Programa Moscafrut

Subdirección de Desarrollo de Métodos

PRODUCTOS TERMINADOS 2012

Metapa de Domínguez, Chiapas, noviembre 2012

C O N T E N I D O

1. DEPARTAMENTO DE CONTROL BIOLOGICO

Packing of Fruit Fly Parasitoids for Augmentative Releases-------------------------------------------- 1 Superparasitism in the Fruit Fly Parasitoid Diachasmimorpha longicaudata (Hymenoptera: Braconidae) and Its Implications for Mass Rearing and Augmentative Release-------- 10 Application of Nuclear Techniques to Improve the Mass Production and Management of Fruit Fly Parasitoids---------------------------------------------------------------------------------------- 19

2.- DEPARTAMENTO DE COLONIZACION Y CRIA

Evaluación de la Concentración de Levadura y de Harina de Pescado como Complemento de la Fuente de Proteína en la Dieta Larvaria de Ceratitis capitata 36 Calidad del Mango cv. ʻAtaulfoʼ Irradiado con Co-60 como Tratamiento Fitosanitario contra Moscas de la Fruta (Diptera: Tephritidae)---------------------------------------------- 42 3.- DEPARTAMENTO DE DETECCION Y CONTROL Uso de Dispositivos Diseminadores y Moscas Estériles Vectores de Conidios de Beauveria Bassiana en el Manejo Inte grado de la Mosca del Mediterráneo------------- 57 Efectividad de Proteínas con Hidrólisis Acida e Hidrólisis Enzimática como Atrayentes de

Anastrepha spp.-------------------------------------------------------------------------------------------------- 66

Páginas

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DEPARTAMENTO DE CONTROL BIOLOGICO

Packing of Fruit Fly Parasitoids for Augmentative Releases

Pablo Montoya *, Jorge Cancino, and Lía Ruiz

Programa Moscafrut SAGARPA-IICA, Metapa de Domínguez, Chiapas, México

Abstract. The successful application of Augmentative Biological Control (ABC) to control pest fruit flies (Diptera: Tephritidae) confronts two fundamental requirements: (1) the establishment of efficient mass rearing procedures for the species to be released, and (2) the development of methodologies for the packing and release of parasitoids that permit a uniform distributions have been performed by ground and by air with moderate results; both options face challenges that remain to be addressed. Different devices and strategies have been used for these purposes, including paper bags and the chilled adult technique, both of which are commonly used when releasing sterile flies. However, insect parasitoids have morphological and behavioral characteristics that render the application of such methodologies suboptimal. In this paper, we discuss an alternate strategy for the augmentative release of parasitoids and describe packing conditions that favor the rearing and emergence of adult parasitoids for increased field performance. We conclude that the use of ABC, including the packaging of parasitoids, requires ongoing development to ensure that this technology remains a viable and effective control technique for pest fruit flies.

Keywords: Augmentative Biological Control; chilling adult technique; wide-area approach

1. Introduction Augmentative Biological Control (ABC) is defined as the strategy by which "a very large number of natural enemies are reared and released in critical periods for the suppression of pest populations in the short term" [1]. Some authors [2–5] suggest that this strategy can, under specific circumstances, be successfully integrated with the Sterile Insect Technique (SIT) in programs developed at the regional level.

Many integrated pest management (IPM) programs are focused on a sustainable approach to control pests, in order to mitigate the adverse effects commonly associated with the indiscriminate use of pesticides [6]. Several fruit fly management programs have incorporated ABC as a viable strategy in the integrated management of fruit flies, particularly in marginal areas that harbor a high density of alternate hosts and where the implementation of chemical control is not socially, ecologically and/or economically appropriate [7]. The greatest strength of ABC is believed to be in combination with the Sterile Insect Technique, where synergistic results are expected, resulting in higher levels of control than using either technique alone [2,3,8,9].

The ABC method may be a suitable alternative to solve certain limitations associated with the application of classical biological control [10,11]. These limitations include low levels of biodiversity in most agricultural systems including fruit orchards, low environmental stability, the gap between the presence of insect pests and their natural enemies in agroecosystems, and the lack of refuge as result of the loss of plant biodiversity [6]. Further, fruit flies also have greater fecundity (i.e., a higher intrinsic rate of growth) and dispersal abilities than their parasitoids [12,13]. The effectiveness of parasitoids to suppress insect pests could be compromised by these factors [14,15], however the ABC approach employs the dispersal of large numbers of parasitoids mainly via human facilitation.

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For ABC to be effective against fruit flies, parasitoid releases must be performed in isolated ecosystems or in areas large enough to minimize the effects of migration of the pest and parasitoids [3]. These conditions are frequently not readily available, either because there is not adequate funding to cover large areas, or because field isolation does not exist under the conditions theoretically required [3]. However, there are specific circumstances where the use of parasitoids may become an important component of the integrated management of these pests, including a) organic fruit growing areas, where the conventional use of chemicals is severely restricted; (b) canyons and other inaccessible areas where there are important quantities of host fruits; (c) areas and seasons with high rainfall, where chemical control would be inefficient by air or ground; and d) marginal areas (i.e., backyard host trees/orchards) where producers may not implement control measures [16].

Successful application of the ABC method needs to meet several requirements. The first is the establishment of mass rearing of the appropriated species to be released, which should provide highly competitive individuals at reasonable costs [6,10]. Other fundamental requirements include the development of methodologies for packaging and release of parasitoids in the field, which should ensure the maintenance of their attributes and their optimal performance and generate an uniform release density under an area-wide approach. In this paper, we aim to highlight alternative methods for the packing and release of parasitoids for augmentative release purposes and to discuss the advantages and disadvantages of such methodologies.

2. Devices used for packing and release parasitoids 2.1. Ground Releases Several devices have been used for packing parasitized pupa and the release of adult parasitoids in the field for fruit fly control. The ideal container for packing fruit fly parasitoids must provide adequate access to water and food supplies and optimal conditions to ensure the high emergence and copula of adults, enhanced longevity and fecundity and a high capacity for dispersal. These elements are basic requirements for efficient parasitoid host searching behavior [17].

Diachasmimorpha tryoni (Cameron) (Hymenoptera: Braconidae) was released against Ceratitis capitata (Wiedemann) (Diptera: Tephritidae) in Hawaii using a 3.8 litre plastic container, 14 cm deep × 20 cm diameter, with approximately 20 holes, 1.5 cm in diameter around the wall circumference and 2 cm below the rim to allow the escape of adult parasitoids. Paper bags holding 20 g of parasitized pupa (≈ 245 puparia per gram) were placed in the containers at weekly intervals when parasitoids were required [4,9]. This type of container was also used to release Diachasmimorpha longicaudata (Ashmead) (Hymenoptera: Braconidae) against Anastrepha suspensa (Loew) (Diptera: Tephritidae) in Florida [5], but instead of paper bags, a variable number of plastic cups (1–6) containing up 100 ml of parasitized pupa were used, which, in this case, were previously irradiated to prevent fly emergence. In both studies, the containers were hung in host trees the day before expected adult emergence; males emerged first, and females emerged approximately 2 days later. Both authors [4,5] reported a successful release of parasitoids with high levels of fruit fly parasitism.

Some action programs have adopted technologies developed for sterile fruit fly releases (see [7,18]) without first assessing the appropriateness of their use for parasitoids. For instance, the use of paper bags for packing sterile flies prevailed for many years in action programs [19]; however, these bags represented a serious problem in the packing of D. longicaudata because, unlike flies, parasitoids have mandibles that can tear the bags and allow them to escape, causing

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a significant loss in the numbers required for adequate field control [20]. In Mexico, thi motivated the evaluation of different types of bags in the packing of D. longicaudata (i.e., paper bags of 80 g thick, paper bag of 50 g thick, or waxed glassine paper bag) using different densities of pupae per bag (500, 1,000, 2,000 and 4,000) prior to emergence [20]. It was observed that in paper bags, the loss of parasitoids varied from 23.3 to 56.4% and that only waxed glassine bags appropriately prevented the escape of parasitoids; however, waxed glassine bags also presented three problems: (1) poor biodegradation in the field, (2) low availability in the market, and (3) higher costs. Resultingly, alternative release methods were sought (see section 3.0). For parasitoid species that require long pre-oviposition periods, the design of an appropriate packing container could be more elusive. For instance, Fopius arisanus (Sonan) (Hymenoptera: Braconidae), an egg parasitoid that successfully attacks Bactrocera spp. and C. capitata in Hawaii [21], requires a ten-day pre-mating period prior to being released and air flow to avoid the excessive accumulation of mating pheromones [22,23]. The conditions (among others) make this parasitoid species highly expensive to use for mass releases [23–25].

2.2. Aerial Releases—Chilled Adult Technique The chilled adult release method for sterile fruit flies is the most common release system because it favors a more homogenous distribution in the field and avoids the dissemination of undesirable residue (i.e., remains of bags and pupae) [26,27]. Insects are packed during their pupal stage in various containers depending upon the program and include Plastic Adult Rearing Containers (PARCs) (53 cm × 32 cm × 46 cm) or sieves arranged in towers (see [28]) for their emergence and sexual maturation. Prior to release, the flies are cooled for 45 min at 3 °C to achieve a degree of immobility, known as "knockdown", allowing for better handling of the insects for aerial release [26,27]. The time which insects must remain at low temperatures can vary, depending on the distance from the packing centre to the airport, the location of the release area in the field, and the aircraft transport time to reach the target area [29]. This system is now considered successful, and it is used worldwide in various SIT programs for the suppression and eradication of pest fruit fly populations and incursions.

However, the utility of the chilled adult technique for the release of fruit fly parasitoids is undetermined because little is known about the efficiency of these methods and their effects on the performance of released parasitoids. The first report evaluating the effect of the chilling system on parasitoids was in 2000 under two alternative scenarios [31]. The first scenario involved chilling the parasitoids at 3.6 °C for 1–1.5 h and packing them in paper bags to be released by aircraft for the control of C. capitata on coffee plantations. Paper bags containing chilled adults were dropped from a single engine airplane at an height of ~ 100 km and a rate of 25 bags/min. The second application utilized the Auger Sterile Release Machine to release the chilled adults from an aircraft. In this study the authors collected the falling adults in specific release zones on the ground where eight technicians spaced 25m apart aspirated released parasitoids for subsequent quality control bioassays, but they failed to find evidence of damage or mortality on the released insects [30]. In a complementary study by Baeza et al. [31], the chilling process (60 min at 3.5 °C) did not significantly affect the fecundity and life span of D. longicaudata, D. tryoni and Diachasmimorpha kraussii (Fullaway) (Hymenoptera: Braconidae).

A more recent study [32] has shown that adults of D. longicaudata are highly sensitive to packing conditions and manipulation during the chilling process. The authors evaluated three packing densities (40,000, 20,000 and 10,000 pupae per box) in two different types of PARC: 1) A standard PARC (the same box used for packing fruit flies, with lateral windows of 28 cm × 12cm), and 2) a modified PARC with larger lateral windows (40cm × 25cm) to increase ventilation. They

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also evaluated three different packing densities (32,900, 16,500 and 8,500 pupae) per sieve of 66cm × 72cm × 4 cm arranged in “Guatemala” eclosion towers (see [27] for a description). When the eclosed adults reached sexual maturity (approximately 5 days after emerging), they were moved to a chilled room (3 ± 2 °C) for 45 min to achieve ‘knockdown’. The chilled adults are then collected in an aerial release machine type Mubarqui® [see 33], from which parasitoid samples were taken to determine longevity (without and with water and food), fecundity and flight ability. Packing density aeration conditions (i.e., the size of the windows for ventilation) and the chilling process exerted a significant and negative influence on longevity (with water and food) and flight percentage but not on fecundity. This work also found that the packing condition and especially the chilling process [32] resulted in a notable amount of damage (30%–63% in normal PARC boxes; 32%–39% in modified PARC boxes; 27%–54% in towers) to elements of the adult female anatomy, including antennae, wings, legs and ovipositor. The main factor responsible for this damage appears to be the morphology of these insects, which, unlike the fruit flies, have long antennae, legs and ovipositors protruding from the body that become entangled among individuals when they are packed by the thousands (or millions) inside the release boxes. However, this morphological damage apparently had less of an effect than was initially thought. In this study, parasitoids were also evaluated for their searching capacity [32] (Table 1). No significant differences were observed among parasitoids derived from the chilled adult technique, parasitoids with artificially imposed damage to their antennae (a single antennae was cut mechanically and undamaged (control) parasitoids.

The deleterious effects observed when using the chilled adult technique on adult parasitoids are likely due primarily to two reasons: (1) the stress experienced by the insects under high packing densities, as has been noted for fruit flies [34], and (2) the effects of the chilling and release procedures because the frozen temperatures form crystals that increase the risk of breaking the filamentous structures under crowding conditions [35].

Table 1. The percentage (±SE) of Diachasmimorpha longicaudata females that were chilled (at 3 ± 2

°C) or unchilled and which responded to Anastrepha ludens infested mangoes after 10, 30, and 60 min of observation (data adapted from [32]).

Time (min) Treatments 10 30 60 (1) Control 16.9 ± 3.6 a 27.8 ± 5.7 a 22.1 ± 5.2 a

(2) Artificial damage 8.4 ± 2.9 a 20.0 ± 3.2 ab 15.4 ± 3.2 a (3) Chilling process 6.9 ± 2.8 b 12.4 ± 4.0 b 18.2 ± 5.2 a

3. An Alternate Strategy for Packing and Release of Parasitoids In Mexico, D. longicaudata is mass reared on third-instar (8-day-old) A. ludens larvae, previously irradiated at 45 Gy to prevent the emergence of adult flies from any unparasitized pupae [36]. Two days before adult eclosion, the parasitized pupae are packed and sent to the required destination for field release. The Mexican campaign against fruit flies has adopted an alternate strategy for the release of parasitoids by terrestrial means, which is detailed below.

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3.1. Modified Plastic Container A modified circular plastic container (20L; 30cm × 30cm) with two windows, one opposite the other, each measuring 35 cm x 11 cm, to maintain ventilation inside the container was developed to release parasitoids terrestrially (Figure 1a). The windows are covered with insect screen fiberglass, 1.5 mm thick. The lid of the container has a circular cut of 15 cm, which is covered with fiberglass mesh of the same gauge [37]. Inside the container are six alternating plastic strips measuring 24 cm × 8 cm, which increase the resting surface for the emerging parasitoids (Figure 1b). The total surface available for resting is 11,673.72 cm2, which can hold approximately 6,000–6,500 adult parasitoids [38].

Figure 1. Container used for ground releases of D. longicaudata (a). Within the container are six plastic strips (24 × 8 cm) inserted to increase the surface area for parasitoids to rest (b).

(a) (b)

3.2. Food for Parasitoids Dietary requirements of eclosed adult parasitoids consist of a mixture of honey and tissue paper (17g of honey: 1g shredded paper); which has proven to be an excellent food [39]. Both ingredients are mixed in a blender or manually until the mixture acquires a thick and smooth consistency, which serves to prevent parasitoids from becoming trapped in the honey [37]. The paper-honey mixture can be stored at room temperature in covered containers for two months or under refrigerated conditions for a longer period. To reduce adult mortality, water is provided using a sponge placed on the mesh, on top of the container. 3.3. Packing Parasitoids are packaged as pupae inside of the plastic container. A packing density of 10,000 pupae per bucket produces approximately 6,500 emergent adults, with a density of approximately 1 adult/2cm2 [38]. The honey paper mixture is partially coated on the mesh of the windows of the container or inside the container. Food is provided upon adult eclosion and parasitoids are monitored until the day of liberation.

3.4. Emergence and Sexual Maturation of Parasitoids Adults are reared in a growth room at 25 ± 1 °C and 70 ± 5% RH and a light-dark photoperiod of

12:12 h for optimal emergence. Adult emergence takes on average three days; males emerge first, and two days later, females begin to emerge. To homogenize the sexual maturity of insects, the release containers are moved to a second room at 22 ± 1 °C (same photoperiod) to facilitate

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copulation as it is favorable to release copulated adults [37]. The field releases take place on or near the 7th day after transportation to release destinations when most of the females have eclosed and mated [37].

3.5. Quality Control Evaluations To assess the quality of eclosed adults four parameters are evaluated: adult emergence, sex ratio, longevity (survival) without water and food and flight (see [40–42]). In the Mexican campaign, the mean values for these parameters that are considered satisfactory are: adult eclosion, 63.2 ± 6.3%; sex ratio F: M= 2.44 ± 0.4:1; survival without water and food (females 58 ± 3.6%, males 33 ± 4.7%) at 7 d after emergence and flight (percentage of eclosed adults that flew) 84.1 ± 6.1% [43]. 3.6. Release of Parasitoids in the Field Releases are based on preliminary technical plans in which the periods and densities of release are defined according to specific conditions, including fruit phenology, the size of the release area and the host trees present. Geographical Positional Satellite (GPS) services are used to precisely locate the release areas. Containers holding eclosed parasitoids are placed in air-conditioned vehicles to move the parasitoids to the target area. This is performed in the early morning (6:00–8:00 h) to provide the best conditions under which to release the parasitoids. Once in the release area, central points are selected to open the containers and permit the escape of parasitoids.

As indicated previously, releases are focused near commercial orchards, in marginal areas (e.g., backyard orchards) with high densities of alternate host fruits, which are considered “hot points” for fly populations [7,16]. Release densities fluctuate between 1,000–2,000 adults per hectare; as parasitoids tend to aggregate in places where infested fruits are abundant (see [44]). Parasitoid releases are correlated with the FTD (Flies/Trap/Day) index [45], indicating whether the pest population is experiencing suppression. To achieve effective suppression, releases should be performed using a wide-area approach or target geographically isolated areas, ensuring all locations within an area where fruit fly host trees are present receive adequate coverage. Otherwise, surrounding fruit fly populations will re-invade the release area, nullifying any positive effect from parasitoid releases.

The release of parasitoids using the road transportation release strategy detailed above could be a viable option, depending on several local circumstances such as topography, infrastructure (i.e., adequate roads to reach the target zones), size and spatial distribution of releasing areas. In the Northwest of Mexico, terrestrial releases have been successful [46] because marginal areas with hot points for fruit fly populations are located in “island conditions” (mostly in backyard orchards), which are easily reached by ground [7]. However, the agro-ecological conditions in the southwest are completely different, making ground releases costly and inefficient. These conditions demand the development of new alternatives to better distribute parasitoids in the field. 5. Conclusions Augmentative biological control is considered to be a sound strategy for fruit fly control under an area-wide basis [3,5–7,16,47]. However, the use of the ABC to suppress fruit fly populations requires ongoing improvements to ensure it remains as an efficient and effective control strategy. The challenges include optimization of the mass rearing procedures of current and potential natural enemies while minimizing costs [48,49], as well as the development of specific methodologies for the packing and release of parasitoids similar to those discussed here. Overcoming these challenges is essential but not simple.

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Acknowledgments We thank Enoc Gómez and Patricia López, (Programa Moscafrut SAGARPA-IICA), and Fredy Gálvez (Comité Estatal de Sanidad Vegetal de Chiapas) for their technical support. We also thank Olivia Reynolds and three anonymous reviewers for helpful comments on a previous version of this manuscript. References

1. Greathead, D.J.; Waage, J.K. Opportunities for Biological Control Agricultural Pests in Developing Countries. World Bank Technical Paper Number 11: Washington D.C., USA; 1983.

2. Barclay, H.J. Models for pest control: Complementary effects of periodic releases of sterile pest and parasitoids. Theor. Popul. Biol. 1987, 32, 76–89.

3. Knipling, E.F. Principles of Insect Parasitism Analyzed from New Perspectives. In Agriculture Handbook No. 693. ARS-USDA: Washington, DC, USA, 1992; p. 337.

4. Wong, T.T.Y.; Ramadan, M.M.; McInnis, D.O.; Mochizuki, N.; Nishimoto J.A.; Herr J.C. Augmentative releases of Diachasmimorpha tryoni (Hymenoptera: Braconidae) to suppress a Mediterranean fruit fly (Diptera: Tephritidae) population in Kula, Maui, Hawaii. Biol. Control 1991, 1, 2-7.

5. Sivinski, J.M.; Calkins, C.O.; Baranowski, R.M.; Harris, D.; Brambila, J.; Diaz, J.; Bums, R.E.; Holler, T.; Dodson, D. Suppression of Caribbean fruit fly (Anastrepha suspensa (Loew) Diptera: Tephritidae) population through releases of the parasitoid Diachasmimorpha longicaudata (Ashmead) (Hymenoptera: Braconidae). Biol. Control 1996, 6, 177-185.

6. Montoya, P. Evaluación de Diachasmimorpha longicaudata (Ashmead) (Hymenoptera: Braconidae) como agente de control biológico aumentativo de Anastrepha spp. (Diptera: Tephritidae). Tesis de Doctorado, Universidad Nacional Autónoma de México, Mexico D.F., México, 1999; p. 87.

7. Montoya, P.; Cancino, J.; Zenil, M.; Gutiérrez, J.M.; Santiago, G. The augmentative biological control component in the Mexican national fruit fly campaign. In Area-Wide Control of Insect Pests: From Research to Field Implementation; Vreysen, M.J.B., Robinson A.S., Hendrichs J., Eds.; Springer: Dordrecht, The Netherlands, 2007; pp. 661–670.

8. Gutiérrez, J.M. El Programa moscas de la fruta en México. In Moscas de la Fruta: Fundamentos y Procedimientos para su Manejo; Montoya, P., Toledo, J., Hernández, E., Eds.; SyG Editores: México D.F., México, 2010; pp. 3–10.

9. Wong, T.T.Y.; Ramadan, M.M.; Herr, J.C.; McInnis, D.O. Suppression of a Mediterranean fruit fly (Diptera: Tephritidae) population with concurrent parasitoid and sterile fly release in Kula, Maui, Hawaii. J. Econ. Entomol. 1992, 85, 1671-1681.

10. Sivinski, J.M. The past and potential of biological control of fruit flies. In Fruit Fly Pests. A World Assessment of their Biology and Management; McPheron, B.A., Steck, G.J., Eds.; St. Lucie Press: Delray Beach, FL, USA, 1996; pp. 365-375.

11. Wharton, R.A. Classical biological control of fruit-infesting Tephritidae. In Fruit Flies, their Biology, Natural Enemies and Control; Robinson A.S., Hooper, G., Eds.; Elsevier: Oxford, UK, 1989; pp. 303-314.

12. Baranowski, R.; Glenn, H.; Sivinski, J. Biological control of the Caribbean fruit fly (Diptera: Tephritidae). Fla. Entomol. 1993, 76, 245-251.

13. Debouzie, D. Biotic mortality factors in tephritid populations. In Fruit Flies, their Biology, Natural Enemies and Control; Robinson A.S., Hooper, G., Eds.; Elsevier: Amsterdam, The Netherlands, 1989; pp. 221–227.

14. Vargas, R.; Ramadan, M.M.; Hussain, T.; Mochizuki, N.; Bautista, R.C.; Stark. J. Comparative demography of six fruit fly (Diptera: Tephritidae) parasitoids (Hymenoptera: Braconidae). Biol. Control 2002, 25, 30–40.

15. Heimpel, G.E.; Asplen, M.K.A. “Goldilocks” hypothesis for dispersal of biological control agents. Biocontrol 2011, 56, 441–450.

16. Montoya, P.; Cancino, J. El control biológico por aumento en moscas de la fruta. Folia Entomol. Mex. 2004, 43, 257–270.

17. Vinson, S.B. Host selection by insect parasitoids. Annu. Rev. Entomol. 1976, 21, 109–133. 18. Montoya, P.; Cancino, J.; Zenil, M.; Gómez, E.; Villaseñor, A. Parasitoid releases in the control of Ceratitis capitata

(Diptera: Tephritidae) outbreaks in coffee growing zones of Chiapas, Mexico. Vedalia 2005, 12, 85–89. 19. Villaseñor, C.A. Comparación de tres sistemas de liberación aérea para mosca del Mediterráneo estéril, Ceratitis

capitata (Wied.). Tesis, Universidad Autónoma de Chiapas, Área de Ciencias Agrícolas. Huehuetán, Chiapas, México, 1985; P. 95.

8

20. Ruiz, L.; Cancino, J.; Pérez, J.; Gómez, E.; Montoya, P. Evaluación de métodos de empaque para la liberación de Diachasmimorpha longicaudata (Hymenoptera: Braconidae), parasitoide de moscas de la fruta. Entomol. Mex. 2007, 6, 440–444.

21. Vargas, R.I.; Stark, J.D.; Uchida, G.K.; Purcell, M. Opiine parasitoids (Hymenoptera: Braconidae) of Oriental fruit fly (Diptera: Tephritidae) on Kauai, Island, Hawaii: Island-wide relation abundance and parasitism rates in wild and orchard guava habitats. Environ. Entomol. 1993, 21, 246–253.

22. Bautista, R.C.; Mochizuki, N.; Spencer, J.P.; Harris, E.J.; Ichimura, D.M. Mass-rearing of the Tephritid fruit fly parasitoid Fopius arisanus (Hymenoptera: Braconidae). Biol. Control 1999, 15, 137–144.

23. Bautista, R.C.; Harris, E.J.; Vargas, R.I. The fruit fly parasitoid Fopius arisanus: Reproductive attributes of pre-releasing females and the use of added sugar as a potential food supplement in the field. Entomol. Exp. App. 2001,101, 247–255.

24. Rouse, P.; Harris, E.J.; Quilici, S. Fopius arisanus, an egg-pupal parasitoid of Tephritidae Overview. Biocontrol News Info. 2005, 26, 59–69.

25. Vargas, R.I.; Leblanc, L.; Putoa, R.; Eitam, A. Impact of introduction of Bactrocera dorsalis (Diptera: Tephritidae) and classical biological control releases of Fopius arisanus (Hymenoptera: Braconidae) on economically important fruit flies in French Polynesia. J. Econ. Entomol. 2007, 100, 670–679.

26. Dowell, R.V.; Worley, J.; Gomes, P.J. Sterile insect supply, emergence, and release. In Sterile Insect Technique. Principles and Practice in Area-Wide Integrated Pest Management. Dyck, V.A., Hendrichs, J., Robinson, A.S., Eds.; Springer: The Netherlands, 2005; pp. 297–324.

27. Hernández, E.; Escobar, A.; Bravo, B.; Montoya. P. Chilled packing systems for fruit flies (Diptera: Tephritidae) in the Sterile Insect Technique. Neotrop. Entomol. 2010, 39, 601–607.

28. Shelly T.; Holler, T.; Stewart, J.L. Mating competitiveness of mass-reared males of the Mediterranean fruit flies (Diptera: Tephritidae) from eclosion towers. Fla. Entomol. 2007, 89, 380–387.

29. Hernández, E.; Bravo, B.; Escobar, A.; Romero, M.; Montoya, P. Efecto del alimento y del tiempo de enfriado en la longevidad y expectativa de vida de tres especies de moscas de la fruta (Diptera: Tephritidae) utilizadas en la Técnica del Insecto Estéril. Folia Entomol. Mex. 2009, 48, 129–139.

30. Sivinski, J.; Jeronimo, F.; Holler, T. Development of aerial releases of Diachasmimorpha tryoni (Cameron) (Hymenoptera: Braconidae) a parasitoid that attacks the Mediterranean fruit fly Ceratitis capitata (Weidemann) (Diptera: Tephritidae), in the Guatemalan highlands. Biocontrol Sci. Technol. 2000, 10, 15–25.

31. Baeza, G.; Sivinski, J.; Holler, T.; Aluja, M. The effects of chilling on the fecundity and life span of mass-reared parasitoids (Hymenoptera: Braconidae) of the Mediterranean fruit fly, Ceratitis capitata (Wiedemann) (Diptera: Tephritidae). Biocontrol Sci. Technol. 2002, 12, 205–215.

32. Ruiz, L.; Cancino, J.; Gómez, E.; Montoya, P. Evaluación del sistema adulto frío en el empaque para liberación de Diachasmimorpha longicaudata (Hymenoptera: Braconidae), parasitoide de moscas de la fruta. Folia Entomol. Mex. 2011, in press.

33. Zavala, J.L.; Hernández, E.; Montoya, P. Empaque y liberación de moscas estériles. In Moscas de la Fruta: Fundamentos y Procedimientos para su Manejo; Montoya, P., Toledo, J., Hernández, E., Eds.; SyG Editores: México D.F., México, 2010; pp. 319–330.

34. [IAEA/FAO/USDA]. Product Quality Control Manual and Shipping procedures for Sterile Mass Reared Tephritid Fruit Flies. IAEA: Vienna, Austria, 2003; p. 54.

35. Leopold, R.A. Cold storage of insects for integrated pest management. In Temperature Sensitivity in Insects and Application in Integrated Pest Management; Hallman, G.J., Denlinger, D.L., Eds.; Westview Press: Boulder, CO, USA, 1998; pp. 235–267.

36. Cancino, J.; Ruiz, L.; Gómez, Y.; Toledo, J. Irradiación de larvas de Anastrepha ludens (Loew) (Diptera: Tephritidae) para inhibir la emergencia de moscas en la cría del parasitoide Diachasmimorpha longicaudata (Ashmead) (Hymenoptera: Braconidae). Folia Entomol. Mex. 2002, 41, 195–208.

37. Cancino, J.; Moreno, F.; Hernández, R. Manual Técnico para las Operaciones de Campo de la Campaña Nacional contra Moscas de la Fruta, Sección V: Control Biológico. SENASICA-SAGARPA: México D.F., México, 2011; p. 36.

