revista latinoamericana el ambiente y las ciencias 6(13...

Revista Latinoamericana el Ambiente y las Ciencias 6(13):72-88 2015

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1Determinación de la actividad de oxidasas producidas por Oxyporus latemarginatus

crecido en fermentación sumergida en presencia y ausencia del colorante amarillo

azo.

Determination of oxidases activity produced by Oxyporus latemarginatus grown in

submerged fermentation in the presence and the absence of the yellow azo dye.

1Iván González Caloch, 2Soley Berenice Nava Galicia, 3Rubén Díaz Godínez, 2Veronica

Garrido Bazán, 1Saúl Tlecuitl Beristain, 2Martha Dolores Bibbins Martínez.

1Ingeniería en Biotecnología-UPTlax, Av Universidad Politécnica No. 1, C.P. 90180, Tlaxcala,

México, Tel. (246) 465 1300.

2Centro de Investigación en Biotecnología Aplicada (CIBA-IPN), Carretera Estatal Tecuexcomac-

Tepetitla km 1.5, C.P. 90700, Tlaxcala, México, Tel (248) 487 0765.

3Centro de Investigación en Ciencias Biológicas (CICB-UATx), Carretera San Martin Texmelucan

km 10.5, C.P. 90120, Tlaxcala, México, Tel (248)481 5482.

RESUMEN. En esta investigación se realizaron fermentaciones líquidas en medio basal y

en presencia del colorante amarillo azo a 500 ppm con el hongo basidiomiceto Oxyporus

latemarginatus. En relación a la cinética de crecimiento, se observó que hay una

disminución en la producción de biomasa máxima (Xmáx) y un aumento en la velocidad

específica de crecimiento () en la fermentación en presencia del colorante, obteniéndose

valores de Xmáx de 2.71 gL-1 y 3.74 gL-1, así como s de 0.019 h-1 y 0.016 h-1 para la

fermentación con y sin colorante, respectivamente. El análisis que se realizó para la

actividad enzimática indicó que cuatro de las cinco enzimas estudiadas (lacasa (Lac),

lignino peroxidasa (LiP), manganeso peroxidasa (MnP) y versátil peroxidasa (VP))

presentaron actividades máximas mayores en la fermentación en presencia del colorante y

sólo la enzima DyP mostró un valor de actividad máxima mayor en la fermentación basal.

Por lo que la actividad enzimática de las cinco oxidasas demuestra que O. latemarginatus

en presencia del colorante amarillo azo induce la producción de enzimas ligninolíticas.

Recibido: Abril, 2015.

Aprobado: Junio, 2015


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ABSTRACT. In this research were performed submerged fermentations of the

basidiomycete fungus Oxyporus latemarginatus grown in basal medium and in the presence

of 500 ppm of the yellow azo textile dye. The growth kinetic shown that there is a decrease

in the maximum biomass production (Xmax) and an increase in the specific growth rate ()

in the fermentation in the presence of the dye, obtaining values of Xmax of 2.71 gL-1 and

3.74 gL-1, as well as s of 0.019 h-1 and h-1 0.016 for fermentation with and without dye

respectively. Analysis carried out for the enzyme activity indicated that four of the five

studied enzymes (laccase (Lac), lignin peroxidase (LiP), manganese peroxidase (MnP) and

versatile (VP) peroxidase,) showed maximum activities higher in the fermentation in the

presence of the dye and just the DyP enzyme showed a value of maximum activity in the

basal fermentation. These results indicate that the yellow azo-dye acts as inducer of the

enzyme activity of the ligninolytic enzymes produced by O. latemarginatus.

