé foncé. Ces lésions peuvent s'élargir jusqu'à former des zones nécrosées de

couleur noir violacé qui s'étendent généralement à l'ensemble du cortex, sans toutefois

atteindre le cylindre central. Les racines primaires, secondaires et tertiaires peuvent être

affectées. Il en résulte le dépérissement de la partie de la racine attaquée (Figure 3).

Figure 3 : Lésions (A) et nécroses (B) des racines de bananier

Sur les souches, on peut voir des lésions de couleur noir violacé autour de la base

des racines et/ou d'autres parties de la souche. Les lésions situées autour de la base des

racines peuvent s'élargir et détruire cette base, entraînant la mort de l'ensemble de la

racine. Les lésions présentes sur la souche peuvent avoir plusieurs centimètres de

profondeur.

Les endoparasites sédentaires (Meloidogyne spp.) provoquent la formation de

galles sur les racines primaires et secondaires. Ces symptômes sont des renflements

Lésion

Nécrose

Figure 5 : Lésions et nécroses des racines de bananier (Photo - Yeo G.)

2.1. Dégâts sur les racines et les bulbes

Les endoparasites (Radopholus similis, Pratylenchus coffeae et Me-loidogyne sp.) et les semi-endoparasites (Hoplolaimus parabolus et Helicotylenchus multicinctus) endommagent les racines et les souches de manière similaire. Se déplaçant à l’intérieur des racines et des souches pour se nourrir, ces nématodes créent des lésions. Dans les racines, les premiers dégâts apparaissent extérieurement sous forme de petites lésions de couleur rouge violacé foncé. Celles-ci peuvent s’élargir jusqu’à former des zones nécrosées de couleur noir violacé qui s’étendent généralement à l’ensemble du cortex, sans toutefois atteindre le cylindre central. Les racines primaires, se-condaires et tertiaires peuvent être affectées. Il en résulte le dépéris-sement de la partie de la racine attaquée (Figure 5).


Sur les bulbes après parage, l’on peut voir des lésions de couleur noir violacé autour de la base des racines et/ou d’autres parties de la souche. Les lésions situées autour de la base des racines peuvent s’élargir et détruire celle-ci, entraînant la mort de l’ensemble de la ra-cine. Les lésions présentes sur la souche peuvent avoir plusieurs cen-timètres de profondeur.

Les endoparasites sédentaires (Meloidogyne spp.) provoquent la for-mation de galles sur les racines primaires et secondaires. Ces symp-tômessontdes renflements irréguliers, souvent situésà l’extrémitéde la racine (Figure 6). Sur les racines primaires épaisses et charnues, cesrenflementsnesontpastoujoursapparents.Mais,enfendantcesracines dans le sens de la longueur, l’on peut voir à l’intérieur du cor-tex des sortes de petits trous blancs et marron foncé qui contiennent lesfemellesrenflées.LesracinesinfectéesparMeloidogyne spp. ont souvent une croissance amoindrie.

2.2. Impacts sur la plante entière

Les dégâts des nématodes sur les racines affectent le fonctionnement du système racinaire à deux niveaux :

−lacapacitéd’ancrage;−lacapacitéd’absorptionetdetransportdel’eauetdeséléments nutritifs.


−lachuteouledéracinementdesplants(Figure7);−lerabougrissementdesplants;

Figure 6 : Galles sur racines de bananier dues à Meloidogyne spp. (Photo - Yeo G.)

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irréguliers, souvent situés à l'extrémité de la racine (Figure 4). Sur les racines primaires

épaisses et charnues, ces renflements ne sont pas toujours apparents. Mais, en fendant ces

racines dans le sens de la longueur, on peut voir à l'intérieur du cortex des sortes de petits

trous blancs et marron foncé qui contiennent les femelles renflées. Les racines infectées

par Meloidogyne spp. ont souvent une croissance amoindrie.

Figure 4 : Galles sur racines de bananier dues à Meloidogyne spp.

Femelle renflée

Galle


Figure 7 : Chute des pieds de bananier par suite d’une infection de nématodes(Photo A - Yeo G. / Photo B - Pattison 2010))

−lachlorosedesfeuilles;−laréductiondeladimensiondesfeuillesetdeleurnombre;−laréductiondupoidsdesrégimes;−l’allongementducyclevégétatif;−laréductiondeladuréedevieproductivedelaplantation.

Si les dégâts des nématodes sur les racines sont sévères, il arrive souvent que le pseudo-tronc casse à mi-hauteur. Les chutes de ren-dement dues aux nématodes sont rarement perceptibles la pre-mière année d’infestation (population de nématodes trop faible). Par contre, si les cultures sensibles se succèdent pendant deux ou trois ans, la récolte peut se trouver gravement compromise dès la troisième année. Il n’est pas rare d’observer des pertes annuelles de rendement allant de 20 à 75 % en bananeraie (Sarah et al., 1996).


III. STRATEGIES ET TECHNIQUES DE GESTION DES

NEMATODES


3.1. Échantillonnage pour déterminer la présence des nématodes

Il est important de détecter la présence de nématodes à un stade précoce de développement à travers l’échantillonnage et l’analyse. Après avoir observé les symptômes d’une possible infestation par les nématodes, l’étape suivante consiste à collecter des échantillons de sol et de racines des plantes infestées. Ces échantillons sont à analy-seraulaboratoire,afindedéterminerquelsnématodessontprésentset à quelle densité.