38. Cancino, J.; López, P.; Moreno, F.; Gálvez, F.; Montoya, P. Evaluación de los métodos de empaque para envío y métodos para liberación del parasitoide Diachasmimorpha longicaudata, Programa Moscafrut SAGARPA-IICA, Tapachula, Chiapas, México. unpublished work, 2011.

39. Sivinski, J.: Aluja M.; Holler, T. Food sources for adult Diachasmimorpha longicaudata, a parasitoid of tephritid fruit flies: effects on longevity and fecundity. Ent. Exp. Appl. 2006, 118, 193–202.

40. Messing, R.H.; Klungness, L.M.; Purcell, M.; Wong, T.T.Y. Quality control parameters of mass-reared Opiine parasitoids used in augmentative biological control of tephritid fruit flies in Hawaii. Biol. Control 1993, 3, 140–147.

9

41. Purcell, M.F.; Daniels, K.M.; Whitehand, L.C.; Messing, R.H. Improvement of quality control methods for augmentative releases of the fruit flies parasitoids, Diachasmimorpha longicaudata and Psyttalia fletcheri (Hymenoptera: Braconidae). Biocontrol Sci. Technol. 1994, 4, 155–166.

42. Cancino, J.; Cancino, J.L.; Martinez, M.; Liedo, P. Quality control parameters of wild and mass reared Diachasmimorpha longicaudata (Ashmead), a fruit fly parasitoid. In Quality Control for Mass-reared Arthropods; Leppla, N.C., Bloem, K.A., Luck, R.F., Eds.; In Proceedings of 8th and 9th Workshops of the IOBC Working Group on Quality Control of Mass-Reared Arthropods, University of Florida, Gainesville, Fla, USA, 2002; pp. 84–94.

43. Cancino, J.; López, P.; Villalobos, P.; Hipolito, P.; Quintero, J.L.; Mattiacci, L. Control de calidad en la Cría Masiva de Diachasmimorpha longicaudata (Hymenoptera: Braconidae). Fundamentos y Procedimientos. SENASICA-SAGARPA: México, D.F., México, 2006; p. 54.

44. Hirose, H.; Nakamura, T.; Takagi, M. Successful biological control: A case study of parasitoid aggregation. In Critical Issues in Biological Control; Mackauer, M., Ehler, L.L., Roland, J., Eds.; Intercept/VHC Publishers: Andover, UK, 1990; pp. 171–183.

45. Montoya, P.; Liedo, P.; Benrey, B.; Cancino, J.; Barrera, J.F.; Sivinski, J.; Aluja, M. Biological Control of Anastrepha spp. (Diptera: Tephritidae) in Mango Orchards through Augmentative releases of Diachasmimorpha longicaudata (Ashmead) (Hymenoptera: Braconidae). Biol. Control 2000, 18, 216–224.

46. Cancino, J.; Moreno, F.; López, P.; Trinidad, A.; Ávila, R. Un análisis acerca de las actividades de control biológico realizadas por la Campaña Nacional contra Moscas de la Fruta. Productos Terminados, Subdirección de Desarrollo de Métodos, Programa Moscafrut SAGARPA-IICA, Tapachula, Chiapas, México, 2011; pp.10–40.

47. Aluja, M.; Montoya, P.; Cancino, J.; Guillén, L.; Ramírez-Romero, R. Control biológico de moscas de la fruta. In Control Biológico en México: una Revisión de Casos. Arredondo H., Rodríguez del Bosque, L.A., Eds.; Sociedad Mexicana de Control Biológico-DGSV/SAGARPA. Ed.: Mundi-Prensa, México D.F. Mexico, 2008; pp. 193–222.

48. Wong, T.T.Y.; Ramadan, M.M. Mass rearing of larval parasitoids (Hymenoptera: Braconidae: Opiinae) of tephritid flies (Diptera: Tephritidae) in Hawaii. In Advances in Insect Mass Rearing for Research and Pest Management; Anderson, T.E., Leppla, N.C., Eds.; Westwiev Press Inc., Oxford & Publishing Co.: Oxford, UK, 1992, pp. 405–426.

10

Review

Superparasitism in the Fruit Fly Parasitoid Diachasmimorpha longicaudata (Hymenoptera: Braconidae) and Its Implications for Mass Rearing and Augmentative Release

Pablo Montoya 1,

*, Gabriela Pérez-Lachaud 2 and Pablo Liedo

3

1 Programa Moscafrut SAGARPA-IICA, Metapa de Domínguez, Chiapas, Mexico,

2 El Colegio de la Frontera

Sur, 2.5, Tapachula, Chiapas, PC 30700, Mexico

Abstract: Superparasitism, a strategy in which a female lays eggs in/on a previously parasitized host, was attributed in the past to the inability of females to discriminate between parasitized and non-parasitized hosts. However, superparasitism is now accepted as an adaptive strategy under specific conditions. In fruit fly parasitoids, superparasitism has mainly been studied concerning the new association between Diachasmimorpha longicaudata (Ashmead) (Hymenoptera: Braconidae) and the Mexican fruit fly Anastrepha ludens (Loew) (Diptera: Tephritidae), where this phenomenon is a common occurrence under both mass rearing and field conditions. Studies in this species have shown that moderate levels of superparasitism result in a female-biased sex ratio and that both mass-reared and wild females superparasitize their hosts without detrimental effects on offspring demographic parameters, including longevity and fecundity. These studies suggest that superparasitism in this species is advantageous. In this paper, we review superparasitism in D. longicaudata, discuss these findings in the context of mass rearing and field releases, and address the possible implications of superparasitism in programs employing augmentative releases of parasitoids for the control of fruit fly pests.

Keywords: biological control; Mexican fruit fly; Anastrepha ludens; larvae 1. Introduction Most parasitoids are able to recognise and reject hosts that were previously parasitized by conspecifics or by themselves. Although previously parasitized hosts are considered to be of lower quality for oviposition than unparasitized hosts [1], females often lay a second egg (solitary parasitoids) or a second clutch of eggs (gregarious parasitoids) in or on parasitized hosts; an act called superparasitism [2–3]. In the past, superparasitism was attributed to the inability of females to discriminate between parasitized and non-parasitized hosts and was interpreted to be the result of an error by the ovipositing female. However, although the expected fitness gains per host is lower when females superparasitize, several authors have stated that under specific conditions, superparasitism might be an adaptive strategy [2–5], which results from a balance between the benefits and the costs of laying an egg in an already parasitized host.

Models of superparasitism as an adaptive strategy in solitary species are based on the assumption that superparasitism has no fitness consequence for the surviving larvae (i.e., it does not increase the duration of larval development or reduce the adult size) [6]. For example, convincing evidence that Leptopilina heterotoma (Thomson) (Hymenoptera: Eucoilidae) adults emerging from single parasitized hosts are larger than adults emerging from superparasitized hosts has not been found [7]. A report [8] stated that in Microctonus vittatae Muesebeck (Hymenoptera: Braconidae), larvae take longer to develop in superparasitized hosts than in single parasitized hosts, but the number of eggs per host was not recorded. As survival probability decreases with age, parasitoids should become less selective and accept more host types for oviposition; this supposition leads to the prediction that older wasps will superparasitize and accept less suitable hosts than younger ones [9], a prediction that has been supported empirically [10,11].

The conditions that are predicted to favour the evolution of superparasitism are the following: (1) when the costs of extra eggs or extra time to superparasitize are low [4]; (2) when high quality

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hosts are rare or the risk of adult parasitoid mortality is high [1]; (3) when there are many potential benefits, for example, when the presence of two or more eggs in one host increases the offspring survival probability by overcoming the host immune defences (i.e., the insurance egg) [2,4,5]; (4) when competing conspecific parasitoids are present and might also oviposit in the same host [4,5,12]; (5) when supernumerary eggs have a lower probability of being killed by other ovipositing females (ovicide) [2,4,13]; (6) when there is an increased probability that the superparasitized hosts are rejected by subsequent conspecific females, which protects subsequent offspring from further competition [2,4]; and/or (7) when there is an increase in success from competition [2,4,13,14].

The benefits of self-superparasitism (i.e., superparasitism performed by the same female) could increase with the risk of conspecific superparasitism [15]. The advantages of superparasitism are an increased probability of producing offspring from a host and the stabilisation of host–parasitoid interactions in solitary and gregarious parasitoids [2,16].

In biological control situations, the decision making of parasitoids is of interest. To obtain control, parasitoids should parasitize as many different hosts as possible, as they are required to effectively decrease the number of their hosts. In the case of fruit fly parasitoids, some evidence of superparasitism by females of several species are scattered in the literature, but superparasitism has been mainly studied in the context of the new association between the Mexican fruit fly, Anastrepha ludens (Loew) (Diptera: Tephritidae) and Diachasmimorpha longicaudata (Ashmead) (Hymenoptera: Braconidae), which has been introduced to Mexico. This behaviour is a common occurrence in mass rearing and under field conditions [5,17,18]. In this review, we synthesise the main findings related to superparasitism in this new association and discuss the possible implications for control programs aimed at managing fruit fly pests through the augmentative release of parasitoids. 2. Superparasitism and Biological Control Ideally, parasitoids used as biocontrol agents are expected to be highly efficient in finding hosts and to be able to discriminate between parasitized and non-parasitized hosts [19,20], which avoids superparasitism and minimizes the loss of eggs, time and energy associated with searching behavior [1]. The ability to recognize hosts that are parasitized by conspecifics (host discrimination) has been documented in representatives of most major families of the parasitic Hymenoptera [21], but this ability does not necessarily lead to the avoidance of superparasitism [2]. The tendency to superparasitize hosts has been observed in several species of parasitoid wasps used in biocontrol programs. Empirical studies have shown that the consequences of superparasitism for parasitoids can vary among species. In solitary parasitoid wasps for example, the duration of immature developmental stages increased in Microplitis croceipes (Cresson) (Braconidae) [22] and Venturia canescens (Gravenhorst) (Ichneumonidae) [23] but not in Aphidius ervi Haliday (Braconidae) [24]. A reduction in V. canescens offspring size was also shown in the wasps reared from larvae subjected to superparasitism [23], but the adult wasps from superparasitized aphid hosts were larger than those from singly parasitized hosts in A. ervi [24]. Similarly, when parasitic wasps exhibit superparasitism, the consequences for biocontrol programs vary according to the species. In the case of Trichogramma spp. (Hymenoptera: Trichogrammatidae), a high female to egg host ratio (low host density) is conducive for superparasitism but has the adverse consequences of highly male-biased offspring and low quality in the produced insects [25]. To reduce the risk of low field efficiency among the insects produced, superparasitism in Trichogramma maidis Pintureau & Voegelé must be avoided in mass rearing [26].

In contrast, in some other species, including D. longicaudata (see below), superparasitism has been associated with a female-biased sex ratio [17,27]. Consistently, female-biased parasitoid sex

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ratios might benefit biological control programs because of the resulting increases in the population growth rates of parasitoids and because males do not contribute to pest mortality [28]. Determining which factors influence the sex ratio is important for the successful rearing of parasitoids for field release [28–30]. Indeed, when parasitic Hymenoptera are propagated for several generations in closed laboratory systems, the relative abundance of males and females commonly fluctuates [31].

2.1. The Case of Diachasmimorpha longicaudata Diachasmimorpha longicaudata is a solitary larval-pupal, fruit fly endoparasitoid that is commonly used worldwide as a biological control agent [32,33]. This species is mass reared in Mexico and released in specific zones with high densities of host plants, which were identified as reservoirs of Anastrepha spp. fruit fly populations (Diptera: Tephritidae) [34]. It has also been released for the control of Ceratitis capitata (Wiedemann) (Diptera: Tephritidae) outbreaks in Mexico [35] and mass-reared in Florida for the control of Anastrepha suspensa (Loew) (Diptera: Tephritidae) [36]. Native to the Indo-Philippine region where it attacks Bactrocera spp. (Diptera: Tephritidae) [37], this braconid is now established in most countries where it has been introduced [38]. Unlike some other tephritid-attacking opiines, D. longicaudata females forage both on the canopy and at the

ground level in fallen rotten fruits [39–41]. Female-lifespan offspring production averages 213.4 4.3 eggs [27].

In Mexico, D. longicaudata is mass reared on third-instar A. ludens larvae irradiated at 45 Gy (8-day-old) to prevent the eclosion of adult flies from any unparasitized pupae [42]. The irradiated larvae are exposed to adult parasitoids at a rate of three larvae per female parasitoid (approximately 7,900 larvae were exposed to 2,600 female wasps per cage each day; Table 1), which can vary with the percentage of adult eclosion, which fluctuates between 60%–65%. Adult parasitoids are fed with crystallized honey [43]. Five day-old mature females are exposed to hosts for a period of six days [42]. Because of female egg depletion, the duration of larval exposure to parasitoids varies during the day (Table 1). Following exposure to parasitoids, the host larvae are collected and placed in trays with vermiculite to allow pupation. Fourteen days later, the parasitized pupae are ready to be packed and sent to different destinations for field release. Prior to release, parasitoids are subjected to quality control parameters which include: (1) percentage of adult eclosion, (2) flight and (3) sex ratio. Full details of the rearing process have been described elsewhere [44,45].

Table 1. The number and frequency of Anastrepha ludens larvae exposed to D. longicaudata and the sex ratio of parasitoid offspring produced during mass rearing in Metapa, Chiapas, Mexico over a 16 week collection period from October to December, 2011.

Anastrepha ludens

Diachasmimorpha longicaudata

Time of daily

exposure

Number of exposed host

larvae/unit

* Number of females per

cage

Duration of exposure (h)

Obtained sex ratio

♀:♂ (1) 08:00 3,100 2,600 1 4:7 (2) 12:00 2,400 2,600 1 3:5 (3) 16:00 2,400 2,600 1:45 2:8

* The number of females per cage is influenced by the percent of adult eclosion and by adult mortality during the six days inside the cage.

Superparasitism appears to be a common occurrence in D. longicaudata. Studies have shown

that female D. longicaudata are able to discriminate unparasitized hosts from previously

13

parasitized hosts [46,47], although females frequently superparasitize hosts even in the presence of high numbers of unparasitized larvae [45,47]. Routine observations at the mass-rearing facility in Mexico revealed that the puparium of over 92% of the sampled A. ludens pupae had multiple scars, inflicted during the last larval stage, demonstrating evidence of superparasitism (Figure 1). Previous studies have demonstrated a significant relationship between the number of oviposition scars on the puparium and the number of immatures inside the pupa [47,48].Under these rearing conditions, more females were produced from superparasitized hosts compared to singly parasitized hosts. Superparasitism had no detrimental effects upon other fitness parameters, including flight, fertility and longevity [27], which suggests that this behavior is adaptive and advantageous for biological control programs. Under laboratory conditions, parasitoids collected from wild hosts showed similar tendencies to superparasitize when compared to mass reared parasitoids [49]. Furthermore, in a choice test situation (parasitized vs. unparasitized hosts), 28% of mass-reared females and 30% of wild females self-superparasitized at least one host with no significant difference between female types [49]. During the five days of testing, females of both strains increased the level of superparasitism and the proportion of superparasitized hosts over time, which was interpreted as a consequence of gained experience and the physiological maturity of ovipositing females [49]. In D. longicaudata females, the number of mature oocytes increases as the amount of ovipositional experience increases [46].

Figure 1. (a) Oviposition scars on A. ludens puparium, and (b) first instars of parasitoids observed in one dissected pupa (i.e., visual evidence of superparasitism).

Female parasitoids are capable of making sex allocation decisions which may be influenced by

the previous experience of females, the host species, the host density, the host quality (i.e., the size and previous parasitism), and the presence of conspecific females [29,50]. In D. longicaudata, the relationship between superparasitism and the female-biased sex ratio under mass-reared conditions was unexpected. The probability of an emerging parasitoid being a female was positively associated with the number of scars present on the host cuticle, which is a reliable indicator of superparasitism, but not of host size [17]. The influence of host size on sex allocation decisions of individual females seems to be overridden by superparasitism, which is positively correlated with pupa length [17]. Whether this female-biased sex ratio is the result of differential mortality between male and female larvae or to a decision by the parental female to oviposit more females in larger hosts has not been investigated. As noted in [51,52], superparasitism often yields evidence of the competitive superiority of the sex that is the best intrinsic competitor. Female parasitoids might also decide to oviposit more than one egg per host to suppress possible host defences, and the offspring gender could then be defined by internal competition [53].

The tendency of D. longicaudata females to superparasitize hosts has also been indicated by other studies using different fruit fly species as hosts: two eggs/larvae were observed at low host

a b

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densities of A. suspensa in Florida, USA [46], and 20% of the C. capitata larvae were superparasitized in Argentina [54]. In Malaysia, D. longicaudata were reported to superparasitize Bactrocera sp. nr. dorsalis (Hendel) (Diptera: Tephritidae), which is a natural host of this braconid [55]. Evidence also exists that this species lays more than one egg in a multiparasitism situation: B. dorsalis and C. capitata hosts that were previously parasitized by Fopius arisanus (Sonan) (Hymenoptera: Braconidae) were superparasitized by D. longicaudata females although F. arisanus was found to be a superior competitor (physiological suppression) [56]. Recent studies in field populations of D. longicaudata in Chiapas, Mexico revealed that superparasitism is also present at high levels (~55% of parasitized pupae, but 63% of the hosts were not parasitized) and that a female-biased sex ratio was also related to this phenomenon [18]. Thus, the tendency of D. longicaudata females to lay more than one egg per host (i.e., to superparasitize or multiparasitize hosts) appears to be a widespread characteristic of several populations or strains in the field and under laboratory conditions.

3. Manipulating Mass-Rearing Conditions The conditions used to mass rear parasitoids can be manipulated to improve their sex ratios [57]. To produce more females, the mass-rearing procedures in D. longicaudata can be optimized through the manipulation of conditions that affect the level of superparasitism [17,27,49]. These include: (1) the ratio of host larvae to female parasitoids by increasing or diminishing the number of exposed larvae based on the sequential number of exposures during the day, and (2) the duration of larval exposure to females. As previously discussed, in the mass rearing of D. longicaudata the duration of host larvae exposure varies over time (Table 1), which allows the obtainment of sex ratios favorable to females. A recent study of D. longicaudata mass rearing [58] suggests that the duration of host larval exposure and the host density could be modified in relation to the age of females by using shorter periods of exposure for younger (5- to 7-day-old) females and longer periods for older (8- to 10-day-old) females because of a lower egg load in older wasps. Adjustment of the host density according to the females’ age is also feasible: offering more hosts to younger females in the daily exposures and fewer hosts to older ones. However, these proposals need to be evaluated under the logistics of a mass-rearing program.

There is an implicit risk in manipulating the ovipositional behavior of D. longicaudata females under mass-rearing conditions because it has been reported that high numbers of oviposition scars (>12) per pupa lead to high levels of host mortality and consequently low levels of adult wasp eclosion [27]. Careless management of conditions that favor superparasitism could represent a serious disadvantage by increasing the costs of mass-produced parasitoids and generating contamination problems from the opportunistic Phoridae flies associated with dead larvae [59].

4. Superparasitism in Other Fruit Fly Parasitoid Species Superparasitism in D. longicaudata and other fruit fly parasitoids might be an evolutionary response to interspecific competition. In Mexico, several opiinae parasitoids form part of a guild that attacks third instar larvae of several species in the genus Anastrepha Schiner (Diptera: Tephritidae) [39], which includes D. longicaudata. Consequently, it is possible that different parasitoid species might compete extrinsically (i.e., during the host selection process by adult females) and intrinsically (i.e., during immature developmental stages) for access to and control of host resources (see [56]). During interspecific competition in the field, self-superparasitism of hosts might be profitable for D. longicaudata if the total survival rate (fitness performance) of the first and second eggs laid in self-superparasitized hosts is higher than that of the progeny in singly parasitized hosts. Particularly when these hosts are subsequently attacked by conspecifics or by another co-occurring parasitoid [2]; this phenomenon has been shown for Haplogonatopus atratus Esaki & Hashimoto (Hymenoptera: Dryinidae) under laboratory conditions [60]. Only

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incidental evidence of superparasitism in other fruit fly parasitoids has been published, and it is not known how widespread superparasitism is as a strategy in the guild of parasitoids that attack immature fruit flies. Possibly, due to superparasitism [61], the congeneric Diachasmimorpha kraussi (Fullaway) appears to inflict high mortality on its rearing host Bactrocera latifrons (Hendel) (Diptera: Tephritidae).

Female Coptera haywardi (Oglobin) (Hymenoptera: Diapriidae), a pupal endoparasitoid of fruit flies, are known to show significant conspecific and heterospecific discrimination [62,63]. However, in choice tests, the females have been observed to superparasitize hosts from which only one adult emerge, but it remains unknown whether this superparasitism has an effect on fitness parameters. In a closely related species Coptera occidentalis Muesebeck that attacks C. capitata, superparasitism was frequent: 56% of the examined hosts had an average of 5.04 eggs per dissected pupa [64]. Another extensively studied species is F. arisanus, an egg parasitoid of fruit flies. This species has been noted to exert an impressive capacity for discrimination because a low percentage of attacked eggs (~2%) were reported as superparasitized [65–67].

A recent study [68] compared superparasitism behavior and its consequences in two mass-reared species of Opiinae parasitoids (Braconidae) that attack A. ludens larvae: a native species Doryctobracon crawfordi (Viereck) and an exotic species Diachasmimorpha tryoni (Cameron). The results showed that each species exhibited different foraging strategies, especially regarding superparasitism. Doryctobracon crawfordi did not superparasitize its hosts whether acting alone or in the presence of conspecifics, whereas D. tryoni exhibited superparasitism in both situations. As in D. longicaudata (see [17,27]), superparasitism in the congeneric D. tryoni did not exert any deleterious effect on survival or fecundity and was also positively correlated with a sex ratio favorable to females.

5. Conclusions and Future Perspectives This review shows that superparasitism is an ubiquitous characteristic of D. longicaudata populations and not a result of mass-rearing procedures as initially proposed. This trait confirms the selection of this species as a natural enemy suitable for augmentative biological control programs because a higher proportion of females is derived from superparasitism under mass-rearing conditions. This trait should contribute to improvements in the control of pest populations and compensate for the loss of individuals produced by high levels of superparasitism when managed correctly.

An area that requires future attention is the role a symbiotic virus, known to be transmitted by D. longicaudata, might play in suppressing host defenses and how this could benefit mass-rearing programs. Diachasmimorpha longicaudata females inject the virus (entomopoxvirus DlEPV) during parasitism into their hosts, which then express viral gene products that alter the host immune defenses, growth and development to optimize the conditions for the development of the wasps’ offspring [69].

Another area which requires consideration is the importance of superparasitism in interspecific competition in the field. Frequently, the first eggs laid by parasitoids are expected to prevail through intrinsic competition, but often survival among parasitoid larvae of the same age is found to be independent of the ovipositional sequence [70]. Further, the outcome of competition might also depend on the time elapsed between the two parasitisation events [71].

Questions of how widespread superparasitism is in fruit fly parasitoid guilds, and what the consequences are on parasitoid fitness across a range of parasitoid species, remain largely unanswered. Future research on superparasitism in several fruit fly parasitoid species may further contribute to our understanding of host-parasitoid interactions and how such interactions can be manipulated to optimize the effectiveness of augmentative biological control programs.

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Acknowledgments We are grateful to Flor Moreno, Angela Trinidad, Refugio Hernández, Amanda Ayala and Jorge Cancino (Programa Moscafrut SAGARPA-IICA) for helpful assistance in the preparation of this manuscript. We also thank Olivia Reynolds and two anonymous reviewers for helpful comments on a previous version of this manuscript. References

1. Godfray, H.C.J. Parasitoids, Behavioral and Evolutionary Ecology; Princeton University Press: Princeton, NJ, USA, 1994; p. 473.

2. van Alphen, J.J.M.; Visser, M.E. Superparasitism as an adaptive strategy for insect parasitoids. Annu. Rev. Entomol. 1990, 35, 59–79.

3. van Alphen, J.J.M.; Jervis, M.A. Foraging behaviour. In Insect Natural Enemies. Practical Approaches to Their Study and Evaluation; Jervis, M., Kid, N., Eds.; Chapman & Hall: London, UK, 1996; pp. 1–62.

4. Rosenheim, J.A.; Hongkham, D. Clutch size in an obligately siblicidal parasitoid wasp. Anim. Behav. 1996, 51, 841–852.

5. White, J.A.; Andow, D.A. Benefits of self-superparasitism in a polyembryonic parasitoid. Biol. Control 2008, 46, 133–139.

6. Visser, M.E.; van Alphen, J.J.M.; Nell, H.W. Adaptive superparasitism and time allocation in solitary parasitoids: the influence of the number of parasitoids depleting the patch. Behaviour 1990, 114, 214–227.

7. Visser, M.E.; Luyckx, B.; Nell, H.W.; Boskamp, G.J.F. Adaptive superparasitism and patch time allocation in solitary parasitoids: Marking of parasitized hosts in relation to the pay-off from superparasitism. Ecol. Entomol. 1992, 17, 76–62.

8. Wylie, H.G. Delayed development in Microctomus vittatae (Hymenoptera: Braconidae) in superparasitized adults of Phyllotreta cruciferae (Coleoptera: Chrysomelidae). Can. Entomol. 1983, 115, 441–442.

9. Iwasa, Y.; Higashi, M.; Matsuda, H. Theory of oviposition strategy in parasitoids. I. Effect of mortality and limited egg number. Theor. Popul. Biol. 1984, 26, 205–227.

10. Roitberg, B.D.; Mangel, M.; Lalonde, R.G. Seasonal dynamic shifts in patch exploitation by parasitic wasps. Behav. Ecol. 1992, 3, 156–165.

11. Roitberg, B.; Sircom, J.; van Alphen, J.J.M.; Mangel, M. Life expectancy and reproduction. Nature 1993, 364, 108. 12. Rosenheim, J.A.; Mangel, M. Patch-leaving rules for parasitoids with imperfect host discrimination. Ecol. Entomol.

1994, 19, 374–380. 13. Waage, J.K. Family planning in parasitoids: Adaptive patterns of progeny and sex allocation. In Insect Parasitoids;

Waage, J.K., Greathead, D., Eds.; Academic Press: London, UK, 1986, pp. 63–95. 14. Mackauer, M.; Chau, A. Adaptive self superparasitism in a solitary parasitoid wasp: The influence of clutch size on

offspring size. Funct. Ecol. 2001, 15, 335–343. 15. Darrouzet, E.; Imbert, E.; Chevier, C. Self-superparasitism consequences for offspring sex ratio in the solitary

ectoparasitoid Eupelmus vuilleti. Entomol. Exp. Appl. 2003, 109, 167–171. 16. Sirot, E.; Ploye, H.; Bernstein, C. State dependent superparasitism in a solitary parasitoid: Egg load and survival.

Behav. Ecol. 1997, 8, 226–232. 17. Montoya, P.; Cancino, J.; Perez-Lachaud, G.; Liedo, P. Host size, superparasitism and sex ratio in mass-reared

Diachasmimorpha longicaudata, a fruit fly parasitoid. Biocontrol 2011, 56, 11–17. 18. Montoya, P.; Ruiz, L.; Perez-Lachaud, G.; Cancino, J.; Liedo, P. Field superparasitism by Diachasmimorpha

longicaudata attacking Anastrepha spp. larvae on mango fruits. Biol. Control 2012, submitted for publication. 19. van Lenteren, J.C.; Bakker, K.; van Alphen, J.J.M. How to analyze host discrimination. Ecol. Entomol. 1978, 3, 71–75. 20. van Lenteren, J.C. Host discrimination by parasitoids. In Semiochemicals. Their Role in Pest Control; Nordlun, A.D.,

Jones, R.L., Lewis, W.J. Eds.; John Wiley & Sons: New York, NY, USA, 1981; pp. 153–179. 21. Mackauer, M. Host discrimination and larval competition in solitary endoparasitoids, In Critical Issues in Biological

Control, Mackauer, M., Ehler, L.E., Roland, J., Eds.; Intercept/VHC Publishers, Andover, UK 1990, pp. 41–62. 22. Eller, F.J.; Tumlinson, J.H. Lewis, W.J. Intraspecific competition in Microplitis croceipes (Hymenoptera: Braconidae), a

parasitoid of Heliothis species (Lepidoptera: Noctuidae). Ann. Entomol. Soc. Amer. 1990, 83, 504–508. 23. Harvey, J.A.; Harvey, I.F.; Thompson, D.J. The effect of superparasitism on development of the solitary parasitoid

wasp, Venturia canescens (Hymenoptera: Ichneumonidae). Ecol. Entomol. 1993, 18, 203–208. 24. Bai, B.; Mackauer, M. Influence of superparasitism on development rate and adult size in a solitary parasitoid

Aphidius ervi. Funct. Ecol. 1992, 6, 302–307. 25. Smith, S. M. Biological control with Trichogramma: Advances, successes, and potential of their use. Annu. Rev.

Entomol. 1996, 41, 375–406.

17

26. Wanjberg, E.; Pizzol, J.; Babault, M. Genetic variation in progeny allocation in Trichogramma maidis. Entomol. Exp. App. 1989, 53, 177–187.

27. Gonzalez, P.; Montoya, P.; Perez-Lachaud, G.; Cancino, J.; Liedo, P. Superparasitism in mass reared Diachasmimorpha longicaudata (Ashmead) (Hymenoptera: Braconidae), a parasitoid of fruit flies (Diptera: Tephritidae). Biol. Control 2007, 40, 320–326.

28. Heimpel, G.E.; Lundgren, J.G. Sex ratios of commercially reared biological control agents. Biol. Control 2000, 19, 77–93.

29. King, B.H. Sex ratio manipulation by parasitoid wasps. In Evolution and Diversity of Sex Ratio in Insects and Mites; Wrensch, D.L., Ebberte, M., Eds.; Chapman and Hall: New York, NY, USA, 1993; pp. 418 – 441.