Palabras clave: Biorremediación, oxidasas, Oxyporus latemarginatus

Key words: Bioremediation, oxidases, Oxyporus latemarginatus

INTRODUCCIÓN

Más de diez mil diferentes tipos de pigmentos y colorantes sintéticos son usados en

diferentes industrias como la textil, papelera, cosmética y farmacéutica, entre otras

(Anjaneyulu y col., 2005). Los colorantes que están presentes en las aguas residuales

constituyen un problema ambiental y está bien establecido que la contaminación reduce la

calidad de vida en diversos aspectos, afecta a la salud y la duración de la misma, por lo

tanto, la biorremediación de contaminantes para la reducción de sus efectos tóxicos es de

primordial importancia (Phugare y col., 2011). La ventaja que se tiene al trabajar con este

tipo de tecnologías es que, además de la decoloración que se lleva a cabo, se puede alcanzar

la completa mineralización del colorante, gracias a la existencia de un gran número de

microorganismos que tienen la capacidad de suprimir el color que está presente en las aguas

residuales y todo esto se puede llevar a cabo mediante mecanismos de biodegradación

aeróbica o anaeróbica, biosorción y producción de enzimas capaces de catalizar la

decoloración, oxidación y la mineralización de los colorantes presentes en el agua del


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efluente. Por lo que se dice que la degradación de los efluentes textiles utilizando

microorganismos ha sido ampliamente estudiado (Tamboli y col., 2010).

Así mismo, investigaciones de degradación de estos contaminantes utilizando las enzimas

oxidasas del sistema ligninolítico de los hongos de pudrición blanca se han llevado a cabo y

hoy en día se emplean para el desarrollo de técnicas de biorremediación de compuestos

xenobióticos y recalcitrantes debido a que este sistema enzimático es de carácter no

especifico, es decir, tiene la capacidad de catalizar la oxidación o hidrolizar a éstos y otros

tipos de compuestos orgánicos. Una ventaja del enfoque enzimático es que estas moléculas

pueden reaccionar con una amplia gama de compuestos aromáticos en condiciones diluidas.

A veces, la velocidad de decoloración y eliminación es bastante rápido y son menos

sensibles a las perturbaciones operacionales en comparación con la flora microbiana (Khan

y col., 2007).

Oxyporus latemarginatus es un hongo perteneciente a los basidiomicetos que ha sido poco

estudiado en su producción de enzimas ligninolíticas las cuales pueden ser aplicadas para el

desarrollo de nuevos métodos de biorremediación. Por lo que en el presente trabajo se

estudió la producción de cinco oxidasas de O. latemarginatus crecido en fermentación

líquida en presencia y ausencia del colorante amarillo azo.

METODOLOGÍA

Condiciones de cultivo de Oxyporus latemarginatus

La composición del medio de la fermentación sumergida con y sin colorante se preparó tal

y como se muestra a continuación (Tabla 1), ajustando el pH inicial a 6.5 con NaOH.

Tabla 1. Composición del medio de cultivo (Téllez-Téllez y col., 2008).

Componente Concentración en gL-1

Extracto de levadura 5


75

Glucosa 10

K2HPO4 0.4

ZnSO4 7H2O 0.001

KH2PO4 0.6

FeSO4 7H2O 0.05

MnSO4 H2O 0.05

MgSO4 7H2O 0.5

CuSO4 5H2O* 0.25

Las fermentaciones se llevaron a cabo en matraces Erlenmeyer de 125 mL, a cada matraz se

le agregó 50 mL de medio y fueron incubados en agitación orbital a 120 rpm a temperatura

de 30 °C.

La diferencia para ambas fermentaciones en cuanto a composición fue que a los matraces

Erlenmeyer de la fermentación en presencia del colorante amarillo azo se les adicionó una

concentración de 500 ppm (p/v) en un volumen final de 51 mL.

Extracto enzimático

Se obtuvo el extracto enzimático a partir de las 48 h y posteriormente cada 24 h hasta

terminar a las 504 h. El medio se filtró en papel Whatman No.1 con un equipo de filtración

al vacío. Las muestras obtenidas fueron conservadas en tubos eppendorf en congelación a -

20 °C.