3.1.1 Nombre d’échantillons à prélever

Ilestpréférabledecollecterassezd’échantillonsafind’assurerunereprésentativité suffisante de la distribution des nématodes dansle champ. Plus grand sera le nombre de sous-échantillons (prises) combinés pour former l’échantillon composite pour chaque champ, plus précise sera l’estimation. La procédure d’échantillonnage et le nombre d’échantillons collectés doivent couvrir l’ensemble de la par-celle parce que les nématodes sont inégalement répartis et regrou-pés sur celle-ci. À titre d’exemple, pour une surface de 0,5 à 1 hectare, l’échantillonnage devrait comprendre entre 10 et 50 prélèvements rassemblés en quatre ou cinq échantillons composites. L’ensemble de ces échantillons composites est représentatif de la surface du champ évaluée.

3.1.2 Schémas d’échantillonnage

Les schémas d’échantillonnage peuvent être aléatoires ou systéma-tiques (Figure 8). L’échantillonnage aléatoire ne prend pas en compte la nature agrégée de la distribution des nématodes et n’est seule-ment représentatif que pour des petites surfaces. L’échantillonnage systématique est une voie plus structurée dans la collecte des échan-tillons qui prend en compte le champ dans sa globalité et la distribu-tion agrégée des nématodes.

Figure 8 : Schémas d’échantillonnage des nématodes. (a) Echantillonnage aléatoire ; (b-c-d) Echantillonnage systématique (Coyne et al., 2010)


Figure 9 : Schéma des périodes propices de prélèvement pour l’analyse nématologique des racines au cours du développement des bananiers

3.1.3 Période d’échantillonnage

La période optimale d’échantillonnage varie selon les espèces cultivées et les stades de développement de la plante ainsi que des objectifs poursuivis (diagnostic ou prévisionnel). D’une manière idéale, en culture de bananier, les échantillons devraient être préférentiellement collec-tésaumilieudelapériodedecroissanceouàlajetée(floraison)envued’établir le diagnostic (Figure 9).

3.1.4 Collecte des échantillons de sol (au cours de la jachère)

D’une manière générale, il est recommandé d’éviter de collecter des échantillons de sol trop sec ou trop humide (Figure 10). Il est préférable de diviser les très grandes surfaces (supérieures à 1 hectare) en parcelles élémentaires d’un hectare pour l’échantillonnage. Prendre ensuite de 10 à 20 sous-échantillons et les rassembler pour former un échantillon composite de 1 à 2 kg (Voir le schéma d’échantillonnage). Prendre soin d’ensacher, d’étiqueter et de refermer hermétiquement le sachet conte-nant l’échantillon

Figure 10 : Schéma de prélèvement pour l’analyse nématologique des sols au cours de la jachère


3.1.5 Collecte des échantillons de racines de bananier

Les racines doivent être collectées au même moment et au même emplacement que les échantillons de sol (Voir le schéma d’échantil-lonnage). En général, les racines sont placées dans le même sachet quelesol,afind’aideràlespréserver.Unprélèvementde25à100gderacinessuffit.Ilfautéviterdepréleverdeséchantillonssurdesplantesmortes ou en état de sénescence avancée, parce que les nématodes ont déjà souvent quitté ces plantes pour d’autres sources de nourriture. Lorsque les plantes sont de petite taille, l’ensemble du système raci-naire peut être considéré comme le sous-échantillon. Il faut prélever la plante entière et son système racinaire à l’aide d’une pelle-bêche.

3.2 Précautions pour limiter les dégâts des nématodes

3.2.1 Choix de la zone de culture

La sélection de la zone de culture doit tenir compte des conditions pédoclimatiques de la région. Il faut choisir une région pour l’implan-tation de la parcelle présentant un faible taux de nématodes phytopa-rasites du bananier. Sélectionner une zone géographique inadaptée aux espèces de nématodes ciblées. La population des espèces de né-matodes inféodées (R. similis et P. coffeae) au bananier est plus élevée dans la zone sud de la Côte d’Ivoire qui est le bassin de production de la banane que dans le centre.

3.2.2 Choix du site de plantation

Pour la mise en place de la plantation, il faut tenir compte de la carte de la distribution des nématodes sur le site, selon les conditions en-vironnementales, antécédents culturaux, etc. Bref, il faut choisir les conditions pédologiques ou climatiques qui sont propice à la culture du bananier tout en défavorisant la prolifération des nématodes. Il est mieux d’éviter les anciennes bananeraies où la fertilité du sol peut être faible et les conditions phytosanitaires souvent mauvaises. Aussi, en règle générale, il faut s’abstenir de cultiver le bananier sur une parcelle infestée.

3.2.3 Choix de la date de plantation

Pour les cultures de bananiers précoces, plus la date de plantation sera avancée, plus les plants auront le temps de bien s’implanter avant le réveil des populations de nématodes pendant la saison des pluies.


De même, pour les cultures tardives de saison pluvieuse, les bananiers plantés tardivement seront moins attaqués que ceux mis en culture pendant la grande saison des pluies et la petite saison pluvieuse où l’humidité est abondante.

3.2.4 Sélection du matériel végétal de plantation

Vérifier ladisponibilitéenmatérielvégétalsain (absencedenémato-des) avant la mise en place de la plantation.

Utiliser des vitroplants : le matériel végétal utilisé peut-être constitué des vitro-plants. Une solution alternative pour les petits producteurs consiste à utiliser une technique de multiplication de masse in vivo, afindeproduiredesplantsassainis.

Utiliser des variétés résistantes ou tolérantes : de nouvelles variétés de bananiersontdéveloppéesafinderésisterauxattaquesdesnémato-des. Ainsi, les laboratoires de production de « vitroplants » ont créé la lignée MA13, une variété sélectionnée par le Cirad, Vitropic S.A à Mont-pellier et Rahan Meristem à Kibbutz Rosh Hanikra (en Israël).