30. Ode, P.J.; Hardy, I.W.C. Parasitoid sex ratios and biological control. In Behavioural Ecology of Insect Parasitoids: From Theoretical Approaches to Field Applications; Wajnberg, E., Bernstein, C., van Alphen, J.J.M., Eds.; Blackwell Publishing: Oxford, UK, 2008; pp. 253–291.

31. Wylie, H.G. Sex ratio variability of Muscidifurax zaraptor (Hymenoptera: Pteromalidae). Can. Entomol. 1979, 111, 105–109.

32. Sivinski, J. The past and potential of biological control of fruit flies. In Fruit Flies Pests. A World Assessment of Their Biology and Management; McPheron, B.A., Stek, G.J., Eds.; St. Louis Press: Delray Beach, FL, USA, 1996, pp. 369–375.

33. Montoya, P.; Liedo, P.; Benrey, B.; Barrera, J.F.; Cancino. J.; Sivinski, J.; Aluja M. Biological control of Anastrepha spp. (Diptera: Tephritidae) in mango orchards through augmentative releases of Diachasmimorpha longicaudata (Ashmead) (Hymenoptera: Braconidae). Biol. Control 2000, 18, 212–224.

34. Montoya, P.; Cancino, J.; Zenil, M.; Santiago, G.; Gutierrez, J.M. The Augmentative biological control component in the Mexican campaign against Anastrepha spp. fruit flies. In Area-Wide Control of Insect Pests: From Research to Field Implementation; Vreysen, M.J.B., Robinson, A.S., Hendrichs, J., Eds.; Springer: Dordrecht, The Netherlands, 2007; pp. 661–670.

35. Montoya, P.; Cancino, J.; Zenil, M.; Gomez, E.; Villaseñor, A. Parasitoid releases in the control of Ceratitis capitata (Diptera: Tephritidae) outbreaks, in coffee growing zones of Chiapas, Mexico. Vedalia 2005, 12, 85–89.

36. Sivinski, J.M.; Calkins, C.O.; Baranowski, R.M.; Harris, D.; Brambila, J.; Diaz, J.; Bums, R.E.; Holler, T.; Dodson, D. Suppression of Caribbean fruit fly (Anastrepha suspensa (Loew) Diptera: Tephritidae) population through releases of the parasitoid Diachasmimorpha longicaudata (Ashmead) (Hymenoptera: Braconidae). Biol. Control 1996, 6, 177–185.

37. Wharton, R.A.; Marsh, P. New world Opiinae (Hymenoptera: Braconidae) parasitic on Tephritidae (Diptera). J. Wash. Acad. Sci. 1978, 68, 147–167.

38. Ovruski, S.; Aluja, M.; Sivinski J.; Wharton, R. Hymenopteran parasitoids on fruit-infesting Tephritidae (Diptera) in Latin America and the southern United States: Diversity, distribution, taxonomic status and their use in fruit fly biological control. Int. Pest Mgmt Rev. 2000, 5, 81–107.

39. Lopez, M.; Aluja, M.; Sivinski, J. Hymenopterous larval–pupal and pupal parasitoids of Anastrepha flies (Diptera: Tephritidae) in Mexico. Biol. Control 1999, 15, 119–129

40. Garcia-Medel, D.; Sivinski, J.; Diaz-Fleischer. F.; Ramirez-Romero, R.; Aluja, M. Foraging behavior by six fruit fly parasitoids (Hymenoptera: Braconidae) released as single -or multiple- species cohorts in field cages: Influence of fruit location and host density. Biol. Control 2007, 43, 12–22

41. Purcell, M.F.; Jackson, C.G.; Long, J .P.; Batchelor, M.A. Influence of guava ripening on parasitism levels by Diachasmimorpha longicaudata (Ashmead) and other parasitoids of Bactrocera dorsalis (Hendel) (Diptera: Tephritidae). Biol. Control 1994, 4, 396–403.

42. Cancino, J.; Ruiz, L.; Gomez, Y.; Toledo, J. Irradiación de larvas de Anastrepha ludens (Loew) (Diptera: Tephritidae) para inhibir la emergencia de moscas en la cría del parasitoide Diachasmimorpha longicaudata (Ashmead) (Hymenoptera: Braconidae) (in Spanish). Folia Entomol. Mex. 2002, 41, 195–208

43. Sivinski, J.: Aluja M.; Holler, T. Food sources for adult Diachasmimorpha longicaudata, a parasitoid of tephritid fruit flies: Effects on longevity and fecundity. Ent. Exp. Appl. 2006, 118, 193–202.

44. Cancino, J.; Ruiz, L.; Lopez, P.; Moreno, F. Cría masiva de parasitoides, In Moscas de la Fruta: Fundamentos y Procedimientos para su Manejo (in Spanish); Montoya, P., Toledo, J., Hernández, E., Eds.; S y G Editores: Mexico, D.F., Mexico, 2010; pp. 291–306.

45. Cancino, J.; Montoya, P. Advances and Perspectives in the mass rearing of fruit fly parasitoids in Mexico. In Fruit Flies of Economic Importance: From Basic to Applied Knowledge; Sugayama, R., Zucchi, R.A., Ovruski, S.M., Sivinski, J., Eds.; Press Color: Bahia, Brazil, 2008; pp. 133–142.

46. Lawrence, P.O.; Greany, P.D.; Nation, J.L.; Baranowski, R.M. Oviposition behavior of Biosteres longicaudatus, a parasite of the Caribbean fruit fly Anastrepha suspensa. Ann. Entomol. Soc. Amer. 1978, 71, 253–256.

47. Montoya, P.; Benrey, B.; Barrera, J.F.; Zenil, M.; Ruiz, L.; Liedo, P. Oviposition behavior and conspecific host discrimination in Diachasmimorpha longicaudata (Hymenoptera: Braconidae), a fruit fly parasitoid. Biocontrol Sci.

18

Technol. 2003, 13, 683–690. 48. Montoya, P.; Liedo, P.; Benrey, B.; Barrera, J.F.; Cancino, J.; Aluja, M. Functional response and superparasitism by

Diachasmimorpha longicaudata (Hymenoptera: Braconidae), a parasitoid of fruit flies (Diptera: Tephritidae). Ann. Entomol. Soc. Amer. 2000, 93, 47–54.

49. Gonzalez, P.; Montoya, P.; Perez-Lachaud, G.; Cancino, J.; Liedo, P. Host discrimination and superparasitism in wild and mass-reared Diachasmimorpha longicaudata (Hym.: Braconidae) females. Biocontrol Sci. Technol. 2010, 20, 137–148.

50. Santolamazza-Carbone, S.; Cordero, R.A. Superparasitism and sex ratio adjustment in a wasp parasitoid: results at variance with Local Mate Competition? Oecologia 2003, 136, 365–373.

51. van Dijken, M.J.; Waage, J.K. Self and conspecific self superparasitism by the egg parasitoid Trichogramma evanescens. Entomol. Exp. Appl. 1987, 43, 183–192.

52. van Dijken, M.J.; van Stratum, P.; van Alphen, J.J.M. Superparasitism and sex ratio in the solitary parasitoid Epidinocarsis lopezi. Entomol. Exp. Appl. 1993, 68, 51–58.

53. Quicke, D.L.J. Parasitic Wasps; Chapman and Hall: London, UK, 1997; p. 470. 54. Carabajal-Paladino, L.Z.; Papeschi, A.G.; Cladera, J.L. Immature stages of development in the parasitoid wasp

Diachasmimorpha longicaudata. J. Insect Sci. 2010, 10, 56. 55. Ibrahim, A.G.; Palacio, I.P.; Rohani, L. Biology of Diachasmimorpha longicaudata, a parasitoid of Carambola fruit fly,

(Diptera: Tephritidae). Pertanika J. Trop. Agric. Sci. 1994, 17, 139–143. 56. Wang X; Messing, R.H.; Bautista, R.C. Competitive superiority of early acting species: A case study of Opiine fruit fly

parasitoids Biocontrol Sci. Technol. 2003, 13, 391–402. 57. Ode, P.J.; Heinz, K.M. Host-size-dependent sex ratio theory and improving mass-reared parasitoids sex ratios. Biol.

Control 2002, 24, 31–41. 58. Cancino, J.; Montoya, P.; López, P.; Moreno, F. Estrategias de exposición larvaria en la cría masiva de

Diachasmimorpha longicaudata para optimizar la emergencia de adultos (in Spanish). Report of Finished Products 2001, Moscafrut Program SAGARPA-IICA, Tapachula, Chiapas, Mexico, Unpublished data, 2011; pp. 1–9.

59. Planta Moscafrut. Annual Report of Quality Control, Moscafrut Program SAGARPA-IICA, Metapa, Chiapas, Mexico, 2011; p. 33.

60. Yamada, Y.Y.; Sugaura, K. Evidence for adaptive self-superparasitism in the dryinid parasitoid Haplogonatopus atratus when conspecifics are present. Oikos 2003, 103, 175–181.

61. Duan, J.J.; Messing. R.H. Host specificity of Diachasmimorpha kraussii (Hymenoptera: Braconidae), a newly introduced Opiine fruit fly parasitoid with four nontarget tephritids in Hawaii. Biol. Control 2000, 19, 28–34.

62. Nuñez-Campero, S.R.; Ovruski, S.M.; Aluja, M. Survival analysis and demographic parameters of the pupal parasitoid Coptera haywardi (Hymenoptera: Diapriidae), reared on Anastrepha fraterculus (Diptera: Tephritidae). Biol. Control 2012, 61, 40–46.

63. Cancino, J.; Liedo, P.; Ruiz, L.; Lopez, G.; Montoya, P.; Barrera, J.F.; Sivinski, J.; Aluja, M. Discrimination by Coptera haywardi (Hymenoptera: Diapriidae) of hosts previously attacked by conspecifics or by the larval parasitoid Diachasmimorpha longicaudata (Hymenoptera: Braconidae). Biocontrol Sci. Technol. 2012, in press.

64. Kazimírová, M.; Vallo, V. Larval morphology and development of Coptera occidentalis. BioControl 1999, 44, 263–280. 65. Montoya, P.; Suarez, A.; Lopez, F.; Cancino, J. Fopius arisanus Oviposition in four Anastrepha fruit fly species of

economic importance in Mexico. BioControl 2009, 54, 437–444. 66. Rousse, P.; Gourdon, F.; Quilici, S. Host specificity of the egg pupal parasitoid Fopius arisanus (Hymenoptera:

Braconidae) in La Reunion. Biol. Control 2006, 37, 284–290. 67. Quimio, G.H.; Walter, G.H. Host preference and host suitability in an egg-pupal fruit-fly parasitoid, Fopius arisanus

(Sonan) (Hymenoptera: Braconidae). J. Appl. Entomol. 2001, 125,135–140. 68. Ayala-Ayala, A.P. Estrategias de superparasitismo de parasitoides nativos y exóticos sobre la mosca Mexicana de la

fruta Anastrepha ludens Loew (Diptera: Tephritidae). MSc thesis, Michoacana University of San Nicolás de Hidalgo, Univ. Michoacana de San Nicolás de Hidalgo, Morelia, Michoacán, Mexico, 2012; p. 43.

69. Lawrence, P.O. Morphogenesis and cytopathic effects of the Diachasmimorpha longicaudata entomopoxvirus in host haemocytes. J. Insect Physiol. 2005, 51, 221–233.

70. Mackauer, M.; Bai, B.; Chow, A.; Danyk, T. Asymmetric larval competition between two species of solitary parasitoid wasps: the influence of superparasitism. Ecol. Entomol. 1992, 17, 233–236.

71. Ueno, T. Host feeding and acceptance by a parasitic wasp (Hymenoptera: Ichneumonidae) as influenced by egg load and experience in a patch. Evol. Ecol. 1999, 13, 33–44.

19

Review

Application of Nuclear Techniques to Improve the Mass Production and Management of Fruit Fly Parasitoids

Jorge Cancino 1,

*, Lía Ruíz 1, Mariana Viscarret

2, John Sivinski

3 and Jorge Hendrichs

4

1 Programa Moscafrut SAGARPA-IICA, Metapa de Domínguez, Chiapas, México; Insectario de Investigaciones para Lucha

, 2 Biológica, Instituto de Microbiología y Zoología CICVyA, INTA, Castelar, 1712 Buenos Aires, Argentina

3 Center for

Medical, Agricultural and Veterinary Entomology, Gainesville, FL 32608, USA; 4

Joint FAO/IAEA Division of Nuclear Techniques in Food and Agriculture, A-1400 Vienna, Austria.

Abstract: The use of irradiated hosts in mass rearing tephritid parasitoids represents an important technical advance in fruit fly augmentative biological control. Irradiation assures that fly emergence is avoided in non-parasitized hosts, while at the same time it has no appreciable effect on parasitoid quality, i.e., fecundity, longevity and flight capability. Parasitoids of fruit fly eggs, larvae and pupae have all been shown to successfully develop in irradiated hosts, allowing a broad range of species to be shipped and released without post-rearing delays waiting for fly emergence and costly procedures to separate flies and wasps. This facilitates the early, more effective and less damaging shipment of natural enemies within hosts and across quarantined borders. In addition, the survival and dispersal of released parasitoids can be monitored by placing irradiated sentinel-hosts in the field. The optimal radiation dosages for host-sterility and parasitoid-fitness differ among species, and considerable progress has been made in integrating radiation into a variety of rearing procedures.

Keywords: irradiation; mass rearing; parasitoids; fruit flies; Diachasmimorpha longicaudata; Anastrepha; Bactrocera; Ceratitis

1. Introduction

Augmentative parasitoid/predator releases are an environmentally-friendly means of pest population suppression that are particularly useful when the pest has a greater rate of increase than its natural enemies and/or its populations begin to increase at times and places where natural enemies are not initially abundant [1,2]. Tephritid fruit flies are often such pests and large-scale releases of their parasitoids can contribute to suppressing their populations [3]. When integrated with the Sterile Insect Technique (SIT), natural enemies can support the sustainable development of “low-prevalence” and “fly-free” agricultural zones.

While parasitoids, particularly opiine braconids, can sometimes inflict substantial mortality on frugivorous tephritids, classical biological control has often been insufficient [4]. In many cases this is because: (1) there are “refugia” for hosts, such as larger fruits in which fly larvae are beyond the reach of many parasitoids’ ovipositors [5]; (2) fruit flies tend to bridge gaps in host availability better than their parasitoids, and as a result escape early season suppression by their natural enemies [6]; and (3) naturally occurring parasitoid population densities cannot suppress pest populations to the minuscule levels required for commercial fruit and vegetable production and export [3]. These issues can be addressed to one degree or another through augmentative releases. For example, “refugia” can be breached by releases of larval parasitoids into patches of smaller fruit whose shallow pulp cannot shelter hosts or by the use of species that attack shallowly-buried eggs that are vulnerable in even the largest fruits. Mass-releases early in a fruiting season when natural enemies would otherwise be rare can prevent tephritid populations from growing and the combination of augmentation, sanitation, insecticide-bait sprays and the complementary SIT can result in commercially acceptable infestation levels [3]. The efficacy of augmentative releases in suppressing fruit flies (Diptera: Tephritidae) has been demonstrated in populations of Ceratitis capitata (Wiedemann) [7,8], Bactrocera spp. (Hendel) [9–11] and Anastrepha spp. (Schiner) [12,13].

20

Regardless of efficacy, what ultimately makes natural enemy augmentation economically viable is a cost effective means of mass rearing [14]. In this regard, fruit fly parasitoids have presented a number of challenges, some of which are now being overcome through the use of nuclear technology. Approximately a dozen programs successfully mass rear fruit fly parasitoid species [15–17], and technical advances in rearing have resulted in the routine production of millions of parasitoids/week. One of the techniques that have facilitated the development of fruit fly natural enemy mass rearing is the use of radiation to suppress the emergence of non-parasitized hosts. Pure parasitoid cohorts are yielded that can be released into the field without the risk of simultaneously releasing fertile flies [18,19]. This has proved to be particularly important when the emergence of adult hosts and parasitoids would normally at least partially overlap [20,21]. At the production level this facilitates host management, reduces rearing-steps, expedites transport and occasionally increases product quality [22–26]. At field sites storage and packaging for release is simplified and irradiated sentinel-host eggs and larvae can be used to monitor parasitoid survival and dispersal [14,25,27–29].

2. Background

Parasitism under mass-rearing conditions is never total and the separation of parasitoids prior to release can be both costly and often results in mechanical damage to the natural enemies [30]. In addition, parasitoid transport to field sites and other facilities is more effective and much easier within hosts than as adults. Historically, various methods had been proposed to separate parasitoids from hosts. For example, in some instances the developmental rates of wasps and flies were sufficiently different to allow adult hosts to emerge first, die and leave parasitoids to emerge alone from parasitized pupae [31]. However, in the majority of cases, some handling was necessary. Chemical growth regulators applied in host larvae to prevent fly adult development and to allow successful parasitoid emergence proved to be less than totally effective [32]. Host irradiation, which prevents successful completion of their development, is now routinely employed in the mass-rearing of several natural enemies [23,25]. The first application of irradiation for the production of a parasitoid was to preserve calyptrate fly pupae for subsequent exposure to parasitoids [33]. Irradiated pupae could be kept “on the shelf” for extended periods of time until needed as hosts for parasitoids of biting and “filth” flies that act as nuisances in dairy/livestock production. Since idiobiont ectoparasitoids of Diptera typically have broad host ranges, easily reared flies such as Musca domestica (L.) could be used to generate natural enemies and suppress target pests more difficult to culture [28,34].

An early attempt to use radiation in tephritid parasitoid mass rearing aimed to obtain sterile flies and parasitoids simultaneously. Ceratitis capitata pupae parasitized by Diachasmimorpha longicaudata (Ashmead) (Hymenoptera: Braconidae) were irradiated prior to adult emergence. Unfortunately, this treatment sterilized the parasitoids as well as the adult flies [35]. The first practical technique was developed by Sivinski and Smittle [18], who irradiated mature Anastrepha suspensa (Loew) larvae prior to parasitization by D. longicaudata and subsequently obtained homogeneous cohorts of fertile parasitoids. This successful experiment led to the widespread assessment and deployment of fruit fly parasitoids produced from irradiated hosts.

However, there were problems of scale when irradiation was integrated into multiple mass rearing procedures. Not the least of these was presented by variable host volumes/densities within the irradiator. For example, while a thin layer of Anastrepha ludens (Loew) larvae exposed to 20 Gy can be used as D. longicaudata hosts, the dose needs to be increased to 40 Gy when a large volume of larvae (over a million) is irradiated [36]. Previous research into post-harvest phytosanitary treatments using radiation helped with calculations to determine the different doses needed to suppress egg, larval and pupal development of various Tephritidae [37]. Within this general framework it is possible to apply radiation not only to larval tephritids, but also to

21

other host stages such as eggs and pupae, with adequate results regarding parasitoid emergence and effectiveness [19,38–41].

In all the aforementioned cases gamma radiation was applied. However, low-energy X-rays have recently also been used [42,43]. This type of radiation is emitted only when the electrical power is turned on and does not depend on radioactive isotopes with their associated risks and regulatory obstacles to their management and international transportation [44]. Mastrangelo et al. [42] compared the use of gamma and X-rays to induce sterility in C. capitata and Anastrepha fraterculus (Wiedemann), the South American fruit fly, and obtained 99% sterility in both species. Further studies on C. capitata and A. fraterculus exposure to X-rays [45,46] find that larval volume/density within the irradiation device affects even more than gamma radiation dosage formulations [19,44,47]. This kind of X-ray irradiation represents an important alternative technology in parasitoid mass rearing, but it will be necessary to reevaluate doses and methods.

3. Physiological Basis

Unstable elements (e.g., Cobalto-60, Cesium-137) produce ionizing radiation which decomposes into high energy ions emitted at low wavelengths. The emitted radiation is absorbed by any type of material which, as a result of the received energy, changes its chemical, physical or biological structure [44]. Ionizing radiation received by living organisms leads to oxidation chain reactions, forming peroxide free radicals that, depending on the dose, can cause irreversible alterations to molecules [48].

Radiation acts directly on the complex compounds of living organisms, the most affected are those in the process of formation or change [49]. As insects are subject to a series of major developmental/metabolic changes, they can be very susceptible to radiation [48], and its effect is greatest during metamorphosis. Thus radiation applied at an adequate dose and critical stage results in sterility, developmental suppression or other types of damage or physiological alterations [50].

In addition to the physiological state of the insect [51], body size is an important determinant of vulnerability to radiation with an inverse relationship between effective dosage and mass [52,53]. Thus in tephritid flies, the dose required to suppress development of the larger A. ludens larvae is actually lower than that required for the smaller C. capitata larvae [37,54].

In order for parasitoids to develop successfully on irradiated hosts, two important conditions must be met. First, the radiation cannot substantially diminish the quality of the host as a source of food [55]. Second, and this is particularly true for koinobiont endoparasitoids, the host’s interior physical and chemical conditions must still provide the cues and hormones required to orchestrate the parasitoid’s development [56]. Little is known about the nutritional and hormonal requirements of tephritid parasitoids. At this point in our research we can only deduce from the comparable quality of parasitoids raised on irradiated and unirradiated hosts that these requirements are not substantially violated by irradiation. There is even some tantalizing evidence that host-irradiation could enhance parasitism rates and parasitoid fitness [57].

Insects, including fruit flies, defend themselves against parasitoids through various immune mechanisms such as encapsulation [58–61]. In a majority of parasitoids, egg and first larval stage development is often very rapid [62], and voracious feeding early in their development may be a means acquiring critical resources before the host can mount a defensive response [63,64]. If radiation could compromise the host immune system, then a greater proportion of parasitoids might complete their development. It is known that radiation can damage the capacity of certain insect hosts to defend themselves and consequently a parasitoid may not confront fully competent resistance. For example, irradiation of the lepidopteran hosts of the braconid Cotesia flavipes (Cameron) (Hymenoptera: Braconidae) increased parasitism rates [24,65]. Some evidence likewise indicates that fruit fly larvae are immunologically compromised, thus radiation can result

22

in a higher percent of parasitoid emergence. Diachasmimorpha longicaudata emergence and females-biased sex ratio increased following exposure of both C. capitata and A. fraterculus hosts to X-ray doses of between 20 Gy and 100 Gy [45,46]. Gamma irradiated C. capitata larvae also supported higher D. longicaudata emergence rates and produced a significantly greater proportion of females [66,67]. However, more studies are required to conclusively attribute increases in parasitism performance to reductions in host defenses.

Host age, for eggs and larvae, influences the effects of radiation. In both cases there is a combination of physiological and technical factors to consider when determining the optimal host age for irradiation and exposure to parasitoids. Timing of irradiation is particularly critical in the production of some tephritid pupal parasitoids. While irradiated host pupae are acceptable to them, when irradiated larvae are allowed to pupate they are usually no longer suitable hosts. Following irradiation the puparium cuticular layer forms but the pupa fails to develop properly, and pupal formation is critical, for different reasons, to both ecto and endoparasitoids. Ectoparasitoids of tephritid pupae oviposit into the space between the puparium and pupa [68], and in pupae derived from irradiated larvae this space does not develop [69]. In pupal endoparasitoids, i.e., the diapriid Coptera haywardi (Oglobin), host unsuitability is related to biochemical changes resulting from radiation [70,71]. The puparium-pupal space also seems to be important to larval parasitoids of the family Figitidae, which fail to develop on irradiated hosts [72]. While these may be the only cases where emergence of adult parasitoids from irradiated fruit fly hosts have not been observed, their occurrence confirms that the physiological development of immature stages of parasitoids requires a combination of physical-chemical conditions that are not always present after host irradiation [73,74].

4. Optimizing Radiation Dose and Age of Irradiating Fruit Fly Hosts

The major variables in developing optimal mass-rearing procedures are: (1) radiation dose (Gy), (2) appropriate physiological age of the host (stage/instar/days) and (3) time of host exposure to radiation (Table 1). Success is measured by the number, quality and sex ratio of the resulting adult parasitoids as well as the complete suppression of fertile fly emergence. These variables have been identified in the mass rearing of a number of egg, larval and pupal hymenopteran parasitoids of tephritids.

Development in irradiated hosts has been described for 10 species of Braconidae (Opiinae). One of these, Fopius arisanus (Sonan), originally from tropical Asia, is an important egg-prepupal parasitoid for the control of Bactrocera spp. and C. capitata [75,76]. The remaining species attack larvae and are native to Asia/Indo-Australian or the Neotropics [7,77,78]. Diachasmimorpha longicaudata deserves special mention, as it is widely used to control Anastrepha spp., as well as Bactrocera spp. and C. capitata (Figure 1) [78,79]. Species of the Psyttalia concolor (Szépligeti) complex are interesting [80] since they can be reared on the factitious host C. capitata to produce parasitoids for the control of the olive fly Bactrocera oleae (Gmelin) [81,82]. Bactrocera tryoni (Froggatt) is an unusual host in that irradiation arrests its development to the point that emergence of the parasitoid (Diachasmimorpha kraussii (Fullaway) is compromised [83].

Table 1. Host stages, instars and radiation dosages used in the mass-rearing of various egg, larval and pupal hymenopteran parasitoids of tephritids under different host and irradiator conditions.

Family Parasitoid

species Host

species Stage

(instar) Irradiation Dose (Gy)

Host irradiation Irradiator / conditions Reference

Braconidae Fopius arisanus Anastrepha ludens

Egg 1 27.5 1 mL egg

3 mL of water Gammacell 220 Co 60 2.3–3.0 Gy/min free oxygen

[38]

Diachasmimorpha longicaudata

Anastrepha ludens

Egg 1 27.5 1 mL egg

3 mL of water Gammacell 220 Co 60 2.5–3.0 Gy/min free oxygen

[38]

Anastrepha ludens

Larva (3rd)

20 100 larvae naked

Gammacell 220 Co 60 2.5–3.0 Gy/min free oxygen

[19]

Anastrepha obliqua

Larva (3rd)

30 100 larvae naked

Gammacell 220 Co 60 2.5–3.0 Gy/min free oxygen

[19]

Anastrepha serpentina

Larva (3rd)

20 100 larvae naked

Gammacell 220 Co 60 2.5–3.0 Gy/min free oxygen

[19]

Anastrepha suspensa

Larva (3rd)

20 200 larvae naked

137 Cs source 1732 roentgens/min

[18]

Ceratitis capitata

Larva (3rd)

60–65 larvae naked

Gammabean 650 Co 60 type IR31 226.9–287.83 Gy/h

[66,67]

Doryctobracon crawfordi

Anastrepha ludens

Larva (3rd)

20 100 larvae naked

Gammacell 220 Co 60 2.5–3.0 Gy/min free oxygen

[39]

Doryctobracon aerolatus

Anastrepha suspensa

Larva (2nd)

70 Larvae mixed in diet

Gammacell 1,000 Cs137 8.9 Gy/min

[84]

Opius hirtus

Anastrepha ludens

Larva (3rd)

20 100 larvae naked

Gammacell 220 Co 60 2.5–3.0 Gy/min free oxygen

[39]

Utetes anastrephae

Anastrepha ludens

Larva (3rd)

20 100 larvae naked

Gammacell 220 Co 60 2.5–3.0 Gy/min free oxygen

[39]

Diachasmimorpha tryoni

Ceratitis capitata

Larva (3rd)

40 100 larvae naked

Gammacell 220 Co 60 2.5–3.0 Gy/min free oxygen

[19]

Psyttalia concolor

Ceratitis capitata

Larva (3rd)

60 Larvae in water Theratron Co 60 type C-146; 107.33 cGy/min

[41]

24

Table 1. Cont.

Family Parasitoid species Host

species Stage

(instar) Irradiation Dose (Gy)

Host irradiation Irradiator / conditions Reference

Psytalia humillis Diachasmimorpha kraussii

Ceratitis capitata Bactrocera tryoni

Larva (3rd) Larva (2nd–3rd)

70 15.9-26.8

1 Lt naked larvae in a plastic bag Larvae with diet in Petri dishes.

Gammacell 220 Co 60 3.0 Gy/min Gamma Technology Research Irradiator Co 60

[81] [83]

Eulophidae Aceratoneuromyia indica

Anastrepha ludens

Larva (3rd)

45 100 larvae naked

JS-120 Co 60 4.22 Gy/min

[85]

Diapriidae Coptera haywardi

Anastrepha ludens

Pupa 2 20 100 pupae

naked Gammacell 220 Co 60 2.5–3.0 Gy/min free oxygen

[39]

Eurytomidae Eurytoma sivinski

Anastrepha ludens

Pupa 2 20 100 pupae

naked Gammacell 220 Co 60 2.5–3.0 Gy/min free oxygen

[39]

Chalcidoidea Dirhinus spp. Anastrepha ludens

Pupa 2 20 100 pupae

naked Gammacell 220 Co 60 2.5–3.0 Gy/min free oxygen

[39]

1 Eggs exposed to radiation at the age of 72 h.

2 Pupae exposed to radiation at the age of 3–5 days.

Figure 1. Mass rearing of D. longicaudata with irradiated host larvae. Moscafrut Program, México. (a) Cages in the adult colony, (b) D. longicaudata female ovipositing, (c) an adult parasitoid rearing cage, (d) larvae that have been exposed to parasitoids, including pupated larvae.

A koinobiont outside of the Braconidae, the eulophid Aceratoneuromyia indica (Silvestri), can develop in irradiated hosts and attacks larvae in various genera of Tephritidae (Bactrocera spp., Anastrepha spp.). Little is known about the developmental biology of this species [78], however, it could be important to biocontrol since it searches for host larvae inside infested fruit and may not find large fruit size a barrier to oviposition [86].