Biomasa

La biomasa se separó del extracto enzimático por filtración al vacío, posteriormente se secó

en horno a 60°C por 24 h, por lo tanto, el peso seco de la biomasa se reportó como gramos

de biomasa seca (X) por litro de medio (g/L) (Díaz-Godínez y col., 2001).

Parámetros cinéticos de crecimiento del hongo


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Se consideró que la evolución de la biomasa X=X(t) por la ecuación logística (Ec. 1) por la

minimización del error cuadrático y esto con ayuda de la herramienta Solver de la hoja

electrónica de Excel (Microsoft) (Díaz-Godínez y col.,2001; Viniegra-González y col.,

2003)

(Ec. 1) 𝑑𝑋

𝑑𝑡= 𝜇 (1 −

𝑋

𝑋𝑚𝑎𝑥) 𝑋

La solución de la ecuación logística es:

(Ec. 2) 𝑋 =𝑋𝑚𝑎𝑥

(1+𝐶 𝑒𝑥𝑝−𝜇𝑡)

Donde, μ = velocidad específica de crecimiento, Xmax = valor de biomasa máxima o de

equilibrio, C = (Xmax-X0/X0), cuando X=X0 es el valor inicial de la biomasa.

Determinación de la concentración de proteína soluble extracelular

Se utilizó albúmina sérica bovina como proteína estándar. La concentración de proteína

soluble se determinó en el extracto enzimático libre de células por el método de Bradford

(Bradford, 1976). A 100 µL de extracto enzimático se le adicionaron 200 µL del reactivo

de Bradford Biorad, el volumen final de la reacción fue de 300 µL. La absorbancia se leyó

a 595 nm en un espectrofotómetro GENEYSIS UV-Vis.

Determinación del contenido de azúcares

Se empleó como referencia la técnica de DNS (Miller , 1959). A 25 µL de extracto

enzimático se le adicionó 975 µL de agua desionizada y 2 mL de DNS. De esta manera, el

volumen final de la reacción fue de 3 mL y posteriormente las muestras se pusieron a baño

maría durante 5 minutos y la reacción se detuvo sumergiendo los tubos en agua fría. Se

leyó la absorbancia a 575 nm.

Determinación del pH

El pH se determinó por potenciometría en cada uno de los extractos crudos enzimáticos de

ambas fermentaciones iniciando el monitoreo en el tiempo 0 horas y posteriormente a las

hora 48 h, continuando cada 24 h hasta llegar a las 504 h.


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Actividad enzimática extracelular de lacasa

Se determinó utilizando el extracto enzimático empleando 2,6-dimetoxifenol (DMP) como

sustrato. Se modificó la técnica de Díaz-Godínez (2009) para llevar a cabo la mezcla de

reacción, la cual se preparó con 950 µl de DMP 2mM y 50 μL de extracto enzimático en

buffer de fosfatos 0.1 M a pH 6.5. Después de 1 min de incubación a 40 ºC, se midió la

absorbancia a una longitud de onda de 568 nm, (ε568 10000 mol-1 cm-1). Se considera que el

grupo fenol es oxidado por la lacasa y de este modo se forma una semiquinona que provoca

la coloración, también los dos grupos metoxi pueden ser oxidados, lo cual permite que se

lleve a cabo la polimerización. Una unidad de actividad de lacasa (U), es la cantidad de

enzima que provoca un incremento de una unidad de absorbancia por minuto (Téllez–

Téllez y col., 2008).

Actividad enzimática extracelular de lignino peroxidasa

Se evaluó modificando la técnica de Ten Have y col., (1998). La reacción se llevó mediante

la oxidación de alcohol veratrílico a veratrildehído. Se empleó como sustrato alcohol

veratrílico al 2 mM en buffer de tartrato de sodio 0.1 M a pH 3. Se colocaron 950 µL de

sustrato y 20 µL de extracto enzimático, esta mezcla se utilizó como blanco. Después, se

agregaron 30 µL de H2O2 0.5 mM y toda la mezcla de reacción se incubó por 1 minuto a 35

°C. Se leyó a una longitud de onda de 310 nm (ε568 9300 mol-1 cm-1), se considera que una

unidad de actividad de versátil peroxidasa es la cantidad de enzima que oxida 1µmol de

alcohol veratrílico a veratrildehído por minuto bajo las condiciones mencionadas de

reacción.