Dans le cas des bananiers plantain, les hybrides PITA 3 et FHIA 21 sont tolérants aux attaques des nématodes phytoparasites.

Toutefois, il faut éviter la monoculture des variétés sur une longue pé-riode.

3.3 Mesures de biosécurité pour le contrôle des nématodes

3.3.1 Inspection, certification et mise en quarantaine du matériel végétal

Lacertificationdumatérielvégétalapourobjectifdemettreàladispo-sition des agriculteurs des semences et des plants de qualité.

Au-delàdurecoursaumatérielvégétalcertifiéquigarantitunequalitésanitaire initiale de la culture, l’implantation de variétés résistantes ou tolérantes aux bio-agresseurs ou également défavorables à leur instal-lationainsiqu’àleurpropagation,contribueefficacementàlimiterlespertes dues aux nuisibles.

L’inspection consiste en un suivi régulier des populations de némato-des dans les différentes parcelles de la plantation ainsi que du matériel


végétal de plantation. Le matériel végétal de plantation reçu de l’exté-rieurdoitêtreplacéenquarantainepourobservationafindes’assurerqu’il ne contient pas de nématodes parasites du bananier.

3.3.2 Traitement des rejets de bananier infestés

Quel que soit le type de rejet et sa hauteur, les précautions suivantes sont conseillées :

. parage : sectionner les racines à 2 ou 3 cm du bulbe et ôter les feuilles pour réduire l’évapotranspiration excessive (Figure 11 A).

. pralinage : tremper la base du plant dans un mélange d’eau et de terre (boue) additionné d’un nématicide pour favoriser la reprise et éliminer les nématodes éventuels (Figure 11 B).

Figure 11 : Traitements des rejets de bananier (Sarah et al., 1996).

3.3.3 Prévention contre les nématodes* Il est important de contenir les nématodes hors des parcelles. Les quatre actions ci-dessous peuvent permettre d’atteindre cet objectif. *

- Stock de semences : utiliser des semences et des jeunes plants sans tracedeterreadhérente.Vérifierquelesjeunesplantsneprésentent pas d’anormalités, comme des galles ;

-Hygiènedumatériel:ilfautquelesmachinessoientimpeccables,afin de ne pas introduire de «sol étranger » dans les locaux de l’exploitation ;

- Maitrise des mauvaises herbes : les mauvaises herbes permettent la reproduction des nématodes, à la fois pendant la culture et après. Il est


conseillé d’en assurer une bonne gestion ; - Rechercher des signes d’infestation de nématodes en les surveillant pendant la période de croissance de la culture. Si une zone est suspectée, prélever un échantillon pour analyse. Vérifier la certification des livraisons des semences de base et des plants car la plupart du temps, c’est l’utilisateur qui rapporte les défauts et dégâts.

3.3.4 Optimisation de la santé du bananier

Gestion de la nutrition : il faut procéder à une bonne préparation du sol pour le bananier. Un bananier bien nourrit et bien traitée a la capacité de mieux résister à une invasion de nématodes qu’un bananier chétive et mal alimenté. Les bananiers ont des besoins très importants en azote et en potassium et faibles en phosphore. Ceux-ci doivent être comblés pour une production optimale.

Qualité de l’eau d’arrosage des plants de bananier : l’eau utilisée pour le sevrage et l’endurcissement des « vitro-plants » de bananiers doit éga-lementêtrecontrôlée.Eneffet,lesnématodespeuventêtredisséminéspar l’eau des rivières et introduits dans les pépinières par le matériel de pompage. Il peut donc s’avérer nécessaire d’équiper les pompes à eau avecdesfiltresde5μmdemailleafind’éviterlacontaminationdel’eaud’irrigation.

3.4 Biodésinfection des sols

3.4.1 Mise en jachère de la plantation

La banane est généralement produite en monoculture, pendant de nom-breuses années sur un même terrain. A la longue, ce type d’exploitation finitparposerdesproblèmesd’ordrephytosanitaire.Lajachèreestuneétape de la rotation des cultures où cette parcelle n’est délibérément pas utilisée pour cultiver. La mise en jachère répond au besoin pour le sol de recouvrer son potentiel de production et de réduire les niveaux de po-pulation de ravageurs surtout des nématodes. Les nématodes ravageurs du bananier sont des endoparasites migrateurs stricts capables d’effec-tuer la majeure partie de leur cycle de vie dans les racines. Aucune forme de résistance en dehors de ses plantes hôtes n’est possible (Gowen et Quénéhervé, 1990). Il existe plusieurs types de jachères : jachère nue, ja-chère spontanée et jachère améliorée. Des fossés de drainage devraient être creusés pour protéger les jachères et les parcelles assainies contre la contamination par l’eau.


• Jachère spontanée

Dans ce type de jachère, après élimination des bananiers par injection avec un herbicide ou par dessouchage mécanique, la parcelle est abandonnée sans entretien particulier (Figure 12). Différentes espèces de plantes s’y développent et des poses de pièges à charançon y sont effec-tuées régulièrement.

• Jachère nue

La diversité des adventices hôtes de R. similis (Quénéhervé et al., 2000) a contraint à développer le principe d’une « jachère nue » ou « jachère entretenue », qui consiste à détruire périodiquement la cou-verture végétale avec un herbicide systémique dès que les plantes ré-servoirs atteignent le stade épiaison pour les graminées dominantes oufloraisonpourlessolanacéeseturticacées(Figure13).Cetypedejachère est de moins en moins utilisée. Toutefois, si 1’effet sur les né-matodes est intéressant, l’on constate une baisse de fertilité du sol. Pour pallier cela, l’on fait appel à des plantes non-hôtes du parasite, d’où le terme de « jachère améliorée ».