Pupal parasitoids have also been considered for tephritid biological control and can be divided into two groups that may differ in their developmental responses to host irradiation (see Section 3, Physiological Basis). The first group is composed of species of Dirhinus (Chalcididae) and Eurytoma sivinskii (Eurytomidae) (Gates and Grissell). These are solitary ectoparasitic idiobionts and generalists that develop in a wide range of Diptera [87,88]. The second consists of endoparasitoids of the family Diapriidae, particularly C. haywardi. These appear to be specialized on Tephritidae and so are likely to have less effect on non-target species and to remain focused on declining pest populations [89].

The emergence of adult parasitoids from their host puparia requires removal of host larvae from the potential contaminants in the artificial diet and their placement into a suitable pupation

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26

environment. From an operational perspective, host irradiation poses few adverse effects in this regard. An exception is that irradiation of Bactrocera dorsalis (Hendel) second instar larvae, used for mass rearing of Fopius vandenboschi (Fullaway), prevents mature larvae from jumping in order to exit diet trays. This creates a problem for parasitoid mass-rearing since there is no equally efficient artificial technique to remove larvae from diet (Kuswadi, personal communication).

The micro-environmental conditions under which radiation is applied are important to its effectiveness. For instance, Cancino et al. [19] irradiated C. capitata third instar larvae directly without any additional substrate (diet, vermiculite, water etc.), while Hepdurgun et al. [41] irradiated larvae of similar age covered in water. Since water is an effective radiation barrier [90], Hepdurgun et al.’s larvae required an additional 20 Gy to be sterilized.

To an even greater degree than gamma rays, the efficacy of X-rays depends upon the manner of host presentation. For example, a dose of 60 Gy applied to 150–200 third instar C. capitata placed in a Petri dish, completely inhibits adult fly emergence, whether or not larvae are immersed in diet. However, adult development and eclosion of ~19,000 larvae in a larger container was not completely suppressed even with a dose 100 Gy [45]. X-rays have lower penetration than gamma rays [43] and their efficiency is greatly reduced when larvae are immersed in diet and presented in deep-bodied trays. Equivalent doses of gamma and X-rays induced sterility in A. fraterculus [46] but this might have been due to small numbers of larvae (approx. 2,200) being presented in shallow diet trays (Table 2).

Table 2. X-ray doses applied in two fruit fly species for mass rearing the hymenopteran larval parasitoid D. longicaudata. Host Species

Stage (instar)

Irradiation Dose

Host Irradiation

Irradiator/conditions Reference

Ceratitis capitata Anastrepha fraterculus

Larva (3rd) Larva (3rd)

6,250.2 R (60 Gy) 10,417 R (100 Gy)

150–200 larvae with and without larval diet 2,200 larvae mixed in diet

Philips MG 160 Constant Potential X-ray System-Minus H:T. Generator Type 160 kV/4 kW Free oxygen Philips MG 160 Constant Potential X-ray System-Minus H:T. Generator Type 160 kV/4 kW Free oxygen

[45] [46]

In facilities mass rearing parasitoids for augmentative releases, large quantities of hosts are treated in each radiation session, and optimal radiation doses for particular scales of irradiation and hosts have been experimentally derived [36]. Unfortunately, this process has only occasionally been put into practice and then only for some parasitoid species. Table 3 lists the reported doses used to irradiate large quantities of hosts. The doses applied are universally higher than those suggested in the literature as necessary to prevent fly emergence (see Table 1).

27

Table 3. Gamma ray doses used for irradiation of hosts in the large-scale mass rearing of fruit fly parasitoids.

Parasitoid species

Host species

Stage (instar)

Irradiation Dose (Gy)

Irradiator/conditions Weekly Pupae Production

Reference

D. longicaudata

A. ludens Larvae (3rd)

45 JS-120 Co 60 4.22 Gy /min

50 millions [19,91]

D. longicaudata

A. suspensa

Larvae (3rd)

40 Gammacell 1,000 Cs 137 12 Gy/min

~150,000 [12]

D. krausi C. capitata

Larvae (3rd)

70 Gammacell 220 Co 60 3 Gy/min

~1 million [92]

D. tryoni C. capitata

Larvae (3rd)

70 Gammacell 220 Co 60 3 Gy/min

~1 million [93]

P. humillis C. capitata

Larvae (3rd)

70 Gammacell 220 Co 60 3 Gy/min

~100,000 [81]

C. haywardi A. ludens Pupae 40 JS-120 Co 60 4.22 Gy/min

150,000 [17,39]

5. Quality of Emerged Adult Parasitoids While the numbers of parasitoids reared and the complete removal of fertile flies are important to augmentative biological control, it is equally important that the parasitoids produced retain the foraging and reproductive abilities that make them effective biological control agents. Some important parameters to measure production quality, such as pupation, adult emergence, sex ratio, longevity, fecundity and flight capability, have been established [94,95]. One comparison of D. longicaudata reared on irradiated and non-irradiated hosts found no significant differences in the mentioned parameters except for a lower rate of pupation in those larvae that had failed to mature within 72 h of irradiation [19].

A mixture of developing flies and parasitoids in the same pupation medium can decrease parasitoid survival. Flies increase micro-environmental temperatures which can result in degraded hygienic conditions and poorer parasitoid health. Exclusive production of parasitoids reduces mortality and improves emergence, biases sex ratios towards females, and improves longevity and flight capability [96]. 6. Practical Applications

The use of irradiated hosts has improved the rearing-efficacy of fruit fly parasitoids and perhaps their quality as biological control agents. The following are among the most important of radiation’s specific contributions:

(a) Avoidance of host emergence: This is without doubt the most important consequence of host

irradiation. Developmental suppression of non-parasitized hosts, which represent between 10–50% of hosts under mass rearing conditions, is a key to increasing parasitoid production to the level of millions per week. Without irradiation it is practically impossible to maintain large-scale production without the risk of shipping and releasing pest flies.

(b) Increased production: As a result of suppression of host defenses, irradiation of the hosts can in some cases increase parasitoid emergence rates [66,67]. Also, host mortality is reduced and parasitoid emergence increased as a result of larval or pupal medium sanitation.

28

(c) Pupae packing and shipment: Production laboratories are often located far from the targeted release areas. The transportation of exclusively parasitized pupae in plastic bags under hypoxic conditions improves security considerations and so facilitates transport, handling and makes post-transport quality evaluations simpler to perform [97].

(d) Preparation for release: The sole emergence of adult parasitoids facilitates the design of methods to release millions of parasitoids in the field [12,13]. This is particularly true when devices such as those employed for aerial release need to be calibrated for a particular size of insect with unique environmental tolerances [93,97].

(e) Parasitoid quality: Avoiding the separation of parasitoids and flies, allowing the packing and transport of only parasitoids in pupae rather than as adults, significantly increases their quality. Also, fewer dead host larvae and pupae during the production phase as a result of the exclusive development of parasitoids, improves sanitation and the quality of mass produced parasitoids while favoring a female-biased sex ratio [66,67,96].

(f) Field evaluations: Parasitoid presence, behavior, survival and dispersal can be assessed by deploying devices baited with irradiated hosts (Figure 2) [13]. Irradiated hosts do not present an infestation risk in the field. The use of such devices is currently the only practical alternative to experiments conducted under laboratory or greenhouse conditions [98].

(g) Export of parasitoids within quarantined pest pupae: The MOSCAFRUT production facility in Mexico has exported D. longicaudata parasitoids to different countries such as Argentina, Brazil, Colombia, Costa Rica and Peru [79,99]. This involved the transport of A. ludens as the host, a quarantined fly species in all the mentioned countries. The consignments were carried out using parasitoids in irradiated hosts, thus eliminating the risk of introducing an economically important species. In addition, the Campaña Nacional contra Moscas de la Fruta (National Campaign against Fruit Flies) in Mexico, transports millions of A. ludens pupae containing D. longicaudata weekly to various “low prevalence” agricultural production zones in northern Mexico. Since these are areas where eradication or suppression campaigns are ongoing, the inadvertent release of fertile flies would be disastrous [91]. However, due to host irradiation there have been no reports of fruit fly contamination in over 15 years. Another noteworthy case is the import and release of Psyttalia humilis (Silvestri) in California for the control of B. oleae. These parasitoids are produced using irradiated C. capitata [81] larvae transported from Guatemala. This species of fly is commercially important throughout the world and is a quarantine species in the United States. Without irradiation, the project in its present form would not be feasible.

7. Conclusions Augmentative biological control has a promising future as part of integrated fruit fly management. Assessments carried out in the field have demonstrated the effectiveness and advantages of the approach. The availability of many parasitoid species provides a much wider scope of biological control alternatives than in the past to manage different fruit flies under different situations and climatic conditions. However, there is still need for more research to further reduce mass rearing costs, including the production of irradiated hosts. For example, X-ray radiation devices and techniques require further evaluation in order to determine the best doses and host physiological states.

29

Figure 2. Different devices for evaluating parasitoid presence or activity in the field using irradiated host larvae or pupae. (a) “Sausage” trap with 200 irradiated larvae and diet for D. longicaudata evaluations, (b) D. longicaudata females ovipositing into hosts within the trap, c and d) two views of traps with approximately 1,000 irradiated pupae and vermiculite used for evaluation of pupal parasitoids.

The use of irradiated hosts in mass rearing is essential for large-scale management of parasitoids. However, a significant constraint is access to radiation sources. These are costly [44], thus their use is largely restricted to large commercial producers [100] or to government institutions that support area-wide pest management approaches. The advantages of irradiation will continue to drive a demand for alternative X-ray devices that more cost-effective and for studies of parasitoid physiology, behavior and other biological attributes in support of augmentative biological control. For example, the use of irradiated eggs for the development of larvae that can be used as hosts of D. longicaudata or other larval parasitoids could reduce handling time, because it is faster and easier to irradiate large numbers of eggs. Also, easily reared factitious host larvae and pupae could lower mass production costs.

The mass rearing of fruit fly parasitoids requires the infrastructure for the mass production of hosts, which means that initial investment costs are high. This has led some regional control programs to procure parasitoids from other production centers. As this requires the elimination of the risk of introducing quarantine pest species, the use of irradiated hosts for transboundary movement will increasingly become compulsory.

In the field, evaluation of parasitoid efficiency can be further developed by means of devices with irradiated host eggs, larvae or pupae [24,29]. Studies of this type have already provided interesting information on the dispersal of released parasitoids. In addition to monitoring parasitoid presence

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30

and activity, irradiated hosts could be placed in the field early in the fruiting season to build up natural parasitoid populations. Such an approach would be foolhardy without radiation technologies.

In conclusion, the use of irradiated hosts is fundamental for the production of fruit fly parasitoids. It not only facilitates augmentative biological control, it also creates opportunities for other novel environmentally-friendly control techniques that can join augmentation in an integrated approach to area-wide fruit fly management.

Acknowledgments Thanks to Yeudiel Gómez for his important comments on early versions of the paper. Pedro Rendón kindly provided us with important information about parasitoids species and irradiation doses applied in the biological control of fruit flies in the Guatemala Medfly Program. Ramón Wilson, Patricia López and Eric López took the photos included in this work.

References

1. Parella, M.P.; Heinz, K.M.; Nunney, L. Biological control through augmentative releases of natural enemies: A strategy whose time has come. Am. Entomol.1992, 38, 172–180.

2. Van Lenteren, J.C.; Bueno, V.H.P. Augmentative biological control of arthropods in Latin America. Biocontrol 2003, 48, 123–139.

3. Knipling, E.F. Principles of insect parasitism analyzed from new perspectives: Practical implications for regulating insect populations by biological means. In Agriculture Handbook Number 512; United States Department of Agriculture, Agricultural Research Service: Washington, DC, USA, 1992; p. 659.

4. Wharton, R.A. Classical biological control of fruit-infesting Tephritidae. In Fruit Flies: Their Biology, Natural Enemies and Control; Robinson, A.S., Hooper, G., Eds.; Elsevier: Amsterdam, The Netherlands, 1989; pp. 303–313.

5. Leyva, J.; Browning, W.V.; Gilstrap, F.E. Effect of host species size and color on parasitization of Anastrepha ludens (Diptera: Tephritidae) by Diachasmimorpha longicaudata (Hymenoptera: Braconidae). Environ. Entomol. 1991, 20, 1469–1476.

6. Aluja, M.; Birke, A. Habitat use by adults of Anastrepha obliqua (Diptera: Tephritidae) in a mixed mango and tropical plum orchard. Ann. Entomol. Soc. Am. 1993, 86, 799–812.

7. Wong, T.T.Y.; Ramadan, M.M.; McInnis, D.O.; Mochizuki, N.; Nishimoto, J.I.; Herr, J.C. Augmentative releases of Diachasmimorpha tryoni (Hymenoptera: Braconidae) to suppress a Mediterranean fruit fly (Diptera: Tephritidae) population in Kula, Maui, Hawaii. Biol. Control 1991, 1, 2–7.

8. Wong, T.T.Y.; Ramadan, M.M.; Herr, J.C.; McInnis, D.O. Suppression of a Mediterranean fruit fly (Diptera: Tephritidae) population with concurrent parasitoid and sterile fly releases in Kula, Maui, Hawaii. J. Econ. Entomol. 1992, 85, 1671–1681.

9. Vargas, R.I.; Peck, S.L.; McQuate, G.J.; Jackson, C.G.; Stark, J.D.; Armstrong, J.W. Potential for area wide integrated management of Mediterranean fruit fly (Diptera: Tephritidae) with a Braconid parasitoid and novel bait-spray. J. Econ. Entomol. 2001, 94, 817–825.

10. Vargas, R.I.; Long, J.; Miller, N.W.; Delete, K.; Jackson, C.G.; Uchida, G.K.; Bautista, R.C.; Harris, E.J. Releases of Psyttalia fletcheri (Hymenoptera: Braconidae) and sterile flies to suppress melon fly (Diptera: Tephritidae) in Hawaii. J. Econ. Entomol. 2004, 97, 1531–1539.

11. Harris, E.J.; Bautista, R.C.; Vargas, R.I.; Jang, E.V.; Eitam, A.; Leblanc, L. Suppression of melon fly (Diptera: Tephritidae) populations with releases of Fopius arisanus and Psyttalia fletcheri (Hymenoptera: Braconidae) in North Shore Oahu, HI, USA. Biocontrol 2010, 53, 593–599.

12. Sivinski, J.; Calkins, C.O.; Baranowski, R.M.; Harris, D.; Brambila, J.; Díaz, J.; Burns, R.E.; Holler, T.; Dodson, G. Suppression of Caribbean fruit fly Anastrepha suspensa (Loew) (Diptera: Tephritidae) population through augmented releases of the parasitoid Diachasmimorpha longicaudata (Ashmead) (Hymenoptera: Braconidae). Biol. Control 1996, 6, 177–185.

13. Montoya, P.; Liedo, P.; Benrey, B.; Cancino, J.; Barrera, J.F.; Sivinski, J.; Aluja, M. Biological control of Anastrepha spp. (Diptera: Tephritidae) in mango orchards through augmentative releases of Diachasmimorpha longicaudata (Ashmead) (Hymenoptera: Braconidae). Biol. Control 2000, 18, 216–224.

14. Van Lenteren, J.C. The state of the commercial augmentative biological control: Plenty of natural enemies, but a frustrating lack of uptake. Biocontrol 2011, 1, 1–20.

31

15. Wong, T.T.Y.; Ramadan, M.M. Mass rearing biology of larval parasitoids (Hymenoptera: Braconidae) of Tephritid fruit flies in Hawaii. In Advances in Insect Rearing for Research and Pest Management; Anderson, T., Leppla, N., Eds.; Westview Press: Boulder, CO, USA, 1992; pp. 405–476.

16. Bautista, R.C.; Mochizuki, N.; Spencer, J.P.; Harris, E.J.; Ichimura, D.M. Mass rearing of the Tephritid fruit fly parasitoid Fopius arisanus (Hymenoptera: Braconidae). Biol. Control 1999, 15, 137–144.

17. Cancino; J.; Montoya, P. Advances and perspectives in the mass rearing of fruit fly parasitoids in Mexico. In Proceedings of the 7th International Symposium on Fruit Fly on Economic Importance, Salvador, Bahia, Brazil, 10–15 September 2006; pp. 133–142.

18. Sivinski, J.; Smittle, B. Effect of gamma radiation on the development of the Caribbean fruit fly Anastrepha suspensa and the subsequent development of its parasite Diachasmimorpha longicaudata (Ashmead). Entomol. Exp. Appl. 1990, 55, 295–297.

19. Cancino, J.; Ruíz L.; López P.; Sivinski, J. The suitability of Anastrepha spp. and Ceratitis capitata larvae as hosts of Diachamimorpha longicaudata and Diachasmimorpha tryoni: Effects of host age and radiation dose and implications for quality control in mass rearing. Biocontrol Sci. Tech. 2009, 19, 81–94.

20. Lawrence, P.O.; Baranowski, R.M.; Greany, P.D. Effect of host age on development of Biosteres (=Opius) longicaudatus, a parasitoid of the Caribbean fruit fly, Anastrepha suspensa. Fla. Entomol.1976, 59, 33–39.

21. Zenil, M.; Liedo. P.; Williams, T.; Valle, J.; Cancino, J.; Montoya, P. Reproductive biology of Fopius arisanus (Hymenoptera: Braconidae) on Ceratitis capitata and Anastrepha spp. (Diptera: Tephritidae). Biol. Control 2004, 29, 169–178.

22. Hamed, M.; Nadeem, S.; Riaz, A. Use of gamma radiation for improving the mass production of Trichogramma chilonis and Chrysoperla carnea. Biocontrol Sci. Tech. 2009, 19, 43–48.

23. Wang, E.; Lu, D.; Liu, X.; Li, Y. Evaluating the use of nuclear techniques for colonization and production of Trichogramma chilonis in combination with releasing irradiated moths for control of cotton bollworm, Helicoverpa armigera. Biocontrol Sci. Tech. 2009, 19, 235–242.

24. Fatima, B.; Ahmad, N.; Memon, R.M.; Bux, M.; Ahmad, Q. Enhancing biological control of sugarcane shoot borer, Chilo infuscatellus (Lepidoptera: Pyralidae) through use of radiation to improve laboratory rearing and field augmentation of egg and larval parasitoids. Biocontrol Sci. Tech. 2009, 19, 277–290.

25. Hendrichs, J.; Bloem, K.; Hoch, G.; Carpenter, J.E.; Greany, P.; Robinson, A.S. Improving the cost-effectiveness, trade and safety of biological control for agricultural insect pests using nuclear techniques. Biocontrol Sci. Tech. 2009, 19, 3–22.

26. Mawela, K.V.; Kfir, R.; Krüger, K. Host Suitability of UV-irradiated eggs of three Lepidoptera species for rearing Trichogramma lutea Girault (Hymenoptera: Trichogrammatidae). J. Appl. Entomol. 2010, 134, 737–744.

27. Tuncbilek, A.S.; Canpolat, U.; Sumer, F. Suitability of irradiated and cold-stored eggs of Ephestia kuehniella (Pyralidae: Lepidoptera) and Sitotroga cerealella (Gelechidae: Lepidoptera) for stockpiling the egg-parasitoid Trichogramma evanescens (Trichogrammatidae: Hymenoptera) in diapause. Biocontrol Sci. Tech. 2009, 19, 127–138.

28. Zapater, M.C.; Andiarena, C.E.; Camargo, G.P.; Bartolini, N. Use of irradiated Musca domestica pupae to optimize mass rearing and commercial shipment of the parasitoid Spalangia endius (Hymenoptera: Pteromalidae). Biocontrol Sci. Tech. 2009, 19, 261–270.

29. Paranhos, B.J.; Walder, J.M.M.; Papadopoulos, N.T. A simple method to study parasitism and field biology of the parasitoid Diachasmimorpha longicaudata (Hymenoptera: Braconidae) on Ceratitis capitata (Diptera: Tephritidae). Biocontrol Sci. Tech. 2003, 13, 631–639.

30. Papathanos, P.A.; Bossin, H.C.; Benedict, M.Q.; Catteruccia, F.; Malcolm, C.A.; Alphey, L.; Crisanti, A. Sex separation strategies: past experience and new approaches. Malar. J. 2009, 8, S5.

31. Jackson, C.G.; Chan, H.T.; Tanuchi, M.H.; Churchill, D.B.; Bilsland, D.M. Pneumatic air separation for the sorting of parasitized and unparasitized fruit fly (Diptera: Tephritidae) puparia. J. Econ. Entomol. 1996, 89, 353–358.

32. Purcell, M.F.; Schroeder, W.J. Effect of silwet L.77 and diazinon on three fruit flies and associated endoparasitoids. J. Econ. Entomol. 1996, 89, 1566–1570.

33. Morgan, P.B.; Smittle, B.J.; Patterson, R.S. Use of irradiated pupae to mass culture the microhymenopterous pupal parasitoid Spalangia endius Walker (Hymenoptera: Pteromalidae) I. Musca domestica L. (Diptera: Muscidae). J. Entomol. Sci. 1986, 21, 222–227.

34. Roth, J.P.; Fincher, G.T.; Summerlin, J.W. Suitability of irradiated or freeze-killed horn fly (Diptera: Muscidae) pupae as hosts for hymenopteran parasitoids. J. Econ. Entomol. 1991, 84, 94–98.

32

35. Ramadan, M.M.; Wong, T.T.Y. Effect of gamma radiation on Biosteres longicaudatus (Ashmead) (Hymenoptera: Braconidae), a larval parasitoids of Dacus dorsalis Hendel (Diptera. Tephritidae). Proc. Hawaii Entomol. Soc. 1989, 29, 111–113.

36. Cancino, J.; Ruíz, L.; Gómez, Y.; Toledo, J. Irradiación de larvas de Anastrepha ludens (Loew) (Diptera: Tephritidae) para inhibir la emergencia de moscas en la cría del parasitoide Diachasmimorpha longicaudata (Ashmead) (Hymenoptera: Braconidae). Folia Entomol. Mex 2002, 41, 195–208.

37. Hallman, J.G.; Loaharanu, P. Generic ionizing radiation quarantine treatments against fruit flies (Diptera: Tephritidae) proposed. J. Econ. Entomol. 2002, 95, 893–901.

38. Cancino, J.; Ruíz, L.; Pérez, J.; Harris, E. Irradiation of Anastrepha ludens (Diptera: Tephritidae) eggs for the rearing of the fruit fly parasitoids, Fopius arisanus and Diachasmimorpha longicaudata (Hymenoptera: Braconidae). Biocontrol Sci. Tech. 2009, 19, 167–177.

39. Cancino, J.; Ruíz, L.; Sivinski, J.; Gálvez, F.O.; Aluja, M. Rearing of five hymenopterous larval-prepupal (Braconidae, Figitidae) and three pupal (Diapriidae, Chacidoidea, Eurytomidae) native parasitoids of the genus Anastrepha (Diptera: Tephritidae) on irradiated A. ludens larvae and pupae. Biocontrol Sci. Tech. 2009, 19, 193–209.

40. Cancino, J.; Ruíz, L.; Hendrichs, J.; Bloem, K. Evaluation of sequential exposure of irradiated hosts to maximize the mass rearing of fruit fly parasitoids. Biocontrol Sci. Tech. 2009, 19, 95–109.

41. Hepdurgun, B.; Turanli, T.; Zümreoglu, A. Parasitism rate and sex ratio of Psyttalia (=Opius) concolor (Hymenoptera: Braconidae) reared on irradiated Ceratitis capitata larvae (Diptera: Tephritidae). Biocontrol Sci. Tech. 2009, 19, 157–165.

42. Mastrangelo, T.; Parker, A.G.; Jessup, A.; Pereira, R.; Orozco-Dávila, D.; Islam, A.; Dammalage, T.; Walder, J.M.M. A new generation of X-ray irradiators for insect sterilization. J. Econ. Entomol. 2010, 103, 85–94.

43. Mehta, K.; Parker, A. Characterization and dosimetry of a practical X-ray alternative to self-shielded gamma irradiators. Radiat. Phys. Chem. 2011, 80, 107–113.

44. Mehta, K. Radiation sources supporting the use of natural enemies for biological control of agricultural pests. Biocontrol Sci. Tech. 2009, 19, 335–362.

45. Viscarret, M.M.; Conte, C.A.; Carabajal, L.Z.; López, S.N.; Segura, D.F.; Muntaabski, I.; Lanzavecchia, S.B.; Cladera, J.L. Rearing of the fruit fly parasitoid Diachasmimorpha longicaudata (Hymenoptera: Braconidae) on X-ray irradiated larvae of Ceratitis capitata (Diptera: Tephritidae). Biocontrol Sci. Tech. 2012, in press.

46. Bachmann, G.; Carabajal, L.Z.; Conte, C.A.; Devoscovi, F.; Milla, F.H.; Cladera, J.L.; Segura, D.F.; Viscarret, MM. Radiation doses to safely release the parasitoid Diachasmimorpha longicaudata reared on Anastrepha fraterculus larvae. In Proceedings of the 8th International Symposium on Fruit Fly on Economic Importance, Valencia, Spain, 26 September–1 October 2010; p. 377.

47. Follet, P.A.; Armstrong, J.W. Revised irradiation doses to control melon fly, Mediterranean fruit fly and oriental fruit fly (Diptera: Tephritidae) and generic doses for tephritid fruit flies. J. Econ. Entomol. 2004, 97, 1254–1262.

48. Mastrangelo, T.; Walder, J.M.M. Use of isotopes in insects. In Radioisotopes-Applications in Bio-Medical Science; Singh, N., Ed.; In Tech-Open Access Company: Manhattan, NY, USA, 2011; pp. 67–92.

49. Duccoff, H.S. Causes of death in irradiated adult insects. Biol. Rev. 1972, 47, 211–231. 50. Tillinger, N.A.; Hoch, G.; Schopf, A. Effects of parasitoids associated factors of the endoparasitoid Glyptapanteles

liparidis (Hymenoptera: Braconidae). Eur. J. Entomol. 2004, 101, 243–249. 51. Faruki, S.I.; Dar, D.R.; Khan, A.R.; Khafun, M. Effects of ultraviolet (254 nm) irradiation on egg hatching and adult

emergence of the flour beetles, Tribolium castaneum, T. confusum and the almond mouth, Cadra cautella. J. Insect Sci. 2007, 7, 1–7.

52. Balock, J.W.; Burditt, A.K.; Christenson, L.D. Effects of gamma radiation on various stages of three fruit fly species. J. Econ. Entomol. 1963, 56, 42–46.

53. Varanda, E.A.; Takahashi, C.S.; Soares, A.E.E. Effect of gamma radiation on eggs, larvae and pupae of Melittobia hawaiiensis detection of a body color mutation. Rev. Bras. Genet. 1985, 3, 439–448.

54. Torres-Rivera, Z.; Hallman, G.J. Low-doses irradiation treatment against Mediterranean fruit fly (Diptera: Tephritidae). Fla. Entomol. 2007, 90, 343–346.

55. Thompson, S.N.; Hagen, R.S. Nutrition of entomophagous insects and other arthropods. In Handbook of Biological Control; Fisher, T.W., Bellows, T., Caltagirone, L., Dahlsten, D., Huffaker, C., Gordh, G., Eds.; Academic Press: Riverside, CA, USA, 1999; pp. 544–630.

33

56. Van Driesche, R.G.; Murray, T.J. Parameters used in laboratory host range tests. In Assesing Host Ranges of Parasitoid and Predators; van Driesche, R.G., Reardon, R., Eds.; USDA-FHTET: Morgantown, WV, USA, 2004; pp. 56–67.

57. Walder, J.J.M.; Lopez, L.A.; Costa, M.L.Z.; Sesso, N.J.; Tonin, G.; Carvalho, M.L.; Lara, P.P. Criacao e liberacao do parasitoide Diachasmimorpha longicaudata (Ashmead) (Hymenoptera: Braconidae) para controle de moscas-das-frutas no estado de Sao Paulo. Laranja 1995, 16, 149–153.

58. Vinson, S.B.; Iwantsch, G.F. Host suitability for insect parasitoids. Annu. Rev. Entomol. 1980, 25, 397–419. 59. Beckage, N.E. Modulation of immune response to parasitoids by polydnaviruses. Parasitology 1998, 116, 57–64. 60. Bokono-Ganta, A.; Ramadan, M.M.; Wang, X.; Messing, R. Biological performance and potential Fopius ceratitivorous

(Hymenoptera: Braconidae), an egg-larval parasitoid of tephritid fruit flies newly imported to Hawaii. Biol. Control 2005, 33, 238–247.

61. Mohamed, S.A.; Ekesi, S.; Hanna, R. Evaluation of the impact of Diachasmimorpha longicaudata to Bactrocera invadens and five African fruit fly species. J. Appl. Entomol. 2008, 132, 789–797.

62. Jervis, M.A.; Copland, M.J.W. The life cycle. In Insect Natural Enemies; Jervis, M.A., Kidd, N., Eds.; Chapman and Hall: London, UK, 1996; pp. 63–160.

63. Carabajal, L.Z.; Papeschi, A.G.; Cladera, J.L. Immature stages of development in the parasitoid wasp, Diachasmimorpha longicaudata. J. Insect Sci. 2010, 10, 1–13.

64. Brodeur, N.E.; Guy, B. Functional ecology of immature parasitoids. Ann. Rev. Entomol. 2004, 49, 27–49. 65. Scaglia, M.; Chaud-Netto, J.; Brochetto-Braga, M.R.; Ceregato, S.A.; Gobbi, N.; Rodríguez, A. Oviposition sequence and

offspring of mated and virgin females of Cotesia flavipens (Hymenoptera: Braconidae) parasitizing Diatrea saccharalis larvae (Lepidoptera: Crambidae). J. Venom. Anim. Toxins Incl. Trop. Dis. 2005, 11, 283–298.