Actividad enzimática extracelular de manganeso peroxidasa

Se empleó sulfato manganoso como sustrato a 0.5 mM en buffer de malonato de sodio 50

mM a pH 4.5. Se utilizó 950 µL de sustrato y se añadieron 20 µL de extracto enzimático,

de esta manera se midió el blanco a una longitud de onda de 270 nm (ε568 11590 mol-1

cm-1). Posteriormente se adicionaron 30 µL de H2O2 0.05 mM y se incubó a 30 °C por un

minuto (Giardina y col., 2000). Se leyó la muestra de reacción a la misma longitud de onda

que la muestra blanco.

Actividad enzimática extracelular de versátil peroxidasa

Se midió mediante la oxidación directa de Mn+2 a través de la formación del complejo

tartrato (Pérez-Boada y col., 2005). Se utilizó sulfato de manganeso 0.1 mM como sustrato


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en buffer de tartrato de sodio 0.1 M pH 5 (950 µL) en presencia de H2O2 a 0.1 mM (30 µL)

y extracto enzimático (20 µL). Se utilizó como blanco la mezcla del sustrato y extracto

enzimático, posteriormente se adicionó el H2O2 y se incubo toda la mezcla por 1 min a 24

°C. Se leyó a una longitud de onda de 238 nm (ε238 6500 mol-1 cm-1).

Actividad enzimática extracelular de Dye peroxidasa

Para llevar a cabo la actividad enzimática se utilizó y modificó la técnica de Salvachúa y

col., (2013). Se empleó como sustrato oxidativo ABTS al 2.5 mM y H2O2 como activador

de la reacción al 0.1 mM en buffer de tartrato de sodio 0.1 M a pH 3. Para llevar a cabo la

actividad se colocó 980 µL de sustrato y 20 µL extracto enzimático. Se utilizó como blanco

toda la mezcla de reacción misma que posteriormente fue incubada por 1 min a 45 °C, la

longitud de onda se midió a 436 nm (ε436 29300 mol-1 cm-1).

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Cinéticas de crecimiento de Oxyporus latemarginatus

En la Figura 1 se muestra la cinética de crecimiento de O. latemarginatus en fermentación

basal y en presencia del colorante amarillo azo. Se observó que en la fermentación basal la

fase de adaptación duró aproximadamente 144 h, posteriormente a este tiempo inició la fase

exponencial de crecimiento que terminó aproximadamente a las 336 h, comenzando la fase

de estacionaria. La Xmáx obtenida fue de 4.2 g/L a las 384 h y la μ fue de 0.016 h-1.

En la fermentación con colorante de observó que el hongo tardó aproximadamente 72 h en

la fase de adaptación y luego comenzó la fase exponencial, misma que terminó

aproximadamente a las 312 h y posteriormente se observó la fase estacionaria. Se puede

apreciar que en el tiempo 264 h hubo una disminución en el crecimiento, este fenómeno

pudiese explicarse como el resultado de la actividad proteolítica, sin embargo, esta

hipótesis tendría que ser comprobada. En esta fermentación la Xmáx obtenida fue de 3.07

g/L a las 312 h y la μ fue de 0.019 h-1.

Los datos obtenidos en esta investigación se puede comparar con los resultados

conseguidos por Téllez-Téllez (2011) quién observó el mismo comportamiento cinético y


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de producción de biomasa llevada a cabo por el hongo Pleurotus ostreatus utilizando el

mismo medio de cultivo para la fermentación basal, a excepción de que la temperatura de

incubación para el desarrollo de dicho microorganismo fue de 25 °C.