Figure 12 : Image de jachère spontanée (Anonyme 2)

Figure 13 : Image de jachère nue (Anonyme 2)


• Jachère améliorée

L’utilisation de plantes non hôtes des nématodes du bananier en ja-chèreconstitueunmoyenefficacepourpoursuivre l’assainissementdes sols et la prophylaxie sanitaire. En Côte d’Ivoire, plusieurs espèces de plantes non-hôtes peuvent être cultivées en rotation avec les bananiers : Tithonia diversifolia, Brachia-ria decumbens et Panicum maximum (poacées fourragères) ; Crota-laria retusa et Cajanus cajan (Légumineuses).

Attention : après une jachère avec B. decumbens ou P. maximum, une légère baisse transitoire de rendement peut s’observer pendant un ou deux ans suivis d’un booste de la productivité.

Exemples de mise en œuvre de la technique de jachère

√ Jachère assainissante de Tithonia diversifolia

Tithonia diversifoliaestuneplanteàfleursdelafamilledesAstera-ceae (Figure 14). La plantation de boutures de Tithonia à raison de 3 kg/ha dans la jachère entraine le contrôle des nématodes.

Figure 14. Couverture de Tithonia diversifo-lia sur un champ en jachère

√ Jachère assainissante de Brachiaria decumbens

Brachiaria decumbens ne favorise pas la multiplication de Radopholus similis et Pratylenchus coffeae, les deux principaux nématodes des bananiers (Figure 15). Le se-mis se fait de préférence en lignes ou à la vo-lée, et les graines seront légèrement recou-vertes (1 à 2 cm de profondeur). La densité de semis préconisée est de 8 kg / ha.

Figure 15. Planche en jachère recouverte par Brachiaria decu-mbens à Akréssi en Côte d’Ivoire


√ Jachère assainissante de Panicum maximum

Le panicum ou herbe de Guinée est non hôte des principaux né-matodes phytoparasites du bananier (Figure 16). Il est possible de le multiplier soit par boutures collectées directement sur des zones où l’espèce est déjà présente ou par graines acquises chez un semencier.

Le semis se fait de préférence en lignes ou à la volée, et les graines seront légèrement recouvertes (1 à 2 cm de profondeur). La densi-té de semis préconisée est de 5 kg / ha.

Figure 16. Grains (A) et planche (B) en jachère recouverte par Panicum maximum à Akréssi en Côte d’Ivoire

√ Jachères de plantes à propriétés allélopathiques : les crotalaires (Crotalaria retusa) Les crotalaires (Figure 17) ne sont pas hôtes des principaux néma-todes des bananiers que sont Radopholus similis et Pratylenchus coffeae. Elles sont connues pour leurs propriétés nématicides du fait de leur production d’alcaloïdes.

Le semis se fait en lignes, et les graines seront légèrement recou-vertes (1 à 2 cm de profondeur) à une densité de 25 plants / m2. Elleboucle son cycle en troismois au termeduquel une vérifi-cation de l’état d’assainissement de la parcelle est conseillée. La crotalaire constitue un engrais vert nématicide intéressant (du fait que c'est une légumineuse, son enfouissement constitue une fumure azotée non négligeable). Il faut impérativement l’enfouir pour avoir une action nématicide.


Figure 17. Graines (A) et planche (B) en jachère recouverte par Crotalaria retusa à Akréssi en Côte d’Ivoire

Figure 18 : Rotation de Panicum maximum et Crotalaria retusa pour l’assainissement d’une parcelle

En raison de son cycle court les crotalaires peuvent être associées (Figure 18) à P. maximum ou à B. decumbens

Exemple de de gestion de jachère améliorée :

√ Jachère restauratrice de Cajanus Cajan

Le Cajanus cajan ou pois d’Angole est une légumineuse (Figure 19). Elle permet ainsi d’injecter rapidement du carbone dans les horizons de surface, mais aussi directement en profondeur. La fertilité et la structure du sol en sont améliorées durablement. Grâce à sa vigueur, sa croissance rapide, elle est capable de dominer les adventices dès 3 mois. Le semis se fait en lignes, et les graines seront légèrement recouvertes (1 à 2 cm de profondeur) à une densité de 25 plants / m2.

5 cm


Figure 19. Graines (A) et planche en jachère (B) recouverte par Cajanus cajan à Akréssi en Côte d’Ivoire

3.4.2 Plantes de couverture contre les nématodes

Des plantes de couverture non hôtes de R. similis peuvent aussi être cultivées en association avec les bananiers, pour lutter contre les nématodes. Cette association favorise également la biodiversité telluriqueetlesespècesbénéfiquesducompartimentbiotiquedessols. C’est le cas de deux associations culturales aux Antilles en vue d’éliminer les nématodes dans les bananeraies : l’association Bana-niers-Impatiens et l’association Bananiers-soja pérenne (Figure 20).

Figure 20. Association culturale des bananiers-Neonotonia wightii (A) et bananiers-Impatiens (B) aux Antilles (Risède et al. 2010)

5 cm


Figure 21. Submersion des sols avec 30 à 50 cm d’eau en vue d’éliminer les nématodes (Terre-net. 2016)

3.4.3 Rotation des cultures

Avant de faire une rotation du bananier avec une autre culture pour réduire les niveaux de population de nématodes, certains aspects doivent être pris en compte :

−lestatutd’hôtedenématodesdelaculture;

−lapossibilitéd’introduiredenouveauxparasitesquiattaqueront les bananiers ;

−laduréedelarotation.