66. Gil, R. Biologia e comportamento de Diachasmimorpha longicaudata (Ashmead) (Hymenoptera: Braconidae) criado sobre larvas de Ceratitis capitata (Wiedemann) (Diptera: Tephritidae) irradiadas e não irradiadas con radiação gamma. M.Sc. Thesis, Universidade Estatal Paulista “Julius Mesquita Filho”, Sao Paulo, Brazil, 2003.

67. Valle, G. Aspectos biológicos e morfológicos de Diachasmimorpha longicaudata (Ashmead, 1905) (Hymenoptera: Braconidae) criado em larvas irradiadas de Ceratitis capitata (Wiedemann, 1824) (Diptera: Tephritidae). Ph.D. Thesis, Centro de Energia Nuclear na Agricultura da Universidade de Sao Paulo, Sao Paulo, Brazil, 2006.

68. Van Alphen, J.J.M.; Thunnissen, I. Host selection and sex allocation by Pachycrepoideus vindemmiae Rondani (Pteromalidae) as a facultative hyperparasitoid of Asobaratabida Nees (Braconidae: Alysiinae) and Leptopilina heterotema (Cynipoidea: Eucolidae). Neth. J. Zool. 1983, 33, 497–574.

69. Menezes, E.; Sivinski, J.; Holler, T.; Aluja, M.; Jerónimo, F.; Ramírez, E. Development of Coptera haywardi (Hymenoptera: Diapriidae) in irradiated and unirradiated pupae of the Caribbean fruit fly and the Mediterranean fruit fly (Diptera: Tephritidae). Fla. Entomol. 1998, 81, 567–570.

70. Nussbaumer, C.; Schopf, A. Development of the solitary larval endoparasitoid Glyptapanteles parthetriae (Hymenoptera: Braconidae) in its host Lymantria dispar (Lepidotera: Lymantriidae). Eur. J. Entomol. 2000, 97, 355–361.

71. Harvey, J.A.; Strand, M.R. The Development strategies of endoparasitoid wasps vary with host feeding ecology. Ecology 2002, 83, 2439–2451.

72. Ovruski, S.M. Immature stages of Aganaspis pelleranoi (Brethes) (Hymenoptera: Cynipoidea: Eucolidae), a parasitoid of Ceratitis capitata (Wied.) and Anastrepha spp. (Diptera: Tephritidae). J. Hym. Res. 1994, 3, 233–239.

73. Nation; J.L.; Smittle, B.J.; Milne, K. Radiation-induced changes in melanization and phenoloxidase in Caribbean fruit fly larvae (Diptera: Tephritidae) as the basis for a simple test of irradiation. Ann. Entomol. Soc. Am. 1995, 88, 201–205.

74. Puanmanee, K.; Wongpiyasatid, A.; Sutantewong, M.; Hormchan, P. Gamma irradiation effect of guava fruit fly Bactrocera correcta (Bezzi) (Diptera: Tephritidae). Kasetsart J. (Nat. Sci.) 2010, 44, 830–836.

75. Bautista, R.C.; Harris, E.J.; Vargas, R.I. The fruit fly parasitoid Fopius arisanus: Reproductive attributes of pre-released females and the use of added sugar as a potential food suplement in the fruit in the field. Entomol. Exp. Appl. 2001, 101, 247–255.

76. Vargas, R.I.; Leblanc, L.; Putoa, R.; Eitam, A. Impact of introduction of Bactrocera dorsalis (Ditpera: Tephritidae) and classical biological control releases of Fopius arisanus (Hymenoptera: Braconidae) on economically important fruit flies in French Polynesia. J. Econ. Entomol. 2007, 100, 670–679.

77. Wharton, R.A.; Gilstrap, F.E. Key and status of opine braconid (Hymenoptera) parasitoid used in biological control of Ceratitis and Dacus s.l. (Diptera: Tephritidae). Ann. Entomol. Soc. Am. 1983, 76, 721–742.

78. Ovruski, S.M.; Aluja, M.; Sivinski, J.; Wharton, R. Hymenopteran parasitoids on fruit-infesting Tephritidae (Diptera) in Latin America and the Southern United States: Diversity, distribution, taxonomic status and their use in fruit fly biological control. Integr. Pest Manage. Rev. 2000, 5, 81–107.

34

79. Ovruski, S.M.; Colin, C.; Soria, A.; Oroño, L.E.; Schliserman, P. Introducción y producción en laboratorio de Diachasmimorpha tryoni y Diachasmimorpha longicaudata (Hymenoptera: Braconidae) para el control de Ceratitis capitata (Diptera: Tephritidae) en la Argentina. Rev. Soc. Entomol. Argent. 2003, 62, 49–59.

80. Kimani-Njogu, S.W.; Trostte, M.K.; Wharton, R.; Woolley, J.B.; Raspi, A. Biosystematics of the Psyttalia concolor species complex (Hymenoptera: Braconidae: Opinae): The indentity of populations attacking Ceratitis capitata (Diptera: Tephritidae) in coffee in Kenya. Biol. Control 2001, 20, 167–174.

81. Yokoyama, V.; Cáceres, C.E.; Kuenen, L.P.S.; Wang, X.; Rendón, P.A.; Johnson, M.W.; Daane, K.M. Field performance and fitness on an olive fruit fly parasitoid Psyttalia humilis (Hymenoptera: Braconidae), mass reared on irradiated Medfly. Biol. Control 2010, 54, 90–99.

82. Hepdurgun, B.; Turanli, T.; Zümreoglu, A. Control of the olive fruit fly, Bactrocera oleae (Diptera: Tephritidae) through mass trapping and mass releases of the parasitoid Psittalia concolor (Hymenoptera: Braconidae) reared on irradiated Mediterranean fruit fly. Biocontrol Sci. Tech. 2009, 19, 211–224.

83. Harris, A.R.; Pratt, C.F.; Jessup, A.J.; Banos, C.; Lindhout, K.; Gurr, G.M.; Reynolds, O.L. Rearing the biological control agent Diachasmimorpha kraussii (Fullaway) (Hymenoptera: Braconidae) on irradiated larvae of the Queensland fruit fly, Bactrocera tryoni (Froggatt) (Diptera: Tephritidae). In Proceedings of the 8th International Symposium on Fruit Fly on Economic Importance, Valencia, Spain, 26 September–1 October 2010; pp. 229–251.

84. Palenchar, J.; Holler, T.; Moses-Rowley, A.; McGoven, R.; Sivisnki, J. Evaluation of irradiated Caribbean fruit fly (Diptera: Tephritidae) larvae for laboratory rearing of Doryctobracon aerolatus (Hymenoptera: Braconidae). Fla. Entomol. 2009, 92, 535–537.

85. Cancino, J. Departamento de Control Biológico, Programa Moscafrut, Metapa de Dominguez, Chiapas, Mexico. Personal comunication, 2012.

86. Ovruski, S.M.; Schliserman, P.; De Coll, O.R.; Peñaloza, C.; Oroño, L.E.; Colín, C. The establishment of Aceratoneuromyia indica (Hymenoptera: Eulophidae) in three biogeographical regions of Argentina. Fla. Entomol. 2006, 89, 270–273.

87. Boucek, Z.; Narendran, T. Indian chalcid wasps (Hymenoptera) of the genus Dirhinus parasitic on synanthropic and other diptera. Syst. Entomol. 1981, 6, 229–251.

88. Mena-Correa, J.; Sivinski, J.; Gates, M.W.; Ramírez-Romero, R.; Aluja, M. Biology of Eurytoma sivinskii, an unusual Eurytomid (Hymenoptera) parasitoid of fruit fly (Diptera: Tephritidae) pupae. Fla. Entomol. 2008, 91, 598–603.

89. Sivinski, J.; Vulinec, K.; Menezes, E.; Aluja, M. The bionomics of Coptera haywardi (Ogloblin) (Hymenoptera: Diapriidae) and other pupal parasitoids of Tephritid fruit flies (Diptera). Biol. Control 1998, 11, 193–202.

90. Linsley, G. Protection of natural ecosystems: Impact of radiation from waste disposal practices. IAEA Bull. 1989, 4, 28–31.

91. Montoya, P.; Cancino, J.; Zenil, M.; Santiago, G.; Gutierrez, J.M. The augmentative biological control component of the Mexican national campaign against Anastrepha spp. fruit flies. In Area-Wide Control of Insect Pests, from Research to Field Implementation; Vreysen, M.J.B., Robinson, A.S., Hendrichs, J., Eds.; Springer: Dordrecht, The Netherlands, 2007; p. 789.

92. Rendón, P.; Sivinski, J.; Holler, T.; Bloem, K.; Lopez, M.; Martinez, A.; Aluja, M. The effects of sterile males and two braconid parasitoids, Fopius arisanus (Sonan) and Diachasmimorpha krausi (Fullaway) (Hymenoptera), on caged populations of Mediterranean fruit flies, Ceratitis capitata (Wied.) (Diptera: Tephritidae) at various sites in Guatemala. Biol. Control 2006, 36, 224–231.

93. Baeza, G.; Sivinski, J.; Holler, T.; Aluja, M. The effects of chilling on the fecundity and life span of mass reared parasitoids (Hymenoptera: Braconidae) of the Mediterranean fruit fly, Ceratitis capitata (Wiedemann) (Diptera: Tephritidae). Biocontrol Sci. Tech. 2002, 12, 205–215.

94. Messing, R.H.; Klungness, L.M.; Purcell, M.; Wong, T.T.Y. Quality control parameters used in augmentative biological control of tephritid fruit flies in Hawaii. Biol. Control 1993, 3, 140–147.

95. Purcell, M.F.; Daniels, K.M.; Whitehand, L.C.; Messing, R.H. Improvement of quality control methods for augmentative releases of the fruit fly parasitoids, Diachasmimorpha longicaudata and Psyttalia fletcheri (Hymenoptera: Braconidae). Biocontrol Sci. Tech. 1994, 4, 155–166.

96. Cancino, J.; Cancino, J.L.; Martínez, M.; Liedo, P. Quality control parameters of wild and mass reared Diachasmimorpha longicaudata (Ashmead), a fruit fly parasitoid. In Quality Control for Mass-reared Arthropods. In Proceedings of the Eighth and Ninth Workshop of the Working Group on Quality Control of Mass-Reared Arthropods; Gainesville, FL, USA, 2002; pp. 84–94.

97. Sivinski, J.; Jerónimo, F.; Holler, T. Development of aerial releases of Diachasmimorpha tryoni (Cameron) (Hymenoptera: Braconidae), a parasitoid that attacks the Mediterranean fruit fly, Ceratitis capitata (Weidemann) (Diptera: Tephritidae), in the Guatemalan highlands. Biocontrol Sci. Tech. 2000, 10, 15–25.

35

98. Paranhos, B.J.; Costa, M.L.Z.; Ovruski, S.M.; Alves, R.M.; Blummer, L.; Walder, J.M.M. Offspring in response to parental female densities in the fruit fly parasitoid Diachasmimorpha longicaudata (Hymenoptera: Braconidae: Opiine). Fla. Entomol.2008, 91, 628–635.

99. Narváez, A.; Cancino, J.; Canal, N.D.; Wyckhuys, K.A.G. Effect of different dietary resources on longevity, carbohydrate metabolism, and ovarian dynamics in two fruit fly parasitoids. Arthropod Plant Interact. 2012, doi: 10.1007/s11829-012-9188-1.

100. Steinberg, S.; Cayol, J.P. Synergism between biological control and sterile insect technique: Can commercial mass production of biocontrol agents and sterile insects be integrated within the same industrial entity? Biocontrol Sci. Tech. 2009, 19, 272–138.

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DEPARTAMENTO DE COLONIZACION Y CRIA

Evaluación de la Concentración de Levadura y de Harina de Pescado como Complemento de la Fuente de Proteína en la Dieta Larvaria de Ceratitis capitata

Marysol Aceituno Medina, Jorge A. Becerra Monzon y Emilio Hernández Ortiz Programa Moscafrut SAGARPA-IICA, Metapa de Domínguez, Chiapas, México.

Introducción La Planta de cría y esterilización de mosca del Mediterráneo (Planta Moscamed), localizadas en Metapa de Domínguez, Chiapas, México, produce semanalmente 500 millones de machos estériles potencialmente capaces de aparearse con moscas silvestres. La cría masiva de moscas de la fruta requiere de una dieta larvaria que contenga nutrientes que puedan ser asimilados y les sirva para su desarrollo, crecimiento y reproducción. La cría masiva de larvas de la mosca del Mediterráneo, Ceratitis capitata, depende del uso de la levadura como fuente principal de proteína y es considerada como el ingrediente con mayor costo de producción (~50%) a nivel de cría masiva (Hernández-Ortiz et al., 2008); es por ello que existe la tendencia a reducir esta dependencia mediante el uso de otros recursos o fuentes alternativas de proteínas, con igual o similar calidad nutritiva y de menor costo. La harina de subproductos pesqueros y sus respectivos ensilados son materiales sustentables que proporcionan proteína de alta calidad para la elaboración de alimentos para aves, ganado y peces (Geron et al., 2007; Santana-Delgado et al., 2008). En cuanto a la harina de subproductos de atún, estudios preliminares realizados en la alimentación de insectos la consideran una fuente de proteína potencialmente utilizable en la nutrición de larvas de moscas de la fruta del género Anastrepha (A. ludens, A. obliqua) (Hernández-Ortiz et al., 2011). Por otra parte, los ensilados biológicos se basan en la fermentación ácido-láctica y son un excelente producto proteínico de alto valor biológico que se ha empleado para la alimentación animal y se ha elaborado con especies de pescado de bajo valor comercial, desechos de peces marinos y del pescado de las industrias (Vidotti, 2003). La fermentación acido-láctica es un proceso barato que mejora y mantiene la calidad nutricional del ensilado, además que la actividad antimicrobiana de los ácidos orgánicos (láctico, acético y fórmico y del pH resulta complementaria (Spanopoulos-Hernández et al., 2010). Estas características hacen que la inclusión de estos subproductos en las formulaciones de dietas artificiales sea por demás interesante. En base a lo anteriormente expuesto, el objetivo de este trabajo fue determinar la factibilidad de utilizar la harina de subproductos del atún y su respectivo ensilaje como ingredientes alternativos de sustitución parcial o total en dietas larvarias de Ceratitis capitata.

Materiales y Métodos Área de estudio. Este trabajo se realizó en el Laboratorio de Colonización y Cría de Moscas de la Fruta de la Subdirección de Desarrollo de Métodos, Programa Moscafrut, ubicado en Metapa de Domínguez, Chiapas. Material biológico. Los huevos de C. capitata procedentes de las colonias de producción masiva establecidas en la planta El Pino de Guatemala fueron proporcionados por la Planta Moscamed, ubicada en Metapa de Domínguez, Chiapas. La harina de subproductos de atún (56% de contenido de proteína) utilizada en este trabajo procedió del atún aleta amarilla (Thunnus albacares) adquirido de

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Grupo Herdez S. A de C.V., ubicado en el Parque Industrial Fondeport Francisco I. Madero en Puerto Chiapas, México. Preparación de las dietas y manejo de las larvas. El esquema de formulación de la dieta testigo y la variación en la concentración de la fuente de proteína se muestran en el cuadro 1 y 2, respectivamente. Cuadro 1. Formulación de la dieta testigo de Ceratitis capitata.

Ingredientes g/kg de dieta

Levadura1 90.4

Azúcar2 124.1

Ácido cítrico3 19.1

Benzoato de sodio4 3.4

Nipagin5 2.3

Goma guar6 0.6

Triturado de maíz 230.1 Salvado de trigo 101.5

1Lake States Div. Rhinelander Paper Co. Rhinelander Wis.;

2 Ingenio Huixtla, Chiapas;

3Anhidro acidulante FNEUM,

Mexana, S.A. de C.V., Morelos. 5Mallinckrodt Speciality, Chemicals Co. St. Louis Miss.;

6 Cia. Universal de Industrias, S.A. de

C.V., México.

Para la preparación de las dietas los ingredientes sólidos fueron pesados en forma individual, vaciados y mezclados manualmente en charolas de plástico (35x20x7 cm) con capacidad 1 kg. La dieta utilizada como testigo fue la que se elabora en la cría masiva de la especie en cuestión. Preparación del ensilado de HSA (EHSA). Para la elaboración del ensilado biológico se siguió la metodología reportada por Llanes et al., 2010. Brevemente, 5 kg de HSA fueron pesados y mezclados con piloncillo (150g/kg), yogurt comercial desgrasado (30g/kg) como cultivo de bacterias ácido lácticas (Streptococcus thermophylus y Lactobacillus bulgaris) y agua (0.75g/kg). La mezcla se colocó en recipientes de plástico con tapas y se almacenó a temperatura ambiente durante 15 días, el pH obtenido al finalizar este tiempo fue de 4.2. Posteriormente el ensilado fue secado en una estufa a 55°C por 120 horas. Las charolas con dieta recién sembrada (2.36 ml de huevo/ kg de dieta) se cubrieron con tela tipo pañalina para evitar la infestación de Drosophila melanogaster (L.). Con el objetivo de completar el desarrollo larvario, las charolas recién sembradas fueron colocadas bajos distintas condiciones de temperatura y humedad que son descritas a continuación: a) Iniciación larvaria, 30 ±1°C, 80-90% H.R., tiempo de estancia 48 horas; b) maduración larval I, 28 ±1°C, 80-90% H.R., tiempo de estancia 48 horas; c) maduración larval II, 28±1°C, 80±5% H.R., tiempo de estancia 24 horas, durante esta instancia las charolas fueron regadas 2 veces al día; d) maduración larvaria III, 27 ±1°C, 75±5% H.R., tiempo de estancia 72 horas; en esta etapa, al sexto día después de la siembra se realiza la colecta larvaria, la cual se caracteriza por el momento de “salto” de la larva. De esta manera, las larvas son colectadas en charolas de plástico (75x35x7 cm) conteniendo vermiculita para iniciar el proceso de pupación. La recuperación larvaria se llevo a cabo durante 3 días realizando un total de 3 colectas por tratamiento. Una vez colectada la larva, ésta permaneció durante 7 días a 22°C±1°C, hasta el momento de la emergencia del adulto.

Diseño experimental y análisis de datos. Para la evaluación se utilizó un diseño completamente al azar con 9 tratamientos y 12 repeticiones por cada tratamiento. Los parámetros para evaluar fueron divididos en parámetros estimadores de sobrevivencia: transformación de huevo a larva (% de

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huevos sembrados que llegaron a larva de tercer estadio), emergencia de adultos (% de adultos que abandonan el pupario) y porcentaje de voladoras. Parámetros estimadores de calidad: Peso de la larva (mg), rendimiento larvario (larvas/g de dieta) y peso de la pupa (mg) (FAO/IAEA/USDA/2003). La diferencia entre los 17 tratamientos fue determinada por análisis de varianza y mediante la prueba de comparaciones múltiples de medias de Dunnett; para ello los datos expresados en porcentajes fueron transformados a grados del arcoseno en radianes de la raíz cuadrada de la proporción X’=sen-1X, donde X correspondió al valor original como proporción (porcentaje/100). Los datos correspondientes a peso de la larva, rendimiento larvario y peso de la pupa fueron transformados a logaritmos. Para análisis de datos se empleo Software R como paquete estadístico.

Cuadro 2. Variación en la concentración de la fuente de proteína en las dietas experimentales.

Tratamiento % Levadura Torula % HSA % Ensilado HSA

T0 (Testigo) 100 0 0 T1 88.94 11.06 0

T2 77.88 22.12 0

T3 66.81 33.19 0

T4 55.75 44.25 0

T5 44.69 55.31 0

T6 33.63 66.37 0

T7 22.6 77.4 0

T8 11.50 88.50 0

T10 88.94 0 11.06

T20 77.88 0 22.12

T30 66.81 0 33.19

T40 55.75 0 44.25

T50 44.69 0 55.31

T60 33.63 0 66.37

T70 22.6 0 77.4 T80 11.50 0 88.50

Cuadro 3. Parámetros estimadores de sobrevivencia de Ceratitis capitata en dietas larvarias.

Tratamiento Transformación de Huevo a

Larva (%) Emergencia de adultos (%) Voladoras (%)

T0 (Testigo) 75.17± 13.12 87.08 ± 9.94 87.08 ± 9.94 T1 68.84 ± 19.10 83.42 ±13.91 73.17 ± 18.92 T2 53.70 ±19.23 *** 92.25 ± 3.62 79.33 ± 10.88 T3 78.26 ±16.12 90.67 ± 6.07 76.17 ± 14.86 T4 64.07± 23.14 87.25 ± 11.48 65.67 ± 26.96*** T5 54.60 ± 9.94 *** 89.83 ± 8.73 75.0 ± 15.16 T6 51.54 ± 20.37 *** 86.42 ± 10.61 67.00 ± 22.46*** T7 35.37 ± 18.56 *** 85.33 ± 12.32 68.75 ± 23.85 T8 23.00 ± 18.62 *** 23.0 ± 24.30*** 56.33 ± 32.74***

T10 81.72 ± 20.27 96.83 ± 4.09 92.92 ± 9.36 T20 84.31 ± 11.59 96.67 ± 3.58 94.0 ± 5.56 T30 78.54 ± 10.28 93.92 ± 6.82 88.17 ± 12.33 T40 77.95 ± 10.83 94.0 ± 7.63 88.42 ± 10.62 T50 72.21 ± 12.88 90.00 ± 6.82 79.50 ± 12.96

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T60 36.21 ± 23.57*** 75.33 ± 13.40 67.33 ± 14.37 T70 31.65 ± 18.47*** 70.25 ± 7.70*** 63.42 ± 10.49*** T80 23.93 ± 6.27*** 69.0 ± 11.61*** 52.33 ± 12.35***

Resultados y discusiones Los parámetros de sobrevivencia: transformación de huevo a larva (F=19.4106; g.l.=16; P<0.0001), emergencia de adultos (F=8.3951; g.l.=16; P<0.0001) y porcentaje de voladoras (F= 6.4048; g.l.=16; P<0.0001), indican que los tratamientos presentaron diferencias significativas.

Debido a que uno de los objetivos de este estudio es la disminución de costos y el empleo de materias primas locales, el interés en los resultados se enfoca en aquellas mezclas que permitan la mayor inclusión de harina de subproductos de atún o ensilado de la misma harina y una calidad del insecto aceptable. En concreto, mezclas que incluyan porcentajes iguales o superiores al 40% resultan las más deseables. En base a esto, los tratamientos, T3, T30, T40 y T50 no presentan diferencias significativas con respecto a la dieta testigo (T0) (Cuadro 3). De manera similar, los parámetros de calidad: peso de la larva (F=4.6347; g.l.=16; P<0.0001), rendimiento (F=19.2208;

g.l.=16; P<0.0001) y peso pupa (F= 2.3802; g.l.=16; P=0.003), indican que los tratamientos presentaron diferencias significativas, y que los tratamientos T40 y T50, no presentaron diferencia significativa con respecto a la dieta testigo (Cuadro 4). En consecuencia estos tratamientos podrían considerarse como candidatos para su posterior evaluación a escala semi-masiva.

Es importante resaltar que en general los mejores resultados para los parámetros de sobrevivencia y calidad fueron obtenidos con los tratamientos que contenían 44.25 y 55.31% de EHSA y 33.19% de HSA. Esto podría estar relacionado, a que a diferencia de la HSA, en el ensilado ocurren procesos de hidrólisis importantes que permiten mejorar la disponibilidad de polipéptidos y aminoácidos (Oyedapo and Jauncey, 1993), lo cual podría ser satisfactorio para el desarrollo de la larva. Es importante considerar que las mejores mezclas fueron obtenidas con 55.31% y 33.19% de EHSA y HSA, respectivamente, resaltando que el porcentaje de inclusión de EHSA fue significativamente mayor al de la HSA. Este resultado podría estar asociado a las interacciones entre ambas matrices (levadura torula:EHSA y levadura torula: HSA), y a su contenido de lípidos y aminoácidos. La HSA, por su contenido de lípidos (~14%) en comparación con su respectivo ensilado (~6%), es particularmente propensa a la oxidación, debido a los altos niveles de ácidos grasos poli-insaturados de cadena larga (i.e. eicosapentaenóico y docosahexanóico) y al alto contenido en hierro del músculo rojo (agente pro-oxidante) (Spanopoulos-Hernández et al., 2010). Esta susceptibilidad a la oxidación de la HSA, que disminuye significativamente en su respectivo ensilado, puede actuar sobre algunas proteínas y reducir su calidad debido a las pérdidas de ciertos aminoácidos como metionina, triptófano, histidina y lisina, los cuales son aminoácidos indispensables para el desarrollo de la larva, (Chang, 2004). Estos cambios ocasionan que la proteína pierda aminoácidos, se vuelva menos aprovechable, se polimerice y por ende las enzimas digestivas pierdan parcial o totalmente su actividad biológica (Badui, 1993).

Con respecto al contenido de aminoácidos, es posible que exista una interacción positiva importante entre la levadura torula y el EHSA (~50%) y entre la levadura torula y la HSA (~30%) en esas proporciones, ya que de acuerdo al perfil de aminoácidos de la levadura torula (Hernández et al., 2012 (datos no publicados)), la falta de metionina o glicina, la cual está relacionada con la emergencia del adulto (Chang, 2004) (Cuadro 3) podría ser complementada con la adición de la HSA o el EHSA (Kifer et al., 1969). Sin embargo, para la determinación del tipo de interacciones entre las

Valores con *** en cada columna, representan diferencias significativas, evaluadas mediante la Prueba de Dunnett (P ≤ 0,05)

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matrices es necesaria la realización de estudios más finos, que ayuden a soportar esta hipótesis (i.e. TBA, digestibilidad de proteína, digestibilidad total, determinación de factores anti-nutricios).

Conclusiones La inclusión de HSA y EHSA como complemento a la dieta, permite el desarrollo de larvas de Ceratitis capitata y los mejores resultados tanto en parámetros de sobrevivencia como de calidad fueron obtenidos con los tratamientos T3, T40 y T50, los cuales tuvieron mayor similitud con el tratamiento testigo por lo que se concluye que estas serían opciones para continuar realizando pruebas a nivel semi-masivo. Recomendaciones Los tratamientos seleccionados se deben probar a nivel semi-masivo en condiciones operadas por la Planta Moscamed. Es necesario realizar el análisis de los costos para determinar si existe un factor de impacto positivo al utilizar las fuentes alternativas de proteínas como complemento.

Cuadro 4. Parámetros estimadores de calidad de Ceratitis capitata en dietas larvarias.

Tratamiento Peso de larva (mg) Rendimiento (No. de

larvas/g de dieta) Peso pupa (mg)

T0 (Testigo) 8.34 ± 0.33 13.74 ± 1.84 6.48 ± 0.30 T1 7.61 ± 0.61 11.78 ± 3.27 5.49 ± 0.76 T2 8.51 ± 0.50 9.19 ± 3.29*** 5.95 ± 0.53 T3 7.68 ± 1.08 13.39 ± 2.76 5.34 ± 0.61*** T4 7.67 ± 0.80 10.96 ± 3.96 5.62 ± 0.81 T5 8.08 ± 1.37 9.34 ± 1.70*** 5.45 ± 0.97*** T6 7.84 ± 0.88 8.82 ± 3.49*** 5.34 ± 0.64*** T7 9.38 ± 1.82 6.05 ± 3.17*** 5.08 ± 0.99*** T8 10.79 ± 3.49*** 3.94 ± 3.19*** 5.25 ± 0.97***

T10 8.78 ± 2.04 14.35 ± 3.90 5.59 ± 0.88 T20 7.78 ± 0.66 14.61 ± 2.33 6.06 ± 1.21 T30 8.49 ± 0.68 13.99 ± 3.34 5.95 ± 0.62 T40 8.16 ± 0.83 13.34 ± 1.85 5.80 ± 1.02 T50 7.97 ±1.07 12.36 ± 2.20 5.50 ± 0.70 T60 7.88 ± 1.09 6.20 ± 4.03*** 5.19 ± 0.58*** T70 7.24 ± 0.45 5.41 ± 3.16*** 5.06 ± 0.92*** T80 7.72 ± 1.29 4.10 ± 1.07*** 5.66 ± 1.31

Valores con *** en cada columna, representan diferencias significativas, evaluadas mediante la Prueba de Dunnett (P ≤ 0,05).

Referencias Badui, S. 1993. Química de los alimento. 3 ed. Editorial Alhambra Mexicana, S.A. México, D.F. pp 381. Chang, Chiou Ling. 2004. Effect of amino acids on larvae and adults of Ceratitis capitata (Diptera: Tephritidae). Physiology, Biochemistry and Toxicology. 97(3):529-535. Hernández, E., J.P. Rivera Ciprian, B. Bravo y A. Escobar. 2008. Dieta a base de amaranto para la cría masiva de la mosca mexicana de la fruta, Anastrepha ludens (Diptera: Tephritidae). Entomología Mexicana, (7):208-211. Hernández, E., J.A. Becerra Monzon, R. Gonzales Jiménez. 2011. Evaluación de la concentración de la levadura y de la harina de pescado como complemento de la fuente de proteína en la dieta larvaria de Ceratitis capitata, Proyecto No. SDM-010/2011. Hernández, E., D. Orozco, P. Rivera, R. Aguilar, Luis Quintero y P. Montoya. 2012. Procedimientos para la evaluación de levaduras para cría masiva de moscas de la fruta (Diptera: Tephritidae). Datos no publicados.