Figura 1. Cinética de crecimiento de Oxyporus latemarginatus desarrollado en fermentación basal

(♦) y en presencia de AYG (▲) a pH 6.5 inicial.

Concentración de proteína soluble

En la Figura 2 se muestra la concentración de proteína soluble extracelular obtenida en

ambas fermentaciones. Se observó que siguen una tendencia similar, pero en la

fermentación basal hay un mayor contenido de proteína soluble. Para ambas fermentaciones

el punto máximo de concentración se presentó en la fase estacionaria.

En la fermentación basal se notó que desde el inicio de la fermentación la concentración fue

en aumento hasta las 196 h y se muestra un pico máximo de producción de proteína soluble

en la fase estacionaria alcanzando un máximo de 22.72 gL-1 a las 336 h. Luego, la cantidad

de proteína disminuyó a las 408 h, posterior a este tiempo la concentración nuevamente

aumenta, pero no alcanza el pico máximo.

Para la fermentación en presencia de colorante se observó que la proteína soluble a través

de la fermentación se mantuvo constante y se muestra un pico máximo de producción en la

fase estacionaria alcanzando un máximo de 9.36 gL-1 a las 312 h, posterior a este tiempo de


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fermentación, la cantidad de proteína disminuyó hasta las 360 h, pero siguió en aumento

después de este tiempo.

Díaz-Godínez (2011) reportó un comportamiento de grafico similar a este, a diferencia de

que él trabajó con Pleurotus ostreatus, el cual igual ya se sabe que es un hongo de

pudrición blanca tal y como lo es O. latemarginatus, pudiéndose deber a que el patrón del

gráfico pertenece a algunos hongos productores de enzimas ligninolíticas

Figura 2. Proteína soluble extracelular de Oxyporus latemarginatus desarrollado en fermentación

basal (♦) y en presencia de AYG (▲) a pH 6.5 inicial.

Consumo de glucosa durante la fermentación

El consumo de glucosa en ambas fermentaciones se presenta en la Figura 3, se puede

observar que para la fermentación basal la concentración de glucosa disminuyó hasta

aproximadamente a 2 gL-1 a las 408 h, y posteriormente se mantuvo constante. Este tiempo

corresponde con la transición de la fase exponencial a fase estacionaria del crecimiento del

hongo.

En la fermentación con colorante la concentración de glucosa disminuyó a un valor mínimo

de 2 gL-1 aproximadamente a las 384 h. El comportamiento se correlaciona con el

crecimiento del hongo, mostrando retardos en el consumo de azúcares en ciertos puntos y

en el desarrollo del hongo. Después de las 384 h la concentración se mantiene más o menos

constante.


81

Figura 3. Consumo de glucosa de Oxyporus latemarginatus desarrollado en fermentación basal (♦)

y en presencia de AYG (▲) a pH de 6.5 inicial con extracto de levadura.

Perfil de pH

En la Figura 4 se muestra el comparativo de ambas fermentaciones respecto al pH. Se

observó que ambas fermentaciones siguen la misma tendencia manteniendo valores de pH

en un rango de 5 a 6.5, lo cual sugiere que el medio de cultivo fue incapaz de mantener

constante el pH a lo largo de la fermentación.

Figura 4. Comparación del monitoreo de pH de Oxyporus latemarginatus desarrollado en

fermentación basal (♦) y en presencia de AYG (▲) a pH 6.5 inicial.

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

0 100 200 300 400 500

Co

nce

ntr

ació

n d

e G

luco

sa (

g/L)

Tiempo de fermentación (h)


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Actividad enzimática de lacasa

La actividad de Lac en ambas fermentaciones evaluadas se muestra en la Figura 5. De

acuerdo a los resultados obtenidos se muestra que en la fermentación en presencia de

amarillo azo a las 48 h, presenta un valor de actividad de 59.33 UI/L, es decir, casi tres

veces la actividad enzimática máxima que se presenta en la fermentación basal (20 UI/L).