Des expériences de rotation des cultures au Cameroun ont montré que les rotations du manioc réduisaient les niveaux de Radopholus similis (Price 1994). En Afrique du Sud, une rotation à long terme avec lacanneàsucres’estrévéléeefficacepoursupprimerlesnématodesmigrateurs (Robinson et al., 2010).

3.5 Pratiques culturales et environnementales pour le contrôle des nématodes

3.5.1 Inondation des parcelles

La submersion des sols avec 30 à 50 cm d’eau pendant 5 à 10 semaines peut permettre d’éliminer les nématodes qui meurent par manque de nourriture, asphyxie et intoxication (Figure 21). Avec cette technique, Radopholus similis est totalement éliminé au bout de 10 semaines. Les autres espèces subsistent encore en de très faibles quantités.


3.5.2 Réalisation de canaux ou fossés de drainage Elle consiste à creuser des fossés de 50 à 80 cm de profondeur autour des parcelles (ou de secteurs de l’exploitation) qui ont été assainies,afindelimiterladisséminationdesnématodesparruis-sellement de l’eau provenant des parcelles contaminées (Figure 22). Cette mesure permet de réduire, et de diférer de plus de trois ans la réinfestation des parcelles (Risède et al., 2010).

Figure 22. Fossé de 50 à 80 cm de profondeur autour des parcelles assai-nies pour limiter la réinfestation par les nématodes (La-Croix. 2016)

Figure 23. Exemples de prototypes d’asso-ciation des cultivars de bananier

3.5.3 Mélange de cultivars de bananier contre les nématodes

La combinaison de plusieurs variétés - prototypes (P) - dans une mêmeparcelle estuneméthodeefficacedegestiondespopu-lations de nématodes. Des prototypes (P) composés de l’associa-tion rationnelle de cultivars sensibles (S) à des variétés de bana-nier plus résistantes (R) aux attaques des nématodes (Figure 23), permettent de réduire la pression parasitaire au pied du cultivar sensible dans les plantations et d’accroître la production.


3.5.4 Destruction des plantes infestées

Cette méthode consiste à détruire le système radiculaire des ba-naniers infectés et prévenir l’apparition de repousses de bana-nier capables de maintenir un inoculum de base dans le temps (Chabrier et Quénéhervé, 2003). Le but est d’assainir le sol en privant les nématodes de leur hôte (racines vivantes, repousses). Cetteméthode,particulièrementefficaceetutiliséeaujourd’huidans toutes les plantations ivoiriennes, repose sur l’injection de glyphosate dans le faux tronc des bananiers (Figure 24).

Figure 24. Bananiers détruits par injection d’herbicide (Chabrier et Qué-néhervé, 2003)

3.5.5 Désherbage des plantations

La maîtrise de l’enherbement permettra de freiner une population de nématodes mais rarement de l’éliminer. Les mauvaises herbes peuvent abriter des nématodes et autres parasites nuisibles au ba-nanier. Les adventices hôtes des nématodes phytoparasites les plus rencontrées dans les bananeraies de Côte d’Ivoire (Figure 25) sont :

− Asystasia gangetica : hôte de Radopholus similis, Pratylenchus coffeae et Helicotylenchus multicintus

− Phyllanthus amarus : hôte de Helicotylenchus multicintus

− Centrosema pubescens et Chromolaena odorata : hôte de Pratylenchus coffeae et Helicotylenchus multicintus


− Eleusine indica : hôte de Radopholus similis. Durant tout le cycle de culture, il est conseillé d’éviter l’état d’enher-bement de la parcelle par le désherbage manuel, notamment par la réalisation du sarclage, binage ou griffage, lorsque les adventices com-mencent à se développer sur les planches en culture.

Une application d’herbicide peut être réalisée dans les allées séparant les lignes des pieds de bananier : pour cela, il est possible d’utiliser du fluzalifop-p-butylouduglyphosateparexemple(TableauII).

28

Désherbage des plantations

La maîtrise de l’enherbement permettra de freiner une population de nématodes

mais rarement de l'éliminer. Les mauvaises herbes peuvent abriter des nématodes et autres

parasites nuisibles au bananier. Les adventices hôtes des nématodes phytoparasites les plus

rencontrées dans les bananeraies de Côte d’Ivoire (Figure 25) sont :

− Asystasia gangetica : hôte de Radopholus similis, Pratylenchus coffeae et

Helicotylenchus multicintus

− Phyllanthus amarus : hôte de Helicotylenchus multicintus

− Centrosema pubescens et Chromolaena odorata : hôte de Pratylenchus

coffeae et Helicotylenchus multicintus

− Eleusine indica : hôte de Radopholus similis.

Durant tout le cycle de culture, il est conseillé d’éviter l’état d’enherbement de la parcelle

par le désherbage manuel, notamment par la réalisation du sarclage, binage ou griffage,

lorsque les adventices commencent à se développer sur les planches en culture.

Une application d’herbicide peut être réalisée dans les allées séparant les lignes des

pieds de bananier : pour cela, il est possible d’utiliser du fluzalifop-p-butyl ou du

glyphosate par exemple (Tableau II).