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FAO/IAEA/USDA/2003. Manual for product quality control and shipping procedures for sterile mass-reared Tephritid Fruit Flies. Version 5.0 International Atomic Energy Agency, Viena, Austria, 85 pp.

Gerón, L.J., Zeoula, L.M., Vidotti, R.M., Matsushita, M., Kazama, R., Caldasneto, S.F., Fereli, F. 2007. Chemical characterization, dry matter and crude protein ruminal degradability and in vitro intestinal digestion of acid and fermented silage fron tilapia filleting residue. Animal Feed Science and Technology. 136, 226-239.

Kifer, R.R., n.l. Karrick, W. Clegg, M.E. Stansby and M.E. Ambrose. 1969. Nutritive content of tuna fish meal evaluated by chemical methods. En: Cruz-Suárez, L.E. y D. Ricque M. Eds. Memorias del Seminario Internacional sobre calidad de harinas de pescado en nutrición animal acuícola y pecuaria. Nuevo León, México, 1992.

Llanes José E., Bórquez Aliro, Toledo José, Lazo de la Vega, José M. 2010. Digestibilidad aparente de los ensilajes de residuos pesqueros en tilapias rojas (Oreochromis mossambicus x O. niloticus). Zootecnia Tropical, 28(4):499-505.

Oyedapo, F., Jauncey, K. 1993. Chemical and nutritional quality of raw, cooked and salted fish silages. Food Chemistry. 48:331-335.

Ricque Marie, D. L., E. Cruz Suárez, M. Camarena Conchas y A.L. Melo del Ángel. Uso de coextruidos de subproductos de camarón en dietas para camarón. pp. 366-397. En: Civera-Cerecedo, R., Pérez Estrada, C.J., Ricque Marie, D. y Cruz-Suárez, L.E. (Eds.). Avances en nutrición Acuícola IV. Memorias del IV Simposium Internacional de Nutrición Acuícola. Noviembre15-18, 1998. La Paz, B.C.S., México.

Santana-Salgado, H., Ávila, E. and Sotelo, A. 2008. Preparation of silage from Spanish mackcerel (Scomberomorus maculates) and its evaluation in broilers diets. Animal Feed Science and Technology. 141, 129-140.

Spanoupoulos-Hernández, M., Ponce-Palafox, J.T., Barba-Quintero, G., Ruelas-Inzunza, J.R., Tiznado-Contreras, M.R., Hernández-Gonzales, C., Shirai, K. 2010. Producción de ensilados biológicos a partir de desechos de pescado, del ahumado de atún aleta amarilla (Thunnus albacares) y del fileteado de tilapia (Oreochromis sp), para la alimentación de especies acuícolas. Revista Mexicana de Ingeniería Química. 9(2):167-178.

Vidotti, R.M., Carneiro, D., Macedo-Viegas, E. and Carneiro, D.J. 2003. Amino acid composition of processed fish silage using different raw materials. Animal Feed Science and Technology. 105, 199-204.

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Calidad del Mango cv. ʻAtaulfoʼ Irradiado con Co-60 como Tratamiento Fitosanitario contra Moscas de la Fruta (Diptera: Tephritidae)

1

Jorge Toledo, 2

Emilio Hernández, 2

Yeudiel Gómez, 2

Pablo Montoya, 2

Marysol Aceituno-Medina, 2

Bigail Bravo, 2

Arseny

Escobar-Lopez y 1

Pablo Liedo 1

El Colegio de la Frontera Sur, Tapachula, Chiapas, 30700 México; 2

Programa Moscafrut, SAGARPA-IICA. Metapa de Domínguez, Chiapas, C. P. 30860. México.

Introducción Los insectos plaga amplían su distribución utilizando diversos mecanismos de dispersión (volando, caminando y el viento). Sin embargo, el comercio y los medios de transporte son las formas más eficientes de dispersión artificial. Los países han establecido diversos servicios de cuarentenas para reducir al máximo el riesgo de que individuos con capacidad de colonizar sean introducidos. En este contexto, los frutos hospederos de moscas de la fruta deben ser sometidos a un tratamiento cuarentenario para autorizar su movilización de áreas con presencia de plagas a áreas libres (Armstrong y Couey 1989).

El mango es un fruto hospedero de Anastrepha ludens y A. obliqua (Diptera: Tephritidae) (Aluja et al. 1996, Thomas y Loera-Gallardo 1998), por lo que es sometido a un tratamiento hidrotérmico antes de autorizar su entrada a Estados Unidos (USDA/SAGARPA 2011). Pero la eficiencia del tratamiento hidrotérmico se ve limitada porque disminuye la vida de anaquel del mango, principalmente cuando no tiene la madurez fisiológica adecuada. Además, el número de empacadoras que emplean este tratamiento es insuficiente para cubrir la demanda de las áreas productoras de mango. En consecuencia, es necesario implementar métodos alternativos, eficaces y con mayores ventajas (aire caliente forzado, temperaturas frías) forzado (Mangan and Ingle 1992, 1994), los cuales tienden a causar los mismos daños que la inmersión en agua caliente; mientras que la irradiación ionizante de 60Co ofrece mayor potencial, principalmente por la seguridad, rapidez como tratamiento y por causar menor daño en la calidad de las frutas (Bustos et al. 2004). Su uso como tratamiento fitosanitario se basa en dos criterios: el primero para buscar la inhabilidad del insecto para sobrevivir y/o reproducirse después de irradiados en estado de huevo y/o larva (USDA-APHIS 1996), y el segundo, para inducir la muerte inmediata del estado biológico tratado. En ambos casos se requiere cumplir con un umbral de inhabilidad o mortalidad Probit 9.

La radiación ionizante como tratamiento fitosanitario de frutos frescos fue autorizado en 1984 por la Food and Drug Administration (FDA) de Estados Unidos, mediante la norma 7CFR 305.30, y en México también ha sido autorizada su uso (NOM-022-FITO-1995). Las dosis establecidas para A. ludens y A. obliqua es de 150 Gy y para C. capitata de 225 Gy (7CFR 305.30/USDA/APHIS). Se ha determinado la dosis para un número importante de especies de moscas de la fruta, y se ha caracterizado su efecto sobre la calidad de diferentes especies de frutos (Hallman 1999, Hallman & Loaharanu 2002). En 1986 se aplicó a mango, Mangifera indica L. de Puerto Rico y en 1987 a papayas, Carica papaya L. de Hawai, ambos exportados a Estados Unidos, teniendo buena aceptación por parte de los consumidores. Los estados de Texas y California también aprobaron la aplicación de 150 Gy contra A. suspensa (Loew) en guayabas de Florida. Debido a que cada vez es mayor la demanda de este tratamiento, se han desarrollado cámaras y sistemas de convoy para realizar dicho proceso (Hallman 1999), y se han iniciado la construcción de plantas para irradiación comercial de productos hortícolas.

Las dosis que se han determinado para inducir la muerte inmediata en larvas son muy altas (>1000 Gy) y causan efectos adversos sobre la calidad de la fruta. Por ello, el criterio de aplicación a

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nivel comercial se basa en inhibir la emergencia de adultos a un nivel de Probit-9 irradiando huevos o larvas (Bustos et al. 1992, Hallamn & Worley 1999, Hallman 2000, Toledo et al. 2003). La radiación aplicada a huevos evita el desarrollo del primer instar larval, cuando se aplica a larvas de primer instar evita el desarrollo del tercer instar y del adulto, cuando es aplicada a larvas de segundo instar no hay desarrollo del tercer instar ni de la pupa, cuando se aplica sobre el tercer instar se evita la pupación y la emergencia del adulto (Hallman 2000).

La radiación aplicada como tratamiento fitosanitario es para inhibir el desarrollo del estado más tolerante, pero la tolerancia también se incrementa conforme avanza el desarrollo de dicho fase biológica (Hallman 2001). En las moscas de la fruta el estado más tolerante presente en frutos es la de larva de tercer estadio (Heather et al. 1991). Dosis menores a 150 Gy no afectan la calidad del mango y tienen la ventaja de retrasar la maduración por lo que la vida de anaquel se incrementa, así se demostró que con 250 Gy, la vida de anaquel se alargó por 10 días.

Aunque estos tratamientos han demostrado su efectividad para causar mortalidad en los estados inmaduros de moscas de la fruta a nivel de Probit 9, también pueden afectar los parámetros de calidad sensorial de la fruta (Hernández et al. 2010). En este aspecto, para evaluar la calidad de las frutas interesan la apariencia, la firmeza, el sabor, el color y el aroma. Además, el proceso debe garantizar la seguridad e inocuidad del producto tratado. Sin embargo, para muchos consumidores, el motivo de la compra repetida del producto, está regida por la apariencia del producto y la textura que ofrezca al tacto (Kader 1992; Cardello y Schutz 2003). Debido a que se están explorando acciones para disminuir los efectos de los tratamientos fitosanitarios sobre las propiedades organolépticas del mango, el objetivo de este trabajo fue caracterizar la calidad del mango cv. ʻAtaulfoʼ considerando los parámetros físico-químicos y sensoriales del fruto sometido a tratamiento hidrotérmico e irradiación a diferentes dosis con Cobalto 60. Materiales y Métodos En este estudio se utilizaron mango cv. ʻAtaulfoʼ (Mangifera indica L.) de ¾ de madurez fisiológica, calibre 16, calidad exportación, procedentes de la Empacadora Naturafrut Bautista, S.P.R. de R.L., ubicada en el km. 14 Carretera Tapachula-Puerto Madero, Chiapas. Los frutos fueron trasladados al Departamento de Colonización y Cría de la Subdirección de Desarrollo de Métodos del Programa Moscafrut SAGARPA-IICA ubicado en Metapa de Domínguez, Chiapas, donde permanecieron 24 h antes de ser tratados. Cada lote de fruta fue dividida en 5 tratamientos: a) Tratamiento hidrotérmico (46.1ºC/75 minutos); b) Irradiados a 150 Gy; c) a 300 Gy y c) a 500 Gy y d) Frutos no tratados (Control). La fruta de los 5 tratamientos fueron almacenados el primer día a 13ºC y posteriormente a 21ºC, período en que se realizaron las observaciones hasta 21 días después de tratados. La irradiación de la fruta se realizó en un irradiador con una fuente de Cobalto 60 almacenada en seco, con una actividad de 28,455 Curies durante el mes de mayo. Los tiempos de irradiación fueron de 70, 140 y 233 min para 150, 300 y 500 Gy, respectivamente. Para la verificación de las dosis se utilizaron dosímetros Frike y película Radiochromic, recomendados por el Organismo Internacional de Energía Atómica (OIEA). El tratamiento hidrotérmico se realizó en una empacadora comercial de la localidad de acuerdo a los establecido para frutos calibre 16 (46°C por 75 min). La calidad de la fruta fue evaluada cada 3 días por 21 días de almacenamiento a 21 °C, considerando: a) Aspecto fisicoquímico [pérdida de peso, color externo e interno (brillo, intensidad de color y ángulo de tono), firmeza, materia seca, pH, acidez titulable y sólidos solubles totales, y b) Calidad sensorial (sabor, olor, color y apariencia).

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a) Análisis fisicoquímicos Las pruebas fueron realizadas siguiendo la metodología descrita en el manual del AOAC (1990) y recomendado para este tipo de estudios (Hernández et al. 2010). Pérdida de peso. La tasa de pérdida de peso se determinó mediante el uso de una balanza digital (Marca Ohaus ®, Modelo CS2000), realizando registros de peso diario de 16 frutos tomados al azar para cada tratamiento. El registro de pesos se inicio el primer día y después cada tercer día durante un período de observación de 21 días. Los resultados expresados en porcentajes fueron determinados con relación a la pérdida de peso acumulado en forma diaria. Los resultados fueron expresados en porcentajes. Color externo e interno. Para el color externo se evaluó la zona ecuatorial del mango en tres puntos (ápice, centro y base), realizando tres repeticiones por tratamiento. Las evaluaciones fueron cada tercer día durante 21 días después del tratamiento. A los mismos mangos se les realizó un corte longitudinal lo más cercano a la semilla para determinar el color interno con un colorímetro portátil (Marca Konica Minolta, Mod. Chroma meter CR-400) que registró luminosidad (L), cromaticidad (C) y ángulo de matiz (ºHue) (Francis 1980). Para el cálculo se utilizaron las siguientes ecuaciones:

Índice de saturación (Cromaticidad) Cr = (a2 + b2)½

Ángulo de tono Hue (°H) = arctg b/a. Materia seca. Para esta evaluación se pesaron en una termobalanza (Marca Ohaus®, modelo MB45) 5 g de pulpa de mango y se distribuyó en forma homogénea en platillos de aluminio a peso constante (tarados), se registró el peso húmedo de la muestra. Se programó la termobalanza a 200°C por 7 minutos, que es el tiempo permisible para frutos, se retiró la muestra y se pesó (peso seco). Por diferencias de pesos se estimó el peso de materia seca. Las evaluaciones se realizaron por triplicado cada tercer día durante 21 días que permaneció la prueba. Los valores fueron expresados en porcentaje. Firmeza. Para esta determinación previamente se retiró una porción de la cáscara (sólo al nivel de la piel) de lados opuestos del ecuador de la fruta. Posteriormente, la firmeza se midió con un penetrómetro digital (Marca Turoni Tr® Forli–Italy, Modelo 53205) equipado con un puntal de 10 mm de diámetro. Cada evaluación se repitió tres veces, cada tercer día durante 21 días. Los valores fueron expresados en Newtons (N). Sólidos solubles totales. Para esta variable se extrajo pulpa de tres partes diferentes del mango (ápice, centro y base), se maceró y después se extrajo una gota y se midió el contenido de ºBrix en un refractómetro digital (Marca Atago® modelo PR101). Antes de realizar la siguiente lectura el electrodo fue lavado con agua destilada. Por cada día y tratamiento se realizaron 3 repeticiones. Los resultados fueron expresados en °Brix. pH. Evaluado para conocer el grado de acidez del fruto durante el proceso de maduración. Las muestras consistieron de 10 g de pulpa, homogenizadas en 90 mL de agua destilada mediante un proceso de licuado. Con la ayuda de un potenciómetro digital (Oakton®, Modelo Orion 5 Star) se

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introdujo por inmersión directa el electrodo en las muestras. La cuantificación se realizó por duplicado por cada tratamiento cada tercer día durante 21 días. Acidez titulable. Se tomó una alícuota de 10 mL del extracto (10 g de muestra aforado a100 mL de agua destilada y homogenizado en una licuadora) y se tituló con NaOH 0.1 N. usando fenolftaleína al 1% como indicador. Para cada tratamiento se realizaron dos repeticiones cada tercer día durante 21 días. La acidez fue reportada en mg de acido cítrico. b) Calidad Sensorial Esta fase se llevó a cabo en el edificio audiovisual de las instalaciones de la Planta Moscamed-Moscafrut y la sala de juntas de El Colegio de la Frontera Sur (ECOSUR), localizadas en Metapa de Domínguez y Tapachula de Córdova y Ordoñez, Chiapas, respectivamente. Participaron 83 consumidores no entrenados, de los cuales el 54.2% fueron hombres y 45.8% mujeres. De acuerdo a la edad, la población se distribuyó en 37.3% de jóvenes entre 18-30 años, 56.6% de adultos entre 31 y 50 años, y 6% de adultos mayores de 50 años. Para la evaluación de los atributos sensoriales (apariencia, sabor, color, y olor) se utilizó una escala hedónica de 5 puntos (Wittig de Penna 2001), con valores extremos, donde 1 = muy malo y 5 = muy bueno, y donde el valor intermedio 3, correspondió a la descripción “ni bueno ni malo” (Cuadro 1).

La evaluación se dividió en dos etapas: la primera los frutos se evaluaron al día 14 y la segunda, la evaluación se hizo cuando los frutos tenían 18 días de tratados y almacenados a 21°C. Cada etapa fue dividida en tres secciones: 1) los panelistas observaron los frutos enteros y evaluaron la apariencia externa, 2) los frutos fueron rebanados por la mitad y el panelista evaluó los atributos de color interno y olor, 3) los panelistas probaron las muestras de fruto y evaluaron el sabor. Sabor. Para el sabor, se les presentó a los panelistas ~6 trozos de fruta (correspondientes a la mitad de la unidad). Las muestras se presentaron en platos de plástico de color blanco identificados con su respectivo código. En esta ocasión se les pidió a los consumidores que probaran las muestras y evaluarán el sabor de acuerdo con la escala hedónica propuesta. Previo a cada evaluación, se solicitó a los panelistas enjuagaran con agua su boca para neutralizar el sabor de las muestras. Finalmente se les solicitó emitieran su opinión sobre sí les gustó o no la muestra? y si comprarían o no el producto. Color interno y olor. Para su evaluación, se les presentó a los panelistas una rodaja de cada mango (correspondiente a la mitad de la unidad). Las muestras se presentaron en platos plásticos blancos, codificados con números aleatorios de tres cifras. Para la evaluación del olor se les pidió a los panelistas que percibieran el aroma de la rodaja de mango, y que observaran el color de la pulpa. Apariencia. Los frutos enteros (con un código de 3 cifras) fueron presentados individualmente en platos desechables de color blanco. Posteriormente, se solicitó a los panelistas que observaran cada uno de los frutos y que indicaran el grado de aceptación de su apariencia de acuerdo a la escala hedónica indicada. Análisis de datos. Los datos expresados en las unidades requeridas para cada parámetro fisicoquímico fueron sometidos a un análisis de varianza (ANOVA) y la separación de medias se hizo

aplicando la prueba de Tukey HSD (=0.05). Estos análisis fueron hechos con el programa estadístico JMP versión 5.0.1. Statistical Discovery Software (SAS Institute 2003).

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En la prueba sensorial los datos del panel fueron convertidos a una escala numérica, siendo 1 para la categoría de “muy malo”, 2 para “malo”, 3 para “ni bueno, ni malo”, 4 para “bueno” y 5 para “muy bueno”. Los resultados fueron analizados mediante un análisis de varianza (ANOVA) y la

separación de medias se hizo aplicando la prueba de Dunnett (=0.05). Para el caso de los resultados obtenidos de la pregunta ¿Compraría el producto? el análisis se realizó empleando la prueba Ji-cuadrada ( 2) para homogeneidad de proporciones. Para la comparación de las proporciones se utilizaron las razones de momios, determinando sus respectivos intervalos del 95% de confianza. Estos análisis fueron hechos con el programa estadístico R versión 2.15.1, utilizando el paquete epitools (R Core Team, 2012). Resultados a) Pruebas fisicoquímicas Pérdida de peso. Durante los primeros 6 días se observó una tendencia similar en todos los tratamientos, sin embargo, en mangos tratados con 150 Gy hubo una ligera pérdida de peso entre los días 9 y 13, y después del día 13 fue más drástica. Le siguieron en pérdida de peso los frutos del control y los del tratamiento hidrotérmico. Coloración externa e interna. Los frutos de todos los tratamientos tuvieron una coloración externa similar, por lo que las diferencias en los valores expresados en °Hue no fueron significativas (F4, 355= 0.463; P= 0.763) (Fig. 2A). Caso contrario en el color interno el mayor valor fue observado en mangos tratados con 150 Gy y el menor valor en mangos irradiados con 300 Gy, las diferencias entre los valores fueron significativas (F4, 355 = 9.346; P = 0.0001). La coloración de la pulpa de los mangos del control, tratados hidrotermalmente e irradiados con 500 Gy fueron valores intermedios (Fig. 2B). Firmeza. Hubo una ligera pérdida de firmeza en los mangos del control, tratados con hidrotermia, a 150 Gy y 500 Gy, durante los primeros 6 días. Los frutos que presentaron una mayor firmeza fueron los tratados con 300 Gy (Fig. 2C), pero las diferencias no fueron significativas (F4, 355 = 0.454; P = 0.769). Sólidos solubles totales. En este parámetro, el mayor valor se registró en mangos tratados con 150 Gy y el menor valor en mangos irradiados con 300 Gy, las diferencias entre los valores fueron significativas (F4, 355 = 2.391; P= 0.050). Los valores de SST en mangos del control, mangos tratados con hidrotermia e con 500 Gy fueron intermedios, sin observarse cambios significativos durante su vida de anaquel (Fig. 2D). pH y Acidez titulable.- El pH y la acidez presentaron una correlación, el pH fue en aumento mientras que la acidez disminuyó conforme el fruto maduró (Fig. 2E y 2F). En el caso de los frutos tratados con 300 Gy, se observó el pH más bajo y la acidez más alta, pero sin diferencias significativas (acidez titulable, F4, 355= 0.556; P = 0.694; pH F4, 355 = 1.672; P = 0.157). b) Análisis sensorial De acuerdo con los resultados del análisis sensorial realizado a frutos 14 días después del tratamiento, las diferencias fueron significativas entre los tratamientos: sabor (F = 5.667; p = 0.0002), olor (F = 4.015; p = 0.040), color (F = 5.997; p = 0.0001) y apariencia (F = 5.570; p = 0.0003). En los mangos del tratamiento hidrotérmico, irradiados con 150 y 300Gy y del control, las diferencias entre

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los valores del olor no fueron significativas. Mientras que en los mangos tratados con 500 Gy, las diferencias con respecto al control fueron significativas (Cuadro 2). La apariencia de los mangos tratados con 150 y 500 Gy fue menor comparado con los valores registrados en los otros tratamientos, las diferencias fueron significativas (Cuadro 2).

La tendencia generada por los resultados definió que los mangos del tratamiento hidrotérmico e irradiados con 150 Gy presentaron una mayor aceptabilidad comparada con los mangos del control y un mayor número de consumidores manifestaron una actitud hedónica positiva (Fig. 3). La aceptabilidad sensorial de los frutos disminuyó cuando los frutos fueron tratados con dosis de 500 Gy.

En la evaluación hecha al día 18 posterior al tratamiento no se observaron diferencias significativas en sabor (F = 1.481; p = 0.210), olor (F = 0.741; p = 0.565), color (F = 1.927; p = 0.108) y apariencia (F = 1.879; p = 0.116), en los diferentes tratamientos (Cuadro 3). Pero a los 14 días posteriores al tratamiento los mangos irradiados con 500 Gy registraron menor aceptabilidad. Para el día 18 fueron los mangos del tratamiento hidrotérmico que tuvieron una ligera tendencia hacia menor aceptabilidad, sobre todo en color y apariencia (Fig. 4).

La decisión de comprar el producto después de 14 días de tratados sí registraron diferencias significativas en mangos tratados con 500 Gy con respecto a los mangos del control, tratados con

hidrotermia, irradiados con 150 y 300 Gy (2 = 20.26, g.l. = 4, p = 0.00044), y entre éstos últimos no hubo diferencia significativa (Fig. 5A). Teóricamente el consumidor compraría mangos del control, tratado con hidrotermia, con 150 y 300 Gy, con el mismo grado de aceptación. Solamente los mangos tratados con 500 Gy fueron aceptados en segundo grado por los consumidores. Después de 18 días de tratados y almacenados a 21°C, no hubo diferencias significativas entre mangos tratados y mangos

del control (2 = 1.721, g.l. = 4, p = 0.787) (Fig. 5B). El consumidor compraría mangos con el mismo grado de aceptabilidad de cualquier tratamiento y mango no tratado. Discusión El empleo de las radiaciones es una herramienta de amplia utilidad para tratar alimentos destinados al consumo humano. Como tratamiento fitosanitario el criterio de aplicación está basado en la no emergencia de adultos a partir de la fase biológica del insecto tratado (Bustos et al. 2004). Aunque el efecto está en función de la biología y edad de cada especie de insecto (Hallman and Worley 1999), se estableció una dosis genérica de 150 Gy, contra diversas especies de moscas de la fruta que son plagas de un gran número de especies de frutales alrededor del mundo (Hallman and Loaharanu 2002). Una de las alteraciones organolépticas más común cuando se utilizan dosis altas es la aparición de un olor/sabor típico a radiación debido principalmente al efecto de las radicales libres sobre los lípidos y las proteínas, por lo que no todos los alimentos son buenos candidatos a ser tratados con radiaciones (Barbosa-Cánovas et al. 1998). En frutas se produce un considerable ablandamiento lo cual no siempre sucede en forma inmediata sino que puede presentarse varios días después del proceso. Por tal motivo las dosis comerciales para frutos son generalmente de bajos Gy, y también se recomienda que el manejo de los frutos tratados con radiaciones se debe hacer bajo las mismas normas establecidas para los otros tratamientos fitosanitarios o combinando con otro tipo de tratamiento para reducir las dosis (Diehl 1991, Kilcast 1991). Además de las ventajas como tratamiento fitosanitario, las radiaciones ionizantes prolongan la vida de anaquel de los frutos. A pesar de que las dosis elevadas pueden modificar el sabor, color y textura haciendo que no sean aceptables para el consumo humano, su valor nutritivo no sufre modificación.

48

Con el fin de conocer los efectos en la conducta de los consumidores, se han realizado numerosos estudios sobre la aceptabilidad de alimentos irradiados, observándose que los varones con mayor grado de educación, mayores ingresos y residentes en áreas no urbanas constituyen los grupos a consumir mayor cantidad de productos irradiados. Las personas de mayor edad y de color expresaron un mayor grado de desconfianza por este tipo de prácticas (Nayga 1996). Las mujeres se preocupan más que los hombres (Lusk et al. 1999). A pesar de que nuestra prueba de degustación se hizo en la localidad, refleja el potencial del mercado conformados por residentes hispanos en Estados Unidos que son los consumidores de fruta, y la opinión reflejada por los panelistas da una clara idea sobre la aceptación del mango irradiado.

De acuerdo con los resultados en nuestro estudio, los mangos sujetos al tratamiento hidrotérmico e irradiados con 150 Gy, 14 días después de tratados, tuvieron mayor aceptabilidad con respecto a los mangos de los otros tratamientos y un mayor número de consumidores manifestaron una actitud hedónica positiva. En nuestro caso solamente los mangos tratados con 500 Gy registraron un sabor típico producto de la radiación y la aceptabilidad sensorial de los frutos sufrió una ligera disminución. El tiempo de madurez influyó de manera positiva sobre la percepción de los consumidores. A los 18 días posteriores al tratamiento, los mangos del tratamiento hidrotérmico tuvieron una ligera tendencia a disminuir la aceptabilidad, sobre todo en color y apariencia. Pero estos resultados también podrían estar relacionados con el tiempo de almacenamiento, temperatura y efecto que tiene el proceso hidrotérmico sobre la madurez del fruto (Sabato et al. 2009).

Actualmente la irradiación de alimentos ya está en proceso con base a las regulaciones establecidas por Estados Unidos como principal país comprador de productos irradiados. En este sentido otros países también han empezado a considerar la legislación o regulación para irradiar alimentos. Pero a pesar de que un gran número de países han aprobado la irradiación como un tratamiento para alimentos, son pocos los que tienen operaciones comerciales a gran escala (Follet and Griffin 2006). Considerando los grandes volúmenes de fruta que México exporta a Estados Unidos, la irradiación es un tratamiento fitosanitario con mucho potencial que representa una buena opción para cumplir con los niveles de seguridad cuarentenaria establecidos para mango, cítricos y guayaba. En conclusión los resultados de este estudio indicaron que la calidad de la fruta tratada con 150 Gy, tiene una aceptabilidad similar a la de los mangos tratados con hidrotermia y los no tratados (control). Se sugiere aplicar la dosis recomendada en las normas establecidas como tratamiento fitosanitario para garantizar la seguridad cuarentenaria exigida para este tipo de estudios, sin comprometer la calidad sensorial y nutritiva de los frutos. Agradecimientos A Ezequiel de León y Azucena Oropeza (ECOSUR), por su apoyo. A Margarita García, Margot García, Julio Lanza y Guillermo Santiago (Subdirección de Desarrollo de Métodos), por su apoyo técnico. A Jaime López-Mérida y Karina Morales (Área de Irradiación del Programa MOSCAFRUT. A los integrantes del panel de degustación. Este proyecto tuvo financiamiento del fondo SAGARPA-CONACYT y del OIEA. Referencias Aluja, M., H. Celedonio-Hurtado, P. Liedo, M. Cabrera, F. Castillo, J. Guillén, and E. Ríos. 1996. Seasonal population

fluctuations and ecological implications for management of Anastrepha fruit flies (Diptera: Tephritidae) in commercial mango orchards in Southern Mexico. J. Econ. Entomol. 89: 654-667.

[AOAC] Association of Official Analytical Chemists. 1998. Official Methods of Analysis. 16th ed. S William (ed). Published by Association of Official Analytical Chemists. Washington, D.C. USA.

49

Armstrong J.W. and M. Couey. 1989. Fruit Disinfestation. Fumigation, Heat, and Cold, pp. 411-424. In World Crop Pests. Fruit Flies. Their Biology, Natural Enemies and Control Vol. 3B. Robinson A.S. and G. Hooper (Eds.). Elsevier.

Barbosa-Cánovas, C. V., U. R. Pothakamury, E. Palou, and B. G. Swanson. 1998. Food irradiation, pp. 169-213. In Nonthermal preservation of foods. Marcel Dekker Inc., New York, USA.

Bustos, R. E., W. Enkerlin, J. Toledo, J. Reyes and A. Casimiro. 1992. Irradiation of mangoes as a quarantine treatment, pp. 77-90. In: Use of irradiation as a quarantine treatment of food and agricultural commodities. International Atomic Energy Agency. Viena, Austria.

Bustos, M. E., W. Enkerlin, J. Reyes, and J. Toledo. 2004. Irradiation of mangoes as a postharvest quarantine treatment for fruit flies (Diptera: Tephritidae). J. Econ. Entomol. 97: 286-292.