Inclusive, la actividad mínima que se presenta en la fermentación con colorante (52 UI/L)

es aún más alta en comparación a la actividad determinada en la fermentación basal.

Para el caso de la fermentación basal, se observó que se presentaron incrementos y

descensos de actividad a lo largo de toda la cinética de crecimiento, reportando actividades

bajas. Se observaron dos picos de actividad máxima, uno casi al final de la fermentación

(480 h) con un valor de 18 UI/L, mientas que la mayor actividad se presentó en la fase

estacionaria a las 384 h con 20 UI/L.

En contraste para la fermentación en medio basal, en la del colorante se observa que a las

primeras horas de la fermentación la actividad es alta, pero es en la fase estacionaria donde

se presenta la máxima actividad con un valor de 163.33 UI/L correspondiente a las 336 h.

Figura 5. Actividad de Lac de Oxyporus latemarginatus desarrollado en fermentación basal (♦) y en

presencia de AYG (▲) a pH de 6.5 inicial.

Actividad enzimática de lignino peroxidasa

0

50

100

150

200

0 100 200 300 400 500

Act

ivid

ad e

nzi

mát

ica

(UI/

L)

Tiempo de fermentación (h)


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En la Figura 6 se muestra la actividad de LiP, se aprecia claramente que en la fermentación

con colorante la actividad es mayor, mostrando una actividad máxima de 329.74 UI/L en la

fase estacionaria a diferencia de la basal que mostró un valor máximo de 87.81UI/L en la

misma fase. Del mismo modo, la actividad mínima que se presenta en la fermentación con

colorante es igual mayor que en la basal, mostrando un valor de 50.17 UI/L a diferencia de

14.33 UI/L.

Para la fermentación basal se observó que a las 48 h la actividad empieza de forma

ascendente con 46.59 UI/L, pero después de este tiempo la actividad disminuye y es hasta

la fase estacionaria y al final de la fermentación que se presentan los picos más altos,

siendo a las 504 h donde se lleva a cabo la actividad enzimática más alta. En la otra

fermentación se observó una actividad constante en los primeros tiempos de fermentación,

teniendo un pico máximo de actividad a las 336 h en la fase estacionaria alcanzando un

valor de 329.74 UI/L. Después de este tiempo la actividad de LiP disminuye y al igual que

al inicio, se mantiene constante hasta el término de la fermentación, presentando valores

que van de 114.69 UI/L a 176.70 UI/L.

Figura 6. Actividad de LiP de Oxyporus latemarginatus desarrollado en fermentación basal (♦) y en

presencia de AYG (●) a pH de 6.5 inicial.

Actividad enzimática de manganeso peroxidasa

En la Figura 7 se muestra la actividad de MnP. La menor actividad de MnP registrada para

ambas fermentaciones se presentó a las 48 h en la fase de adaptación con 28.76 UI/L en

basal y 159.62 UI/L en presencia del colorante. De acuerdo al resultado anterior, se puede

observar que la actividad mínima en presencia del colorante es casi cercana a la actividad


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máxima que presenta la fermentación basal con 191.25 UI/L a las 120 h. Se observó que el

punto máximo de actividad enzimática se llevó a cabo en la fase de adaptación, presentando

un valor de 191.25 UI/L (120 h).

En la fermentación con colorante, se observó que la actividad mínima fue de 159.62 UI/L a

las 48 h y la máxima actividad se determinó casi al final de la fermentación, a las 480 h con

533.50 UI/L.

Figura 7. Actividad de MnP de Oxyporus latemarginatus desarrollado en fermentación basal (♦) y

en presencia de AYG (■) a pH de 6.5 inicial.