Tableau II : Exemples d’herbicides et doses appliquées pour le contrôle des adventices

Matière

active

Quantité de

matière active

Produit

commercial

Dosage du

produit

commercial

Remarques importantes

Glyphosate 100 à 300 g de

glyphosate

pour 1000 m2

Glyfos à

360g/l de

glyphosate

275 à 830 ml

de Glyfos pour

1000 m2

Au moins 15 jours avant

plantation ou dans les allées

1 application maximum par an

fluzalifop-

p-butyl

25 g de

fluzalifop-p

pour 1000 m2

Fusilade

Max à 125g/l

de fluzalifop-

p

200 ml de

Fusilade Max

pour 1000 m2

Appliquer après l’apparition

des mauvaises herbes

1 application maximum par an

Tableau II : Exemples d’herbicides et doses appliquées pour le contrôle des adventices

Asystasia gangetica

Phyllanthus amarus

Phyllanthus amarus

Centrosema pubescens


Chromolaena odorata Eleusine indica

Figure 25. Exemples d’adventices hôtes des nématodes phytoparasites en bananeraie.

3.6 Contrôle biologique

Paecilomyces lilacinus est un champignon qui parasite les œufs, les juvéniles et les adultes de R. similis. Il peut être appliqué en immer-sion, en trempage dans le sol ou incorporé dans le sol. Des formula-tions liquides et en poudre contenant P. lilacinus et Paecilomyces oxalicumsontcommercialisées.DesextraitspurifiésdePenicillium oxalicum, Penicillium anatolicum et Aspergillus niger ont montré une forte activité nématicide. Des souches de la bactérie Pseudo-monas fluorescens inhibent l'invasion des racines de bananier par R. similis.

3.7 Méthodes physiques de désinfection des sols

Ces méthodes consistent à élever la température du sol à un niveau létal pour les nématodes (de 40 °C à 60 °C).

3.7.1 Désinfection des sols par injection de vapeur d’eau

Elle consiste à injecter de la vapeur d’eau sous une bâche étanche recouvrant le sol pendant 1 h 30 min à 3 h (Figure 26). La profondeur traitéeestde10à20cmlorsquelesolestfinementpréparé.Cetteméthodeestefficaceàcourtterme.


13

- Le nettoyage des jachères pour éliminer les nématodes du sol

- La réalisation de fossés d’isolation pour retarder la ré-contamination des jachères et des

parcelles déjà assainies,

- l'inondation (les nématodes meurent par asphyxie).

3.2. Méthodes de lutte thermique Ces méthodes consistent à élever la température du sol à des niveaux létaux pour

les nématodes (de 40 °C à 60 °C).

3.2.1. Désinfection vapeur

Elle consiste à injecter de la vapeur d’eau sous une bâche étanche recouvrant le

sol pendant 1 h 30 à 3 h. La profondeur traitée est de dix à vingt centimètres lorsque le

sol est finement préparé.

Avantages : efficace à court terme.

Inconvénients : destruction de l'ensemble de la microfaune du sol ; à répéter chaque

année (seules les couches superficielles du sol sont nettoyées) ; compter autour d’un mois

pour traiter un hectare.

Figure 8 : Désinfection vapeur du sol

3.2.2. Solarisation

Ici, ce sont les rayonnements solaires qui constituent la source de chaleur. Après

avoir fait un travail fin du sol et l'avoir rempli à la capacité au champ, on couvre le sol

avec une bâche plastique transparente pendant au moins cinq semaines. L'eau est ici le

vecteur de l'échauffement du sol. Une goutte à goutte est nécessaire pour maintenir

Figure 26. Désinfection par injection de vapeur dans le sol (agri-mag. 2017)

Figure 27. Recouvrement du sol avec une bâche plastique transparente (pomeco. 2014)

3.7.2 Désinfection des sols par la chaleur : la solarisation

La solarisation est une technique de désinfection du sol utilisant l’énergie solaire. Après avoir aplani et arrosé le sol pour atteindre la capacité au champ, l’on couvre le sol avec une bâche plastique transparente, sans perforation, pendant au moins 5 à 8 semaines. L’eau est ici le vecteur de l’échauffement du sol. La bâche doit être plaquée au sol pour empêcher la repousse des adventices (Figure 27).Cettetechniqueutiliséeseuleesttrèspeuefficacecarlatempé-rature n’est pas assez élevée et la profondeur atteinte est trop faible (20 à 40 cm).


Figure 28. Trempage des rejets de bananier nettoyés dans de l’eau chaude pen-dant 20 mn

3.7.3 Traitements des rejets à l’eau chaude

La technique des traitements à l’eau chaude, consiste à assainir des lots de semences, des plants ou des produits de récolte en éliminant agents pathogènes et ravageurs par l’action de la cha-leur (Figure 28). Une de ces méthodes est d’éplucher des bulbes superficiellementpourenleverdestissuslésés,suivied’untrai-tement à l’eau chaude (52 à 55 °C) pendant 20 mn (Sarah et al., 1996).

3.8 Nématicides chimiques

La lutte chimique permet de maitriser avec succès les nématodes pa-rasites du bananier. Cette approche reste encore la plus utilisée malgré des effets secondaires négatifs sur l’écosystème et plus généralement sur 1’environnement.

On distingue habituellement deux grandes catégories de nématicides chimiques.

• les nématicides de contact qui comprennent les fumigants (organohalogénés), les thiocyanates et des organo-phosphorés.

• lesnématicidessystémiquesappelésnon-fumigantsquiprésentent une certaine action de contact et qui comprennent les organo- phosphorés et les carbamates.

5 cm


3.8.1 Nématicides fumigants

La principale caractéristique des fumigants est d’avoir une tension de vapeur élevée dans le sol. Cela leur confère une volatilité variable suivant les produits. Pour parvenir à la destruction du nématode, un contact prolongé est indispensable. Ainsi, pour obtenir de bons résultats, il faut que le sol soit meuble, riche en matière organique et avoir une température moyenne comprise entre 20 °C et 25 °C. II est en outre recommandé d’attendre 3 à 4 mois avant la transplantation des rejets (temps correspondant à la diffusion des nématicides).