Cardello, A. V. and H. G. Schutz. 2003. The concept of food freshness: Uncovering its meaning and importance to consumers. Pp -- --. In Cadwallader, K. R.; Weenen, H. (Eds.). Freshness and shelf life of foods. Washington: A. Chem. Society.

Diehl, J. F. 1991. Nutritional effects of combining irradiation with other treatments. Food Control. 1: 20-24. Follet, P. A., and R. L. Griffin. 2006. Irradiation as a phytosanitary treatment for fresh horticultural commodities: Research

and regulations, pp. 143-168. In C. H. Sommers, and X. Fang. [eds.]. Food Irradiation Research and Technology. Edit. IFT Press and Blackwell Publishing, Inc., USA.

Francis, F. J. 1980. Colour quality evaluation of horticultural crops. Hort Science 15: 38-59. Hallman, G. J. and J. W. Worley. 1999. Gamma radiation doses to prevent adult emergence from immatures of Mexican

and West Indian fruit flies (Diptera: Tephritidae). J. Econ. Entomol. 92: 967-973. Hallman, G. J. 1999. Ionizing radiation quarantine treatments against tephritid fruit flies. Postharvest Biol. Technol. 16:

93-106. Hallman, G.J. 2000. Factors affecting quarantine heat treatment efficacy. Postharvest Biol. Technol. 21: 95-101. Hallman, G. J. 2001. Radiation as a Quarantine Treatments, pp. 113-130. In Molins, R. A. (ed.). Food Irradiation: Principles

and Applications. John Wiley & Sons, Inc. New York. Hallman, G. J. and P. Loaharanu. 2002. Generic ionizing radiation quarantine treatment against fruit flies (Diptera:

Tephritidae) proposed. J. Econ. Entomol. 95: 893-901. Heard, T.A., N.W. Heather, and R.J. Corcoran. 1991. Dose-mortality relationships for eggs and larvae of Bactrocera tryoni

(Diptera: Tephritidae) immersed in hot water. J. Econ. Entomol. 84: 1768-1770. Hernández, E., B. Bravo, J. Caro-Corrales. 2010. Tratamientos poscosecha, pp. 197-222. In P. Montoya, J. Toledo y E.

Hernández (eds.), Moscas de la Fruta: Fundamentos y Procedimientos para su Manejo. S y G editores, México, D. F. Kader, A. 1992. Quality and safety factors: Definition and evaluation for fresh Horticultural crops. Postharvest Techn. of

horticultural crops. Third Edit. Univ. of California, Publication 3311, 185-187. Kildkast, D. 1991. Irradiation and combination tretaments. Food Control. 1: 6-8. Lusk, J. L., J. A. Fox, C. L. Mcilvain. 1999. Consumer acceptance of irradiatied meat. Food Technology. 53: 56-59. Mangan, R. L., and S. J. Ingle. 1992. Forced hot-air quarantine treatment for mangoes infested with West Indian fruit fly

(Diptera: Tephritidae). J. Econ. Entomol. 85: 1859-1864. Mangan, R. L., and S. J. Ingle. 1994. Forced hot-air quarantine treatment for grapefruit infested with Mexican fruit fly

(Diptera: Tephritidae). J. Econ. Entomol. 87: 1574-1579. Nayga, R. M. 1996. Sociodemographic influences on soncumer concern for food safety: The case of irradiation,

antiobiotics, hormones and pesticides. Review of Agricultural Economics: 18: 467-475. [NOM-022-FITO] Norma Oficial Mexicana. 1995. Secretaría de Agricultura, Ganadería, Desarrollo Rural, Pesca y

Alimentación. Diario Oficial de la Federación. 2 de enero de 1997. México, D. F. R Development Core Team. 2012. R: A language and environment for statistical computing. R Foundation for Statistical

Computing. Vienna, Austria. ISBN 3-900051-12-7. *http://www.R-project.org Rangana, S. 1977. Manual of analysis of fruits and vegetables products. McGraw-Hill, New Delhi, India. Sabato, S. F., J. M. da Silva, J. N. da Cruz, S. Salmieri, P. R. Rela, and M. Lacroix. 2009. Study of physical-chemical and

sensorial properties of irradiated Tommy Atkins mangoes (Mangifera indica L.) in an international consignment. Food Control. 20: 284–288.

SAS Institute. 2003. JMP Statistical Discovery Software, Version 5.0.1. SAS Institute Inc., Cary, North Carolina. Toledo, J., P. Liedo y M. E. Bustos. 2003. Irradiación gamma como tratamiento cuarentenario para guayabas infestadas

con larvas de Anastrepha striata Schiner (Diptera: Tephritidae). Folia Entomol. Mexicana. 42: 371-379. Thomas, D. B. and J. Loera-Gallardo. 1998. Dispersal and longevity of mass-released, sterilized Mexican fruit flies (Diptera:

Tephritidae). Environ. Entomol. 27: 1045-1052.

50

[USDA/APHIS] United States of Department of Agriculture / Animal and Plant Health Inspection Service. 1996. The application of irradiation to phytosanitary problems. Fed. Reg. 24: 433-439. Hyattsville, MD.

[USDA/SAGARPA] United States of Department of Agriculture / Secretaría de Agricultura, Ganadería, Desarrollo Rural, Pesca y Alimentación. 2001. Work Plan for the Mexican Mango Treatment and Preclearance Program. APHIS - IS/ CONASAG. México. 29 p.

Wittig de Penna, E. (2001). Evaluación sensorial: una metodología actual para la tecnología de alimentos. Talleres Gráficos. USACH. Capítulo IV: Metodología de Evaluación Sensorial. pp. 78-86.

51

ANEXO 1

Evaluación Sensorial del Mango cv. ʻAtaulfoʼ

CÓDIGO: _________________________

Instrucciones: A continuación se le presentan 4 muestras de mango cv. ʻAtaulfoʼ, las cuales deberá evaluar respetando el orden

(de izquierda a derecha) en el que se le han presentado.

Señale con una “X” la casilla que indique el grado de aceptabilidad de la muestra. Al final le solicitamos un comentario honesto sobre la muestra, el cual será de gran valor. Muestra: ______________________

Cuadro 1. Formato de registro de los parámetros de calidad sensorial del mango cv. ʻAtaulfoʼ a los 14 y 18 días después de tratados y almacenados a 21°C por 21 días.

Muy bueno

Bueno Ni bueno, ni malo

Malo Muy malo

Sabor

Olor

Color

Apariencia

¿Qué le gusto o disgusto de la muestra?

________________________________________________________________________

________________________________________________________________________

¿Lo compraría? SI NO

52

Cuadro 2. Valores promedio (± EE)? de los parámetros sensoriales evaluados en mango cv. ‘Ataulfo’ 14 días después de tratado y almacenado a 21 °C.

Tratamientos Sabor Olor Color Apariencia

Control 3.9 ± 0.8 a 3.4 ± 0.7 b 3.8 ± 0.8 a 4.0 ± 0.7 a Hidrotérmico 3.9 ± 0.8 a 3.5 ± 0.7 b 3.8 ± 0.8 a 3.8 ± 0.8 a 150 Gy 4.2 ± 0.7 a 3.6 ± 0.7 b 3.7 ± 0.7 a 3.4 ± 0.8 b 300 Gy 4.1 ± 0.8 a 3.9 ± 0.9 a 4.3 ± 0.7 a 4.0 ± 0.9 a 500 Gy 3.4 ± 0.8 b 3.2 ± 0.7 b 3.3 ± 0.7 b 3.3 ± 0.8 b

Letras diferentes indican diferencias significativas con respecto al control, Prueba de Dunnett (P ≤ 0.05).

Cuadro 3. Valores promedio (± EE)? de los parámetros sensoriales evaluados en mango cv. ‘Ataulfo’ 18 días después de tratado y almacenado a 21 °C.

Tratamientos Sabor Olor Color Apariencia

Control 4.0 ± 0.9 3.5 ± 0.7 3.8 ± 0.8 3.8 ± 0.7 Hidrotérmico 3.8 ± 0.8 3.4 ± 0.7 3.5 ± 0.8 3.4 ± 0.7 150 Gy 4.3 ± 0.7 3.6 ± 0.8 3.9 ± 0.7 3.8 ± 0.9 300 Gy 3.9 ± 0.8 3.7 ± 0.6 3.6 ± 0.8 3.6 ± 0.7 500 Gy 4.0 ± 0.9 3.6 ± 0.8 3.7 ± 0.8 3.7 ± 0.8

Letras diferentes indican diferencias significativas con respecto al control, Prueba de Dunnett (P ≤ 0.05).

Títulos de las figuras

Fig. 1. Pérdida de peso y materia seca en mango cv. ‘Ataulfo’, después de irradiado con Co-60 como tratamiento fitosanitario, almacenado a 21°C.

Fig. 2. Valores de parámetros fisicoquímicos en mango cv. ‘Ataulfo’, después de irradiado con Co-60 como tratamiento fitosanitario y almacenado a 21°C.

Fig. 3. Perfil sensorial del mango cv. ‘Ataulfo’, 14 días después de irradiado con Co-60 como tratamiento fitosanitario, almacenado a 21°C.

Fig. 4. Perfil sensorial del mango cv. ‘Ataulfo’, 18 días después de irradiado con Co-60 como tratamiento fitosanitario y almacenado a 21°C.

Fig. 5. Aceptabilidad de compra del mango cv. ‘Ataulfo’, evaluada, A) 14 y B) 18 días después de tratado con Co-60 como tratamiento fitosanitario y almacenado a 21°C.

53

104.

Fig. 1

1 3 6 9 12 18

340

320

300

280

260

Tiempo (dias)

Pes

o (

g)

54

106.

3

4

5

6

2

10

14

18

22

6

Tiempo (días)

pH

(U

I)F

irm

eza

(Kg

-f)

Só

lid

os

So

lub

les

To

tale

s (

Bri

x)

Aci

dez

(D)(C)

(E) (F)

8

12

16

20

0

4

0.8

1.2

1.6

2.0

0.4

0

70

80

100

90

110

60

Co

lor

exte

rno

( H

ue)

(A)

70

80

100

90

110

60

Co

lor

de

la p

ulp

a (

Hu

e)

(B)

Testigo

Hidrotermico

150 Grays

300 Grays

500 Grays

1 3 6 11 18 21149 1 3 6 11 18 21149

Fig. 2

55

107.

Fig. 3

Fig. 4

56

Fig. 5

a a a a

SI

NO

500 Gy

NO

SI

Control T. H. 150 Gy 300 Gy

bA

B

57

DEPARTAMENTO DE DETECCION Y CONTROL

Uso de Dispositivos Diseminadores y Moscas Estériles Vectores de Conidios de Beauveria Bassiana en el Manejo Integrado de la Mosca del Mediterráneo

Salvador Flores

1, Antonio Villaseñor

3, Sergio Campos

1, Álvaro Valle

3, Walther Enkerlin

3, Pablo Montoya

1, David

Midgarden4, Pedro Rendón

4 y Jorge Toledo

2

1Desarrollo de Métodos Programa Moscafrut SAGARPA-IICA;

2El Colegio de la Frontera Sur, Tapachula, Chiapas, México;

3Codirección Moscamed México;

4USDA/APHIS-Moscamed-Guatemala

Resumen. Estudiamos la infiltración de esporas de Beauveria bassiana (Bb) en los lek de los reservorios de las poblaciones de la mosca del Mediterráneo Ceratitis capitata (Cc), empleando dispositivos específicos y moscas estériles inoculadas como vectores. Esta infiltración se manejo como una táctica aditiva o sinérgica al Manejo Integrado (MIP+Bb), obteniendo que la generación intervenida (P) fue afectada con una micosis entre 47-59% y en la primera generación (F1) los niveles poblacionales de la plaga fueron suprimidas entre un 30 y 97%; mientras que el efecto exclusivo del MIP fue del 57%. El beneficio adicional por la acción de las moscas estériles como vectores fue de 40%; por el dispositivo de panel fue del 21% y por dispositivo de cilindro fue 8%. En el área buffer, donde se presentó migración de moscas silvestres infectadas, la supresión fue 27%, menor a la de sólo el MIP. Se demuestra que es mejor la combinación sinérgica o aditiva de tres tácticas: (1) aspersiones de cebo natural con Spinosad (GF-120), focalizadas a los reservorios de la plaga en épocas secas, (2) la Técnica del Insecto Estéril (TIE) y (3) la infiltración de Bb principalmente por moscas estériles como vectores, en reservorios que persistan en lugares donde no sea factible usar GF-120 y en épocas lluviosas. El manejo integrado con las tres tácticas puede ayudar a evitar o disminuir la migración de hembras grávidas desde los reservorios hacia las áreas en proceso de erradicación y dar sostenibilidad a programas de MIP de área grande.

Palabras Clave: Transmisión horizontal, control microbiano, hongos entomopatógenos, manejo integrado de plagas Introducción El control biológico con hongos entomopatógenos se ha consolidado en una estrategia efectiva y viable contra plagas agrícolas en sistemas orgánicos y convencional, principalmente en la horticultura, cafeticultura, caña de azúcar, y frutales. Esta alternativa también tiene un alto potencial para el manejo de moscas de la fruta como lo demuestran diversos estudios (De la Rosa et al. 2002; Ekesi et al. 2002; Muñoz et al. 2009; Novelo-Rincón et al. 2009; Toledo et al. 2007 y 2008).

En el control de plagas agrícolas se han empleado diversas formas para diseminar los conidios del hongo entomopatógeno Beauveria bassiana Bb, ya sea mediante aspersiones típicas utilizando agua como vehículo, empleando un dispositivo diseminador o un insecto vivo como vector (Maniania y Ekesi 2012). El uso de abejas y abejorros, como vectores de Bb ha sido estudiado y aplicado (Dedej et al. 2004; Johnson et al. 1993; Kovach et al. 2000; Maccagnami et al. 1999; Peng et al. 1992; Yu y Sutton 1997). Para control de Varroa destructor parasito de colonias de abejas (Meikle et al. 2007), para broca del café (De la Rosa et al. 2000; Campos 2008; Shaw et al. 2002; Steenberg et al. 2010). La diseminación de micro-organismos entomopatógenos con dispositivo autoinoculador y el uso de varias especies de insectos como vectores fue previamente demostrado (Vega et al. 1995). En estas

58

estrategias, la transmisión es un factor importante que determina el rango de propagación en el hospedero que ocurre por contacto directo entre individuos infectados o directamente por conidios colocados previamente en los dispositivos (Vega 2000). Estos dispositivos atraen al insecto para infectarlos y actuen como vehículos diseminadores del patógeno entre los individuos silvestre de la población (Vickers et al. 2004), como es el caso de dispositivos de infección de conidios de Bb-estaciones cebo- que atraen adultos silvestres para ser infectados por el hongo y luego se dispersen

para trasmitir los conidios a individuos silvestres no infectados y causar epizootias (Dimbi et al.

2003). Para hacer más eficiente esta estrategia, Maniania (2002) evaluó un dispositivo hecho de botella de plástico y conidios de Metarhizum anisopliae (Metsch.) para el control de Glossina fuscipes fuscipes Newstead; en estos dispositivos la viabilidad de los conidios se mantuvo en 62% después de 31 días de exposición. Las aplicaciones directas al follaje tiene las desventaja que los rayos UV afectan la viabilidad del conidio, por lo tanto los dispositivos diseminadores brindan mayor protección a los conidios incrementando el tiempo de viabilidad del hongo en condiciones de campo (Maniania y Ekesi 2012). Por lo que se indicar que los dispositivos diseminadores de conidios presentan ventajas: 1) Su eficiencia se incrementa cuando se incorpora un atrayente especifico, 2) Es especifico a los insectos, 3) Son fáciles de construir y mantener, 4) La cantidad de inoculo hacia el hospedero es baja, 5) Los insectos se contaminan e interactúan con otras moscas dispersando el patógeno (Vega et al. 2000), es decir son auto replicantes una vez que el insecto que actuará como vector se infecta transmitirá los conidios a otros individuos. El objetivo de este estudio fue evaluar el impacto del de las liberaciones de insectos vectores y dos dispositivos diseminadores de conidios del hongo B. bassiana para el control de poblaciones silvestres de C. capitata. Materiales y Métodos Material biológico.La cepa del hongo (BbET) que se utilizó fue obtenida del Laboratorio de Reproducción de Organismos Benéficos, Talismán, Chiapas) en formulación en polvo celite 400 en presentaciones de 100 g con 5x1011 conidios/g, con una patogenicidad de 95% y tiempo letal medio (TL50) de 4.50 (4.38 - 4.63) días aplicada sobre machos estériles de mosca del Mediterráneo a una concentración de 1.75-2.3 1x108 conidios/g (Campos et al. 2008). Los adultos de Cc empelados como vectores fueron proporcionados en estado de pupa por la Planta de El Pino, del Programa Moscamed-Guatemala, Guatemala, C. A. Las pupas fueron irradiadas con Cobalto 60, a una dosis de 12 Gy y pintadas con color rosa (DayGlo, Color Corp., Cleveland, OH, USA). Después de pintadas fueron colocadas en cajas PARC (50,000 pupas por caja) para que emergieran los adultos, los que permanecieron por 6 días a 25°C para ser inoculación antes de la liberación en campo. Zona de trabajo. Este estudio se realizó del 21 de febrero al 17 de agosto (tres ciclos biológicos de la plaga) en fincas del área cafetalera del Departamento Sacatepéquez, Guatemala, a una altura sobre el nivel del mar de entre 1300-1500 m, con temperaturas máximas de 22 °C, media de 18 °C y mínima de 8 oC, precipitación pluvial promedio anual entre 970-1777 mm (referencia). En esta región cafetalera hay altas infestaciones de Cc por lo que se aplica la Técnica del Insecto Estéril (TIE) a través de liberaciones aéreas aunada a la supresión focalizada de poblaciones con aspersiones terrestres de cebo GF-120 NF Naturalyte® Fruit Fly Bait (Dow AgroSciences, Indianapolis, IN) e instalación de estaciones cebo (Spinosad 120 SC). En esta zona se delimitaron 24 parcelas de 1 Km2 con tres repeticiones para cada uno de los siguientes tratamientos:

59

1) MIP+diseminador tipo cilindro, 2) MIP+diseminador tipo panel, 3) MIP+vectores, 4) MIP+buffer, y 12 repeticiones del tratamiento 5) MIP. Los dispositivos diseminadores fueron forrados con tela afelpada color amarilla saturadas con 2 g de esporas de Bb y cebados con un plug de 3 g de TrimedLure (TML) (Pharma-Tech International, Fresno, CA /Better World Manufacturing Inc. Fresno CA) que fue remplazado cada 3 semanas. Para protegerlo de la lluvia, en la parte superior del dispositivo se colocó un plato de plástico de color café (Figura 1). Diseminador tipo cilindro: frasco PET de 500 ml con 15 perforaciones de 2.5 mm distribuidas uniformemente, la tapa con cuatro aberturas triangulares de 1.5 cm de cada lado y abierto en la parte inferior. La tapa y fondo se cubren con tela mosquitera. La canastilla con el plug de TML se colgó de la tapa de cada dispositivo. El diseminador tipo panel fue hecho de lámina galvanizada de 23 cm x 14 cm, la canastilla con el plug de TML fue insertado en un orificio de 2.5 cm hecho en la parte de la lamina.

En los tratamientos 1 y 2, en cada parcela se instalaron 100 diseminadores (1/ha) y cada 15 días fue remplazada la tela afelpada tratada con conidios por una tela recién inoculada. En el tratamiento 3, las moscas estériles usadas como vectores fueron inoculadas con 0.0001 g de conidios por mosca, y se liberaron en forma terrestre a una densidad de 4,800 adultos por hectárea, dando un total de 0.48 g de esporas/ha.

Para cuantificar la población de moscas, en los tratamientos 1-4 se instalaron 25 trampas Fase IV EXA (Better Word Manufacturing Inc. Fresno CA) cebadas con Biolure Unipack, (Suterra/AgriSence BCS Ltd, UK) cuya actividad bajo condiciones de campo es de al menos seis meses. En las parcelas del tratamiento 5 se instaló un promedio 2 trampas/ Km2 (trampeo normal del Programa Moscamed).

Los puntos de liberación, la distribución de diseminadores y de trampas se trazó en el área con el Software Arc info 10.0 (Esri, Redlands, CA) y para ubicar los sitios para la instalación en campo se empleó un equipo GPS map 62s (Garmin International, Olathe, KS). Las trampas fueron revisadas cada semana, las laminillas que senretiraban se trasladaron al laboratorio de identificación del Centro de Operaciones de Chimaltenango, para recuperar los individuos capturados para su identificación y cuantificaron por sexo y origen (estériles o fértiles). El total de adultos silvestres y una muestra de 100 adultos estériles capturados fueron colocados en cámara húmeda (caja Petri con papel filtro humedecido) por seis días. Los individuos con presencia de micelio, característico de Bb, fueron registrados como esporulados. Los registros de temperatura y precipitación de la zona durante el periodo de estudio se obtuvieron de la base de datos de Asociación Nacional del Café (ANACAFE) (2012) (Fig. 2). El ciclo biológico de la Cc en el área de estudio es de aproximadamente 56 días según el modelo de Tassan et al (1982) y Midgarden et al. (2008).

Registro de datos. La trasmisión de esporas se calculó como el porcentaje de moscas silvestres esporuladas por sexo y total. El índice de crecimiento se obtuvo de dividir el total de moscas capturadas de cada ciclo F1 y F2 (F/P) entre la población del primer ciclo P. El índice de moscas por trampa por día de cada ciclo biológico se calculó por la división del total de moscas capturadas en cada ciclo (P ó F/TxD) entre el resultado de multiplicar el número de trampas revisadas por el promedio de los días de exposición. El porcentaje de reducción o decremento de la población se

60

extrajo del total de moscas capturadas de cada población F (Fx100/P) multiplicadas por cien divididas entre el total de moscas capturadas del primer ciclo P. El índice del porcentaje de supresión de la población, se obtuvo de restar a cien el porcentaje de decremento. Análisis de datos. El MTD estéril y fértil y el porcentaje de esporulación en adultos silvestres por tratamiento en cada generación fueron comparados mediante un análisis en bloques al azar y separación de medias por la prueba de Tukey. La esporulación por sexo en cada tratamiento fue comparado por medio de una prueba de Chi cuadrada. El porcentaje de esporulación fue correlacionado con el MTD y con condiciones ambientales para cada tratamiento empleando el coeficiente de Pearson. Todos los análisis se llevaron a cabo con el paquete JMP (SAS Institute 2002) a un nivel de significancia de 95%. Además, con el software Arcinfo 10.0 se realizó un análisis geográfico para apreciar el comportamiento generacional de la plaga y la dispersión de los adultos silvestres inoculados en el área de estudio. Resultados Los resultados indicaron que haciendo uso de los cuatro tratamientos hay una incidencia entre 25 y 65% en la trasmisión de la infección a la población silvestre de la generación intervenida sin diferencia significativa entre los tratamientos dispositivos diseminadores y área buffer, pero si entre estos y las liberaciones de adultos inoculados (Figura 2) (F=4.2; gl= 3, 69; P=0.009). El índice de esporulación por sexo en el ciclo (P) indicó que hubo 54.8% de hembras infectadas significativamente menor a 58.0% de machos infectados (Chi cuadrada=8.2; gl=1; P=0.004). En cuanto a los índices de medición de la población en la F1, los tratamientos tuvieron los siguientes índices de crecimiento: 0.06, 0.54, 0.35, 0.55 y 0.42 para liberación, panel, cilindrico, área buffer y MIP, respectivamente, con diferencias significativas entre ellos (Figura 3) (Chi cuadrada=2112.5, gl.=1, p<0.001). Los MTD de la F1 fueron 0.05, 0.16, 0.09, 0.05 y 0.24 para liberación, panel, cilindro, buffer y MIP, las diferencias fueron significativas (F=17.5; gl=4,28; P<0.001), siendo mayor el valor con MIP al del resto de los tratamientos, seguido de panel y cilindro (Figura 4). Como las diferencias entre el porcentaje de decremento de la población en la F1 fueron significativas, también en el porcentaje de supresión entre los tratamientos hubo diferencia significativa (Fig. 7). Las condiciones ambientales impactaron de manera inversa en los valores de MTD, alcanzando correlaciones en algunos casos significativas (Cuadro 2). De esta principalmente la precipitación. Sin embargo la humedad relativa se asoció de manera negativa con el porcentaje de esporulación en los tratamientos sin llegar a ser significativa la asociación (p>0.100).

58 56 51

47

0

39

29 32

25

0

65

30 35

28

0 0

10

20

30

40

50

60

70

Liberacion bote Panel Buffer MIP

Esp

oru

laci

ón

(%

)

p

f1

f2

61

Figura 3. Porcentaje de esporulación de Bb en adultos silvestres de Cc en los diferentes tratamientos.

Figura 4. Indice de crecimiento de las poblaciones silvestres en los diferentes tratamientos.

Figura 5. Porcentaje de reducción en las poblaciones silvestres en los diferentes tratamientos.

0.06

0.54

0.35

0.55

0.42

0.02 0.05

0.15

0.09 0.08

0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

Liberación Panel Bote Buffer MIP

Ind

ice

de

crec

imie

nto

Tratamiento

f1

f2

94.14

45.93

65.11

45.42

57.65

97.92 94.76 84.54

90.75 91.88

0

20

40

60

80

100

120

Liberación Panel Bote Buffer MIP

Sup

resi

on

(%

)

Tratamiento

f1 f2

0.93

0.29 0.25

0.09

0.56

0.05

0.16 0.09

0.05

0.24

0.02 0.02 0.04 0.01 0.05

0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

0.7

0.8

0.9

1

Liberación Panel Bote Buffer MIP

MTD

Tratamiento

p

f1

f2

62

Figura 6. MTD en los diferentes tratamientos.

Cuadro 1. Significancia del MTD en los diferentes tratamientos.

Generación Liberación Panel Bote Buffer MIP F; p (gl. 4,28)

p 0.9295 a 0.2918 bc 0.2543 bc 0.0914 c 0.5622 ab 7.0;

<0.001

f1 0.0545 c 0.1578 b 0.0887 bc 0.0499 c 0.2381 a 17.6;

<0.001

f2 0.0193 bc 0.0153 c 0.0393 ab 0.0085 c 0.0456 a 10.2;

<0.001 Valores en la fila con igual letra no difieren significativamente.

Figura 7. Decremento y supresión de la plaga en la F1 en los diferentes tratamientos.

Cuadro 2. Correlaciones significativas entre MTD, esporulación y condiciones ambientales en los diferentes tratamientos.

Variable Variable Spearman Rho

Prob >|Rho|

Esporulación con Liberación (%) T max 0.4655 0.0386

Esporulación con diseminador de panel (%) T min -0.4849 0.019

MTD liberación precipitación -0.5341 0.0087

MTD liberación T min -0.6467 0.0009

MTD panel precipitación -0.3838 0.0706

MTD panel T min -0.5931 0.0029

MTD panel Esporulación con panel (%) 0.3614 0.0827

5.86

54.07

34.89

54.58

42.35

94.14

45.93

65.11

45.42

57.65

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

Liberación Panel Bote Buffer MIP

Po

rcen

taje

Tratamiento

Incremento(%) Supresión (%)

63

MTD bote precipitación -0.4245 0.0435

MTD bote T min -0.6416 0.001

MTD MIP T max -0.4027 0.0568

MTD MIP T min -0.6135 0.0019

MTD MIP T media -0.3538 0.0976

Discusión El efecto supresor que se obtuvo con la integración MIP más la aplicación Bb fue contundente en la F1 en los tres tratamientos donde se aplicó directamente como estrategia. Aunque en el tratamiento donde se liberó moscas estériles como vectores fue más marcado el efecto y se demostró que fue el mejor mecanismo de hacer llegar los conidios para provocar micosis y generar una epizootia en la población de la plaga. En este proceso de infiltración de conidios, hubo un mayor impacto sobre la plaga como respuesta de su complejo comportamiento sexual de agregación de machos (lek) para llamar y competir por las hembras lo que hace que se incrementa y multiplica directamente la micosis (Arita & Kaneshiro 1985, 1989). Estos sitios al ser elegidos por los machos son altamente específicos, son fijados a largo plazo y no son distribuidos al azar en el ambiente natural. Como lo fue demostrado previamente por Arita & Kaneshiro (1989) y Whittier et al. (1992), quienes reportaron que de 118 sitios potenciales de arboles hospedantes en la isla de Maui, solo cuatro de ellos fueron usados como sitios de leks primarios durante siete años de estudio). Solamente cuando el macho desarrolla un apropiado cortejo sexual, es aceptado por la hembra y puede copular, por lo que se reporta que de 90% de las cópulas observadas en campo, aproximadamente en 80% las hembras rechazaron a los machos. Esta selección sexual de las hembras es una presión que actúa en sobre regulación del tamaño efectivo de la población de esta especie (Kaneshiro 1993). Por lo tanto, al introducir la micosis vía dispositivos y tiene mayor ventajas cuando se hace por vía directa de la misma especie utilizando como vectores en los leks con lo que se generará una epizootia para suprimir a la población hasta en un 98% en la primera generación, como quedó demostrado con los resultados de este estudio. Con la adición de moscas estériles como vectores se alcanzó 36.5% de supresión de la plaga en la F1, comparado con el efecto exclusivo del MIP donde se obtuvo un 57% de supresión. También hay una ventaja de 7.5% con la adición de Bb con los dispositivos tipo cilindro. Los resultados antes descritos no se obtuvieron en el área buffer, donde sólo se recibió una dispersión de moscas silvestres infectadas sin que haya habido un efecto adicional, por eso el nivel de supresión fue 12.2 % menos que el efecto exclusivo del MIP. Incorporando al MIP el uso de Bb mediante cualquier vía de dispersión y sobre todo usando las moscas estériles como vectores, la TIE se complementa, pues el factor de aislamiento entre áreas infestadas y bajo proceso de erradicación (áreas grandes) se fortalecería al disminuir (54.8% hembras infectadas) la migración de hembras grávidas (Knipling 1979).