Actividad enzimática de versátil peroxidasa

La actividad de VP obtenida en ambas fermentaciones, se muestra en la Figura 8. La

actividad no siguió una tendencia similar, excepto al inicio de la fase de adaptación,

coincidiendo con el mismo valor de actividad mínima, 74.35 UI/L a las 48h en basal y en

presencia de colorante a las 72. La actividad máxima se presentó en la fase estacionaria

para basal y en fase exponencial en la fermentación con colorante.

En la fermentación en ausencia del colorante desde el inicio la actividad va en aumento y se

observó que dicho aumento termino en la fase de adaptación a las 144 h, posteriormente la

actividad disminuyó, sin embargo vuelve a aumentar a las 216 h y es hasta la fase

estacionaria donde se presenta el valor máximo de actividad con 966.66 UI/L a las 408 h.


85

En la fermentación con colorante la actividad es baja al inicio de la fermentación, siendo la

actividad mínima a las 48 h con un valor de 74.35 UI/L, a partir del tiempo 72 h, la

actividad presentó un patrón no constante de aumento y disminución, sin embargo al final

de la fase exponencial se alcanzó la máxima actividad con un valor de 1443.58 UI/L a las

288 h.

Figura 8. Actividad de VP de Oxyporus latemarginatus desarrollado en fermentación basal (♦) y en

presencia de AYG (▬) a pH de 6.5 inicial.

Actividad enzimática de Dye peroxidasa

En la Figura 9 se muestra la actividad de DyP obtenida en ambas fermentaciones. Se puede

observar que a diferencia de la fermentación basal, la fermentación con el colorante

presentó actividad enzimática durante toda la fermentación. Por otra parte, en la

fermentación basal sólo se detectó actividad en 7 puntos de la fermentación, sin embargo

los valores obtenidos fueron mayores a los determinados en la fermentación con colorante.

Obteniendo un valor máximo de 1312.85 UI/L, en comparación con el valor de 1275.88

UI/L de la fermentación con colorante.

En la fermentación basal se observó que la actividad se presentó al tiempo 288 h y

posteriormente disminuyó en la fase estacionaria a las 432 h. De acuerdo a la actividad

reportada, se observó que la máxima es de 1312.85 UI/L y la mínima presenta un valor de

166.66 UI/L.


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Para la fermentación con colorante se observó que al inicio de la fase de adaptación y

seguida de la fase exponencial, se reportaron valores bajos de actividad a diferencia de los

resultados que se llevaron a cabo en la fase estacionaria, y es en esta fase donde se reportó

el valor máximo con un resultado de 1275.88 UI/L a las 432 h, seguido de este tiempo y

hasta el final de la fermentación la actividad disminuye, pero no alcanza el valor mínimo

porque a las 48 h el resultado fue de 33.56 UI/L correspondiente a la actividad enzimática

mínima.

Figura 9. Actividad de DyP de Oxyporus latemarginatus desarrollado en fermentación basal (♦) y

en presencia de AYG (*) a pH de 6.5 inicial.

CONCLUSIONES

La presencia del colorante amarillo azo no afectó los parámetros cinéticos de crecimiento

de O. latemarginatus (Xmax y ) por lo que no se observó diferencia significativa con los

valores obtenidos en la fermentación basal sin colorante. El colorante amarillo azo induce a

la actividad de las cinco oxidasas evaluadas, Lac, LiP, MnP, DyP y VP y la actividad

máxima alcanzada de 4 de las 5 enzimas evaluadas se presentó en la fermentación con

colorante. Presentando una diferencia de 143.33 UI/L para Lac, 241.93 UI/L para LiP,

342.24 UI/L para MnP y en LiP 476.92 UI/L mayor en comparación con la fermentación

basal. La máxima actividad de las enzimas evaluadas se presenta en la fase estacionaria del

crecimiento de O. latemarginatus. Los análisis de la actividad enzimática realizados

sugieren la participación conjunta y coordinada de las enzimas estudiadas en la oxidación y

probable mineralización del colorante evaluado.


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BIBLIOGRAFÍA

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