3.8.2 Nématicides non-fumigants

Ces nématicides sont caractérisés par une tension de vapeur assez faible et agissent sur les nématodes présents à 1’intérieur des racines des plantes grâce à leurs propriétés systémiques. Ils agissent faiblement sur les nématodes présents dans le sol sauf les produits de contacts.

Pour lutter efficacementcontre lesnématodesparasitesdubananieravec ces produits, il est conseillé d’intervenir juste avant ou au début des périodes les plus favorables à la prolifération du ravageur. Dans le sol, au cours du développement des infestations racinaires, périodes d’intersai-sons, à la fois chaudes et humides, qui correspondent par ailleurs à une forteactivitéphysiologiquedelaplante(lamiseàfleur),conditionindis-pensable à une bonne absorption et à une bonne utilisation de ce type deproduitparcelle-ci.Enintervenantavecdesproduitsdont1’efficaciteestsuffisammentpersistante,l’onarrêteouralentitledéveloppementdes populations existant dans les racines.

3.8.3 Traitement des rejets de bananier à la plantation

II consiste à diminuer 1’inoculum du sol et à protéger les premières racines émises par les jeunes plants. Deux cas sont possibles :

- avoir recours aux fumigants avant la mise en terre des rejets ;

- incorporer au sol des formulations granulées au moment de la formation des planches, ou bien, attendre les premières émissions racinairesavantdelesappliqueraupiedsdesplantsafindepermettre l’absorption de la majeure partie du produit. Cette technique n’est cependantpleinementefficacequ’enpériodepluvieuse(TableauIII).


Tableau III : Exemples de nématicides appliquées lors de la phase végétative de production du bananier

3.8.4 Traitement au cours de la phase végétative du bananier

Plusieurs approches sont utilisées :

- le nématicide peut être appliqué au début des périodes favorables à la croissance de la plante (début des pluies), à la réceptivité du pro-duit par celle-ci (3 mois après plantation des rejets) ou au développe-ment des populations de nématodes. Par exemple une à deux appli-cations sont habituellement nécessaires suivant la longueur du cycle du bananier de préférence entre le 3ème et le 6ème mois qui suit la plantation (Figure 29) ;

- les traitements peuvent être réalisées essentiellement après une analyse nématologique dans un laboratoire spécialisé. Le niveau d’in-festation de la plantation sera un outil d’aide de décision à l’applica-tion d’un nématicide (tableau IV).

Figure 29. Chronogramme en bananeraie des traitements nématicides

33

afin de permettre l’absorption de la majeure partie du produit. Cette technique n’est

cependant pleinement efficace qu’en période pluvieuse (Tableau III).

Tableau III : Exemples de nématicides appliquées lors de la phase végétative de production du bananier

Mois

d’apport

1 3 12

Période du

cycle

Plantation des

plants ou formation

des planches

Emissions

racinaires

Récolte

Types de

nématicides

-Fumigant

-Non-fumigant

Non-fumigant

Traitement au cours de la phase végétative du bananier Plusieurs approches sont utilisées :

- le nématicide peut être appliqué au début des périodes favorables à la croissance de la

plante (début des pluies), à la réceptivité du produit par celle-ci (3 mois après plantation

des rejets) ou au développement des populations de nématodes. Par exemple une à deux

applications sont habituellement nécessaires suivant la longueur du cycle du bananier de

préférence entre le 3ème et le 6ème mois qui suit la plantation (Figure 29) ;

- les traitements peuvent être réalisées essentiellement après une analyse nématologique

dans un laboratoire spécialisé. Le niveau d’infestation de la plantation sera un outil d’aide

de décision à l’application d’un nématicide (tableau IV).

Figure 29. Chronogramme en bananeraie des traitements nématicides


Tableau IV : Exemples de nématicides et doses appliquées pour le contrôle des nématodes (Index des produits phytosanitaires, 2014)

34

Tableau IV : Exemples de nématicides et doses appliquées pour le contrôle des nématodes (Index des produits phytosanitaires, 2014)

Nématicides Formulation Concentration Usage Mode d’action

RUGBY 100

GR

Granulé 100g/kg de

Cadusafos.

30g/plant Agit par contact et

ingestion.

FURADAN

100 G

Granulé 100g/kg de

Carbofuran

30 g/plant Systémique, agit par

contact et ingestion.

MOCAP 100

G BIODAC

Granulé 100g/kg

d’Ethoprophos

1,5 g/plant Agit par contact et

ingestion.

PACOM 200

GR

Granulé 200g/kg

d’Ethoprophos

45 kg/ha Agit par contact et

ingestion

DOLI 240 SL Concentré

Soluble

240 g/l

d’Oxamyl

14,8 l/ha

(ou 8

ml/pied)

Systémique, agit par

contact ou par inhalation

VYTAL 310

SL

Concentré

Soluble

310 g/l

d’Oxamyl.

11,1 l/ha

ou 6

ml/pied


contact. Il assure un

contrôle satisfaisant des

infestations racinaires.

NEMACUR

5 GR

Granulé

Phénamiphos

50 g/kg de

Phénamiphos

40 g/plant Présente un effet

inhibiteur

d’acétylcholinestérase.

CONTROL

15 FC

Fumigène

Cartouche

150g/kg de

Terbufos.

40 kg/ha Systémique, agit par

contact et ingestion

COUNTER

100 GR

Granulé 100 g/kg de

Terbufos

30 g/plant,

soit 60

kg/ha


contact et ingestion.