En la F2 hubo una caída drástica de la población de la plaga tanto en los tratamientos como en el control como resultado de la falta de disponibilidad de cerezas de café maduras, ya que en la fase final del estudio las plantas se encontraban en la etapa fenológica de cerezas tiernas y formación inicial de materia seca. A pesar de lo anterior, las poblaciones de plaga de la F2 registraron un alto porcentaje de micosis, que la sitúan en el rumbo de la extinción, siendo un claro efecto de la dinámica Allee. El uso de Bb es un excelente ejemplo de combinación de tácticas sinergistas o aditivas para lograr la erradicación de dichas plagas ubicadas en sitios específicos de reservorios, donde no se pueden aplicar otros métodos de control . El hongo Bb puede afectar un amplio rango de insectos (Goettel et al. 1990, Suckling et al. 2011); sin embargo, un estudio previo demostró que la via de infiltración por moscas estériles como vectores liberadas en forma aérea en un área amplia,

64

no causó infección en abejas y broca del café (Flores et al. 2012). Aunado a la cantidad traza de conidios de Bb (0.0001 g/mosca) requeridos para inocular a las moscas estériles, lo que resulta un bajo costo que se agrega a la combinación de la TIE, comparado con el beneficio obtenido por el proceso sinérgico y aditivo para suprimir en un 98% la población silvestre de la plaga en reservorios con difícil acceso o en sistemas agrícolas orgánicos. En conclusión esta estrategia de biocontrol con hongos entomopatógenos, tiene un alto potencial aditivo y sinérgico para el manejo integrado (MIP) de poblaciones silvestres de la mosca del Mediterráneo. Agradecimientos A Pedro Velásquez, Raúl Castañeda y Rony Rodas por el apoyo logístico durante la realización de este estudio. A Antonio Mayorga, Nahúm Vásquez, Daniel López y David Icú, estudiantes de la Facultad de Agronomía de Universidad de San Carlos, por su apoyo en el trabajo de campo. A los propietarios y administradores de las Fincas: Pedro Cheverría de El Capetillo, Cuxinales y Las Nubes; Cristina González de El Valle; Estuardo Fallas de El Tempisque; Carlos García de San Sebastián y Edmundo Castellanos de Urías. Este trabajo fue financiado por el Programa Moscas de la Fruta DGSV-SENASICA-SAGARPA, a través del Programa Regional Moscamed México-Guatemala-Estados Unidos. Referencias ANACAFE. 2012. Estaciones meteorológicas en Guatemala. http://meteorologia.anacafe.org/estaciones/. Consultado

septiembre 20, 2012. Campos-Almengor, O.G. 2008. Evaluación de dos aislamientos nativos de Beauveria bassiana (Bals.) Vuillemin, para el

control de la broca del fruto del cafeto, Hypothenemus hampei. ANACAFE. El Cafetal. 16: 10-11. Dedej, S., Delaplane, K. S., and Scherm, H. 2004. Effectiveness of honey bees in delivering the biocontrol agent Bacillus

subtilis to blueberry flowers to suppress mummy berry disease. Biological Control 31, 422-427. De La Rosa W., Alatorre, R., Barrera J. F. & Toriello C. 2000. Effect of Beauveria bassiana and Metarhizium anisopliae

(Deuteromycetes) upon the coffee berry borer (Coleoptera: Scolytidae) under field conditions. Journal of Economic Entomology 93: 1409-1414.

De la Rosa, W., F. L. López, and P. Liedo. 2002. Beauveria bassiana as a pathogen of the Mexican fruit fly (Diptera: Tephritidae) under laboratory conditions. Journal of Economic Entomology 95: 36-43.

Dimbi, S., N. K. Maniania, A. S. Lux, S. Ekesi. and K. J. Mueke. 2003. Pathogenicity of Metarhizium anisopliae (Metsch.) Sorokin and Beauveria bassiana (Balsamo) Vuillemin, to three adult fruit fly species: Ceratitis capitata (Wiedemann), C. rosa var. fasciventris Karsch and C. cosyra (Walker) (Diptera: Tephritidae). Mycopathologia 156(4): 375-82.

Ekesi, S., N. K. Maniania, and S. A. Lux. 2002. Mortality in three African tephritid fruit fly puparia and adults caused by the entomopathogenic fungi Metarhizium anisopliae and Beauveria bassiana. Biocontrol Science and Technology 12: 7-17.

Flores, S., Villaseñor, A., Campos, S., Toledo, J., Enkerlin, W., Liedo, P. and Montoya, P. 2012. Sterile Males of Ceratitis capitata, Wied. (Dipt.: Tephritidae) as Vectors of the fungus Beauveria bassiana, Bals, for IPM Strategies. Tephritid Workers of the Western Hemisphere. 8th Meeting Panamá City, Panamá July 30 – August 3, 2012. Proceedings.

Johnson, K. B., Stockwell, V.O., Burgett, D. M., Sugar, D., and J.E. Loper. 1993. Dispersal of Erwinia amylovora and Pseudomonas fluorescens by honeybees from hives to apple and pear blossoms. Phytopathology. 83, 478-484.

Knipling, E.F. 1979. The basic principles of insect population suppression and management. United States Deparment Agriculture, Washington, D.C. pp.315-484.

Kovach, J., Petzoldt, R., and Harman, G. E. 2000. Use of honeybees and bumble bees to disseminate Trichoderma harzianum to strawberries for Botrytis control. Biological Control 18, 235-242.

Maccagnani, B., Mocioni, M., Gullino, M. L., and Ladurner, E. 1999. Application of Trichoderma hartzianum by using Apis mellifera for the control of grey mold of strawberry: First results. International Organization of Biological Control Bulletin 22, 161-164.

Maniania, N.K., 2002. A low-cost contamination device for infecting adult tsetse, Glossina spp., with the entomopathogenic fungus Metarhizium anisopliae in the field. Biocontrol Sci. Technol. 12: 59–66.

Maniania N. K. y S. Ekesi. 2012. The use of entomopathogenic fungi in the control of tsetse flies. Journal of Invertebrate Pathology, -- --

65

Meikle, W G; Mercadier, G; Holst, N; Nansen, C; Girod, V. (2007) Duration and spread of an entomopathogenic fungus, Beauveria bassiana (Deuteromycota: Hyphomycetes), used to treat varroa mites, Varroa destructor (Acari: Varroidae), in honey bee hives (Hymenoptera: Apidae). Journal of Economic entomology 100: 1- 10.

Kaneshiro, K. Y. 1993. Introduction, Colonization, and Establishment of Exotic Insect Populations: Fruit Flies in Hawaii and California. American Entomologist.

Midgarden, D. and E. Lira. 2008. Ecological relationship of medfly and coffee in Guatemala and Mexico. p. 241-247. In Sugayama, R., Zucchi R., Ovruski S.M. and J.

Migiro, L. N., N. K. Maniania, A. Chabi-Olaye, and J. Vandenberg. 2010. Pathogenicity of entomopathogenic fungi Metarhizium anisopliae and Beauveria bassiana (Hypocreales: Clavicipitaceae) isolates to the adult pea leafminer (Diptera: Agromyzidae) and prospects of an autoinoculation device for infection in the field. Environmental Entomology 39: 468-475.

Suckling, D. M., Tobin, P.C., Mccullough, D. G., and Herms, D. A. 2011. Combining Tactics to Exploit Allee Effects for Eradication of Alien Insect Populations. Journal of Economic Entomology. Vol. 105, no. 1

SAS Institute. 2002. JMP Statistical Discovery Software, Version 5, SAS Institute Inc., Cary, NC. Sivinski (eds), Fruit Flies of Economic Importance: From Basic to Applied Knowledge. Proceedings of the 7th International

Symposium on Fruit Flies of Economic Importance, Press Color, Salvador, Brazil. Muñoz J.A., de la Rosa W. & Toledo J. 2009. Mortalidad en Ceratitis capitata (Wiedemann) (Diptera: Tephritidae) por

diversas cepas de Beauveria bassiana en condiciones de laboratorio. Acta Zoológica Mexicana. 25: 609-624. Novelo-Rincón, L.F., P. Montoya, V. Hernández-Ortiz, P. Liedo and J. Toledo. 2009. Mating Performance of Sterile Mexican

Fruit Fly Anastrepha ludens (Diptera: Tephritidae) Males Treated with Beauveria bassiana (Bals.) Vuill. Journal of Applied Entomology, 133: 702-710.

Peng, G., Sutton, J. C., and Kevan, P. G. 1992. Effectiveness of honeybees for applying the biocontrol agent Gliocladium rosea to strawberry flowers to suppress Botrytis cinerea. Canadian Journal of Plant Pathology 14: 117-129.

Shaw, K. E., G. Davidson, S. J. Clark, B. V. Ball, J. K. Pell, D. Chandler and K. D. Sunderland. 2002. Laboratory bioassays to assess the pathogenicity of mitosporic fungi to Varroa destructor (Acari: Mesostigmata), an ectoparasitic mite of the honeybee, Apis mellifera.

Steenberg, T., P. Kryger and N. Holst. 2010. A scientific note on the fungus Beauveria bassiana infecting Varroa destructor in worker brood cells in honey bee hives. Apidologie. 41: 127–128.

Tassan, R.L.T., Plamer, K.S., Hagen, K.S., Cheng, A., Feliciano, G. and Lough, T.L.B. 1982. Mediterranean fruit fly life cycle estimation for the California eradication program. In: R. Cavalloro (ed.) Fruit flies of economic importance. Proceedings of the CEC/IOBC International Symposium, Athens, 1982. Balkema, Rotterdam.

Vega, F.E., P.E. Down, R. Bartelt. 1995. Dissemination of Microbial Agents Using an Autoinoculating Device and Several Insect Species as Vectors. Biological Control 5: 545-552.

Vega, F.E., P. E. Dowd, L. A. Lacey, J. K. Pell, D. M. Jackson, and M. G. Klein. 2000. Dissemination of beneficial microbial agents by insects. In: Lacey L.A., Kaya, H.K. (Eds) Field manual of techniques in invertebrate pathology. Kluwer, London. pp:153-177.

Vickers, R.A., Furlong, M.J., White, A. Pell, J.K. 2004. Initiation of fungal epizootics in diamondback moth populations within a large field cage: proof of concepts for autodissemination . Entomol. Exp. Appl. 111: 7-17.

Yu, H., and Sutton, J. C. 1997. Effectiveness of bumblebees and honeybees for delivering inoculum of Gliocladium roseum to raspberry flowers to control Botrytis cinerea. Biological Control 10: 113-122.

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Efectividad de Proteínas con Hidrólisis Acida e Hidrólisis Enzimática como Atrayentes de Anastrepha spp.

Salvador Flores, Sergio Campos, Emigdio Espinosa, y Willy Mack Wilson

Programa Moscafrut SAGARPA-IICA, Metapa de Domínguez, Chiapas, México

Introducción El complejo moscas de la fruta es considerado como una de la principales plagas de frutales en el ámbito mundial por el daño directo al fruto y por las limitaciones que ejerce para su comercialización (Aluja 1994). En México las especies de importancia económica son Anastrepha ludens (Loew), A. obliqua (Macquart), A. serpentina (Wiedeman), A. striata (Schiner), las cuales se encuentran distribuidas por todo el territorio nacional y causan daños a Mango (Mangifera indica L.), Chicozapote (Manikara zapota L), guayaba (Psidium guajava L) y durazno (Prunus persica N.) (Hernández-Ortíz y Aluja 1993). Por esta razón se hace necesario implementar medidas de control y manejo de estas plagas para poder garantizar la producción de fruta sana. Estas acciones se deben intensificar una vez que el trampeo indica la presencia y abundancia de la plaga poniendo en riesgo a los frutales en producción (Aluja et al., 1996).

Para llevar a cabo la detección y monitoreo de las poblaciones de adultos moscas de la fruta regularmente se usan trampas Multilure cebadas con atrayentes líquidos de tipo alimenticio (235 cc de agua, 10 cc de proteína hidrolizada y 5 g de bórax, Gutiérrez et al. 1992). El uso del trampeo ha permitido establecer las fluctuaciones poblacionales de las moscas de la fruta en distintas regiones del mundo (Hernández-Ortíz et al., 2004) y ha sido la base para toma de decisiones en las estrategias para el manejo de los programas nacionales contra moscas de la fruta (SAGARPA, 1999). Entre las estrategias que actualmente se recomiendan para detectar a las moscas de la fruta está el uso de proteínas hidrolizadas comerciales como atrayentes, por mencionar algunas Stanley SIB-7, Bayer, Nu-Lure, Captor 300) y Levaduras (Levadura Torula) las cuales se han usado exitosamente (IAEA 2003). Sin embargo, continuamente se busca mejorar estos sistemas de detección, realizando cambios en los dispositivos empleados o bien empleando atrayentes más potentes o de mayor durabilidad en campo (Aluja y Piñero 2004).

Recientemente en España se ha desarrollado una proteína denominado CeraTrap® cuyo proceso enzimático durante la hidrolisis aparentemente le confiere características que le dan ventaja sobre las proteínas preparadas por procesos de hidrólisis ácida. La proteína Ceratrap ha sido evaluada con C. capitata y otras especies como Bactrocera dorsalis, B. zonata, Rhagoletis cerasi y Anastrepha spp. (Selmani et al. 2011). Aunque este producto está siendo utilizado como atrayente en dispositivos matadores o en trampeo masivo para el control de moscas de la fruta, las mismas características son empeladas en los sistemas de detección de la plaga. El objetivo de este trabajo fue comparar dos atrayentes comerciales para poder determinar la concentración óptima para el trampeo y detección de moscas de la fruta del género Anastrepha spp.

Materiales y Métodos Área de estudio. El estudio se realizó en el huerto “Santa Ene” ubicado en Mazatán Chiapas con una superficie de 80 ha, con siembra de Mango Cv “Ataulfo” en marco real con 15 de distancia entre arboles de aproximadamente 20 años de edad. Localizado en las coordenadas Lat 14° 82.174° y Long 92° 40.806° a 45 msnm. La región se caracteriza por presentar clima tropical húmedo. El estudio coincidió con la época de mayor abundancia de población nativa de moscas de la fruta.

67

Material biológico. Las pupas de A .ludens y A. obliqua estériles fueron obtenidas de la Planta Moscafrut ubicada en Metapa de Domínguez Chiapas, y fueron empacadas en bolsas de papel Kraft No. 20 (Bolsas y Papeles Morysan S. A. de C. V. México, D.F), con una tira de papel como reposador y un trozo de papel de estraza con alimento Mubarqui, mantenidas a 25 ± 1°C y 60% H.R. La liberación se realizó semanalmente al quinto día de emergencia; las trampas se revisaron con la misma periodicidad registrando el número, sexo y especie capturada por tratamiento. El recebado de las trampas se realizó cada 15 días. Concentración de proteína. Las concentraciones evaluadas fueron 4%, 30 %, 60 % y 100% del formulado comercial de la proteína Ceratrap® (BioIberica) y la proteína Captor 300 (PAUSA), diluidas en una solución de 20% de propilenglicol en agua y colocadas en trampas Multilure® (BetterWorld). Distribución de trampas. Los tratamientos se distribuyeron en el huerto de Mango en 24 has de manera pareada en un diseño de bloques al azar en parcelas experimentales de 2 Ha, con cuatro repeticiones para cada tratamiento, con 100 m de separación entre los pares de trampas.

Cuadro 1. Distribución de tratamientos en las parcelas de trabajo

Ceratrap 4% Captor 4%

Ceratrap 30% Captor 30%

Ceratrap 60% Captor 60%

Ceratrap 100% Captor 100%

Ceratrap 100% Captor 100%

Ceratrap 60% Captor 60%

Ceratrap 30% Captor 30%

Ceratrap 4% Captor 4%

Ceratrap 30% Captor 30%

Ceratrap 4% Captor 4%

Ceratrap 100% Captor 100%

Ceratrap 60% Captor 60%

Ceratrap 60% Captor 60%

Ceratrap 100% Captor 100%

Ceratrap 4% Captor 4%

Ceratrap 30% Captor 30%

Análisis de Datos. Se realizó un análisis de varianza bifactorial para determinar diferencia entre tratamientos (diferentes proteínas y concentraciones), y se aplicó la prueba de Tukey para separar medias. Los análisis se realizaron empleando el paquete estadístico JMP (SAS Institute 2002).

Resultados y Discusión Después de trece repeticiones, el mayor número de adultos de A. ludens estériles capturados se presentó con la proteína Ceratrap en las concentraciones de 30% y 100%, caso contrario a la proteína Captor donde el mayor promedio de captura fue a la concentración de 4%. El resultado del análisis factorial muestra que si existe interacción entre las proteínas y la concentración (F=4.90; gl = 3,396; P = 0.002), y que si hay diferencia significativa entre los tratamientos tal y como se muestra en la Figura 1.

68

Figura 1. Captura de A. ludens estéril utilizando diferentes concentraciones de la Proteína Ceratrap® y Captor 300®. Las barras seguidas por la misma letra no presentan diferencia significativa (Prueba de Tukey, P>0.05).

En la Figura 2 se muestra que la mayor captura de moscas se presentó con las proteínas Ceratrap al 60% y Captor al 4%, pero los datos presentaron mucha variabilidad en los valores por lo que no se encontraron diferencias significativas entre tratamientos (F=0.41; gl = 3,396; P = 0.742).

En la Figura 3 se muestran los datos con A. obliqua, donde concentraciones de 30% y 100% con la proteína Ceratrap obtuvieron las mejores capturas. Con la proteína Captor al 4% se observó lo mismo que con A. ludens, con buenos resultados a las concentraciones de 30 y 100 (F=4.18; gl 3,396; P 0.006). En la Figura. 4 se muestra que la mayor captura de moscas silvestres de A. obliqua se obtuvo con Ceratrap al 60% y con la proteína Captor al 4%. Nuevamente se observó mucha variabilidad en los valores por lo que no se presentaron diferencias significativas entre los tratamientos (F=1.01; gl 3,396; P 0.385).

El Cuadro 1 contiene los porcentajes de recaptura de hembras de A. ludens y A. obliqua con los diferentes tratamientos, observándose que los mejores resultados se obtuvieron con Ceratrap con las concentraciones de 30% y 60% (A. obliqua), y la concentración del 100% con A. ludens

A. ludens estéril

ab

b

bb

ab

a

ab

a

0

2

4

6

8

10

12

14

16

4% 30% 60% 100%

Concentración

Mo

scas

/ tr

amp

a /

sem

ana

Captor

Ceratrap

69

Figura. 2 Captura de A. ludens fértil utilizando diferentes concentraciones de las proteínas Ceratrap® y Captor 300®. Las barras seguidas por la misma letra no presentan diferencia significativa (Prueba de Tukey, P>0.05).

Figura 3. Captura de A. obliqua estéril utilizando diferentes concentraciones de las proteínas Ceratrap® y Captor 300®. Las barras seguidas por la misma letra no presentan diferencia significativa (Prueba de Tukey, P>0.05).

A. ludens fértil

a

a

a

a

a

a

aa

0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

0,8

0,9

4% 30% 60% 100%

Concentración

Mo

scas

/ t

ram

pa

/ se

man

a

Captor

Ceratrap

A. Obliqua estéril

ab

ab bab

ab

a

ab

a

0

5

10

15

20

25

4% 30% 60% 100%

Concentración

Mo

scas

/ tr

amp

a /

sem

ana

Captor

Ceratrap

70

Figura 4. Captura de A. obliqua fértil utilizando diferentes concentraciones de las proteínas Ceratrap® y Captor 300®. Las barras seguidas por la misma letra no presentan diferencia significativa (Prueba de Tukey, P>0.05).

Cuadro 1. Porcentaje de captura de hembras de A. ludens y A. obliqua con diferentes concentraciones evaluadas de proteína Captor y Ceratrap.

Especie Cepa Proteína Concentración 4% 30% 60% 100%

A. ludens Estéril Captor 43.42 50.95 50.62 46.71

Ceratrap 43.00 49.26 53.69 53.3

Fértil Captor 65.51 52.95 53.85 53.34 Ceratrap 51.72 45.84 60.98 74.36

A. obliqua Estéril Captor 58.04 61.00 68.41 68.41 Ceratrap 61.12 64.23 63.33 65.44

Fértil Captor 75.00 64.87 65.12 65.51 Ceratrap 55.27 76.67 65.68 65.68

Las proteínas hidrolizadas son atrayentes alimenticios líquidos obtenidos por hidrólisis acida, que se utilizan conjuntamente con insecticidas para mejorar su eficacia, los atrayentes alimenticios pueden ser sólidos ó líquidos y sirven para atraer las moscas hacia las trampas o estaciones cebo. El objetivo del monitoreo es detectar la plaga oportunamente para decidir las actividades que se vayan a realizar (Toledo et al, 2005).

En el Programa Mosca de la fruta en México se especifica que para el monitoreo de los adultos de la mosca de la fruta del género Anastrepha se pueden utilizar trampas Multilure plásticas con cebo alimenticio o atrayente para atrapadas las moscas. (SENASICA, 2006). Los resultados obtenidos en este trabajo son similares a algunos reportes de otros investigadores que han llevado a cabo trabajos con ambas proteínas. En el caso de la proteína Captor 300® se obtuvieron porcentajes bajos de recaptura de

A. Obliqua fértil

a

aa

a

a

a

a

a

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

1,4

1,6

4% 30% 60% 100%

Concentración

Mo

scas

/ t

ram

pa

/ se

man

a

Captor

Ceratrap

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A. ludens y A. obliqua estériles en tres de las cuatro concentraciones evaluadas con ambas especies de moscas, lo cual es congruente por lo reportado por Toledo et al. (20005).

Los datos obtenidos con la Proteína Ceratrap® con ambas especies de moscas A. ludens y A. obliqua estériles y fértiles, pueden deberse a que es un producto que libera primordialmente aminas heterocíclicas (piperazindionas) y ácidos orgánicos de alto poder de atracción para las moscas de las frutas, especialmente para hembras jóvenes lo cual concuerda con el estudio realizado por De los Santos et al. (2012) donde se comparó la eficiencia de la estación Cebo MS-2 cebada con Ceratrap , la trampa MS-2 cebada con Spinosad, y el control usando Malathión, proteína hidrolizada y agua. Un resultado similar fue obtenido por De los Santos et al. (2009) quienes lograron una mayor captura de hembras (59%) en estado fisiológico inmaduro contra el (41%) de machos capturados.

En otro estudio El Gendy (2012) evaluó la atracción de tres proteínas a tres concentraciones diferentes de Buminal (2, 4, 8%), Bio Nal (5, 10, 20%) y Cera trap (5, 10, 20 %) contra C. capitata y B. zonata. Los resultados encontrados indican que para la atracción de C. capitata la mejor proteína fue Buminal (2%) seguida por Ceratrap (10%) y Bio Nal (5%), y en el caso de B. zonata fue Ceratrap (10%) seguida de la proteína Buminal (2%) y Bio Nal (5%), siendo con Ceratrap en ambas especies donde se obtuvo mayor la captura de hembras que machos.

Llorens et al. (2008) demostraron la eficacia de la proteína Ceratrap en varios ensayos en huertas de Mandarinas en España contra la mosca del mediterráneo C. capitata, comparada contra el trampeo masivo y control químico evaluando mediante capturas y daño al fruto. Ceratrap obtuvo capturas similares de moscas a las obtenidas con las alternativas convencionales y se observó menor porcentaje de picaduras en frutos que en las medidas de control convencionales. Los resultados obtenidos indican que es una opción viable de control de C. capitata. Cerdá (2012) reportó los avances del ensayo con las trampas y atrayente Ceratrap en Panamá en cítricos y Mango contra Anastrepha ludens y A. obliqua donde utilizan cuatro tratamientos (trampa Ceratrap con atrayente, Trampas Multilure con 2 atrayentes AA+Pt, Trampa tipo botella proteína Ceratrap, y Trampas Multilure + Levadura de Torula); los resultados mostraron que la mayor captura se presentó en las trampas tipo botellas cebadas con proteína Ceratrap. En el caso del ensayo en Mango la mayor captura se registró con la trampa Multilure cebada con AA+Pt, seguida de la trampa Ceratrap con atrayente.

Nuestros resultados muestran que el atrayente Ceratrap en concentraciones del 30 y 60 % puede ser un alternativa eficiente utilizando trampas Multilure para monitorear las poblaciones de moscas del género Anastrepha. Agradecimientos Se agradece la asistencia técnica de Orlando Rivera, Carmen García e Ing. Eric Villalobos en la determinación de marcaje en laboratorio de las moscas recapturadas. Referencias Aluja, M. 1994. Bionomics and management of Anastrepha. Annual Review of Entomology 39: 155-178. Aluja, M., H. Celedonio-Hurtado, P. Liedo, M. Cabrera, F. Castillo, J. Guillén and E. Rios. 1996. Seasonal populations

fluctuations and ecological implications for Management of Anastrepha fruit flies (Diptera: Tephritidae) in commercial mango orchards in Southern of México. Journal of Economic Entomology 89: 654-667.

Aluja, M. and J. Piñero. 2004. Testing human urine as a low-tech bait for Anastrepha spp. (Diptera: Tephritidae) in small guava, mango, sapodilla and grapefruit orchards. Florida Entomologist 87:41-50.

[APHIS] Animal and Plant Health Inspection Service. 1994. Plant protection and quarantine treatment manual. United States Department of Agriculture. (APHIS-PPQ) Section IV. TI02 (c). Mango.

72

Cerdá J. M. 2012. Experiencias de trampeo masivo con ceratrap® en México, Centroamérica y el Caribe. Presentación en el Congreso Mundial de moscas de la fruta del hemisferio occidental Panamá. 8

th Meeting of Tephritid Workers of the

Western Hemisphere, Panamá City. July 30 to August 3 of 2012. De los Santos, M., R. Hernández, J.M. Cerda, F. Nieves, J. A. Torres, A. Bello, D. Franco Leal. 2011. Un alternativa respetuosa

con el medio ambiente (MS2®-CeraTrap®) para el control de las moscas de la fruta en México. Journal of Food, Agriculture & Environment 9: 926-927.

De los Santos, M., R. Bello, R., A. and Hernández, P., R. 2012. Efectividad de la estación cebo MS2® y atrayente alimentcio Ceratrap® como alternativa en la captura de moscas de la fruta en Veracruz, México. Interciencia 37(4):279-283.

Díaz-Fleischer, F., J. Arredondo, S. Flores, P. Montoya and M. Aluja. 2009. There is no magic fruit fly trap: multiple biological factors influence the response of adult Anastrepha ludens and Anastrepha obliqua (Diptera: Tephritidae) individuals to MultiLure traps baited with BioLure or NuLure. Journal of Economic Entomology 102: 86-94.

El Gendy, R., I. 2012. Evaluating attractancy of some protein derivates for the Mediterranean fruit fly, Ceratitis capitata (Wiedemann) and the Peach fruit fly Bactrocera zonata (Saunders). Int. J. Agric. Res. 7(4):185-194.

Gutiérrez, S., J., J. Reyes F., A. Villaseñor C., W. Enkerlin H. y A. Pérez R. 1992. Manual para el control integrado de moscas de la fruta (Manual para el productor). Dirección General de Sanidad Vegetal, Secretaría de Agricultura y Recursos Hidráulicos México 34pp.

Hernández-Ortiz, V. & M. Aluja. 1993. Listado de especies del genero neotropical Anastrepha (Diptera: Tephritidae) con notas sobre su distribución y plantas hospederas. Folia Entomológica Mexicana 88: 89-105.

Hérnandez-Ortíz, V., I. Morales y C. Vergara. 2004. Detección de Rhagoletis pomonella (Diptera: Tephritidae) durante la fructificación de Crategus mexicana (Rosaceae) en Puebla, México. Acta Zoológica Mexicana 20:119-120.

IAEA (International Atomic Energy Agency). 2003. Trapping guidelines for area-wide fruit fly programes. Viena Austria. 47 p. Toledo, J. Paxtian, A. Oropeza, S. Flores y P. Liedo. 2005. Evaluación de trampas y proteínas hidrolizadas para monitorear

adultos de moscas de la fruta del género Anastrepha (Diptera: Tephritidae). Folia Entomológica Mexicana 44: 7-18. Llorens, J. M., Matamoros, E., Lucas, A., Marín, C. and Sierras, N. 2008. Integrated control of the Mediterranean fruit fly

Ceratitis capitata (Wied) by mass trapping with an enzymatic hydrolyzed protein. Control in Citrus crops. IOBC/wprs Bulletin Vol. 38:150-156.

Secretaría de Agricultura, Ganadería y Desarrollo Rural (SAGARPA) 1999. Norma Oficial Mexicana NOM-023-FITO-1995, por la que se establece la Campaña Nacional contra moscas de la fruta. Diario Oficial de la Federación, 11 de Febrero de 1999.

Selmani, E.A., M. Miloudi, C. Marín and N. Sierras. 2011. Cera Trap, un sistema de captura masiva para el control de Ceratitis capitata en cítricos. IOBC Working Group on Integrated protection Citrus fruit crops. http://www.plantstress.net/posters/ceratrap/doc (consultado febrero 15, 2012)

SENASICA 2006. Guia del productor. Manual para el control integrado de Moscas de la fruta. Programa Nacional de Moscas de la fruta. México 53 pp.