3.9 Utilisation de produits à base d’extraits de plantes

Plusieurs espèces de plantes locales sont étudiées pour leurs proprié-tésinsecticides.C’estl’activiténématicidedecesvégétauxquijustifieleur utilisation comme alternative à la lutte chimique contre les néma-todes en bananeraie.

Exemples de mise en œuvre de la technique

• Utilisation du neem (Azadirachta indica)

La Poudre de Graine de Neem (PGN) et l’Extrait Aqueux de la poudre de graine de Neem (EAN) sont issus de la transformation des graines d’Azadirachta indica après séchage (Figure 30). C’est un fertilis ant or-ganique (3 % d’azote ; 1,5 % de phosphore et 1 % de potassium) à libéra-tion lente. Pour son action nématicide, il est épandu ou enfoui autour du pied de bananier.

20

Figure 15 : Fruits et poudre de grains de Azadirachta indica

3.5.2. Ocimum gratissimum Le produit (NECO) à base d’huile essentielle de Ocimum gratissimum permet de

contrôler les populations de nématodes inféodés au bananiers (2.5 l / ha).

Figure 16 : Nématicide NECO

Figure 30. Fruits (A) et poudre (B) de grains de Azadirachta indica (Photo - Yeo G.)

• Utilisation d’huile essentielle de Ocimum gratissimum

Le biopesticide NECO à base d’huile essentielle de Ocimum gratissi-mum élaboré par le Laboratoire de Physiologie Végétale, permet un contrôle des populations de nématodes inféodés au bananier (2,5 l/ha) dans les plantations agroindustrielles. Ce produit préserve la santé hu-maine et est non toxique pour l’applicateur et pour l’environnement.


II apparait clairement qu’au-cuneméthodedeluttenesuffità elle seule pour éradiquer les nématodes en culture de ba-nanier. En raison même de l’hé-térogénéité des peuplements des nématodes il est difficilede mettre en place une lutte ciblée. L’option la plus efficaceréside dans la complémentarité des différentes méthodes dans une lutte intégrée prenant en compte les pratiques culturales et les différents types de sols. Cette dernière combine plu-sieurs mesures (rotation avec plantes non-hôtes, jachère nue, utilisation des ennemis naturels des nématodes parasites, amen-dement du sol avec la matière organique, et en dernier ressort l’application rationnelle des nématicides homologués). La mise en œuvre de ces pratiques permettrait de réduire considé-rablement et durablement les populations des nématodes en bananeraie.

CONCLUSION


Avant de la replantation des par-celles, l’évaluation de son niveau d’in-festation est nécessaire après une ja-chère (s’adresser à un laboratoire de nématologie). De même, il y a lieu de s’assurer que les vitroplants utilisés ne soient pas contaminés à travers l’eau d’arrosage. Le seuil de déclen-chement des traitements némati-cides doit désormais également tenir compte de la population de la diver-sité des populations de nématodes.

Le strict suivi des différentes mé-thodes de lutte garanti une meilleure productivité des exploitations agri-coles.

RECOMMANDATIONS


BIBLIOGRAPHIEAnonyme 1 Gestion des nématodes en production végétale / DuPont Solutions 1 http://www.dupontdenemours.fr/produits-et-services/crop-protection.html

Anonyme 2 http://www.promusa.org/Fallow consulte le 16 juin 2018

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Liste de quelques sites Web consultés :

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https://www.terre-net.fr


REMERCIEMENT

L’équipe de recherche sur les nématodes qui a travaillé sous la su-pervision du Prof Fatogoma SORHO est reconnaissante envers le FIRCA pour l’initiative de produire un guide de gestion des némato-des dans les plantations de bananiers en Côte d’Ivoire. Les auteurs remercient l’Université Félix Houphouët-Boigny qui a hébergé le projet de lutte et le Laboratoire de Physiologie Végétale qui leur permis de conduire toutes les activités afférant au projet sur une période de deux ans.

Les conseils et diverses contributions du Prof. DICK A. Emmanuel et Dr KOUASSI Abou Bakary, dans la préparation et la relecture du présent guide particulièrement ont particulièrement été appréciés.

Nos remerciements vont à toute l’équipe de recherche en néma-tologie, à savoir : Drs CHERIF Mamadou, CAMARA Brahima, KASSI Fernand Jean Martial, KOFFI Marie Chantal, BOMISSO Edson Lezin, AMARI Ler-N’Ogn Georges Elisée et au doctorant YEO Gnenakan pour l’autorisation d’utiliser ses figures et ses images photogra-phiques ainsi pour tout le travail de recherche documentaire.

Toute les équipes de recherche et de rédaction expriment leur gra-titude au Chargé de Programmes Fruits et Agrumes du FIRCA Mr Adolphe OUYA pour les conseils et orientations dans la conception et la rédaction du guide.

Les auteurs remercient, tous les responsables des différentes plan-tations de bananiers pour leur disponibilité et soutien dans la réa-lisation des activités du projet sur leur parcelle. Ils leurs sont recon-naissant pour la promptitude à fournir les documents techniques et informations en leur possession sur lesquels se base ce guide. Le souhait le plus ardent est que ce manuel serve à mieux connaître et mettre en pratique les méthodes de gestion des nématodes du ba-nanierpourvalorisersacultureafind’assurerlasécuritéalimentaireet d’augmenter le revenu agricole des producteurs.

FONDS INTERPROFESSIONNEL POUR LA RECHERCHE ET LE CONSEIL AGRICOLES

Montserrat

guide pratique - firca.ci

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