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UNIVERSIDAD DE CONCEPCIÓN
FACULTAD DE AGRONOMÍA
PROPAGACIÓN DE MARDOÑO (ESCALLONIA PULVERULENTA) Y
DESCRIPCIÓN MORFOLÓGICA DEL PROCESO GERMINATIVO
POR
RICARDO ANDRES LANDAETA VALENZUELA
MEMORIA PRESENTADA A LA FACULTAD DE AGRONOMÍA DE LA UNIVERSIDAD DE CONCEPCIÓN PARA OPTAR AL TÍTULO DE INGENIERO AGRÓNOMO.
CHILLÁN – CHILE2010
TABLA DE CONTENIDOS
Página
Resumen .................................................................................. 1
Summary………………………………………………………....... 1
Introducción …………………………………………………......... 2
Materiales y Métodos ………………………….......................... 4
Resultados y Discusión ………………………........................... 9
Conclusiones ……………………………................................... 23
Referencias …………………………………………………......... 23
INDICE DE FIGURAS Y TABLAS
Página
Figuras Fotos del proceso germinativo en semillas de E. pulverulenta…………………………………………………... 13
Tabla 1 Tiempo de escarificado con H2 SO4. y estratificado en frío en semillas de E. pulverulenta…………………………. 5
Tabla 2 Temperatura del lavado de semilla y concentración de giberelina aplicadas en semillas de E. pulverulenta……... 6
Tabla 3 Tratamientos y concentraciones de ácido Indolbutírico en estacas de E. pulverulenta………………………………….. 8
Tabla 4 Porcentaje de germinación de semillas de E. pulverulenta sometidas a estratificado y escarificado…… 9
Tabla 5 Porcentaje de germinación de semillas de E. pulverulenta previamente lavadas con agua a distinta temperatura y aplicación de GA3 en distintas concentraciones……………………………………………… 11
PROPAGACIÓN DE MARDOÑO (ESCALLONIA PULVERULENTA) Y
DESCRIPCIÓN MORFOLÓGICA DEL PROCESO GERMINATIVO
MARDOÑO (ESCALLONIA PULVERULENTA) PROPAGATION AND
MORPHOLOGICAL DESCRIPTION OF GERMINATION PROCESS
Palabras índice adicionales: Corontillo, dormancia, escarificación, giberelina.
RESUMEN
Escallonia pulverulenta (Ruiz et P.) es una especie con propiedades medicinales y
un alto valor ornamental. Sus semillas tienen una germinación reducida, por lo que
se realizaron ensayos tendientes a aumentar el porcentaje de germinación. Se
determinó el peso de 1.000 semillas, se describieron los cambios morfológicos
durante el proceso germinativo y se realizó un ensayo de propagación vegetativa
mediante enraizamiento de estacas. Las semillas y estacas de E. pulverulenta
fueron colectadas en la localidad de Hualqui, Región del Bío - Bío y los ensayos
fueron realizados entre octubre y diciembre de 2009. Los dos ensayos de
germinación se realizaron con un diseño completamente aleatorio. En el primer
ensayo las semillas se escarificaron con H2SO4 al 5 % por 0, 5, 10 y 20 minutos y
se estratificaron a 15 y 30 días. En el segundo se lavaron las semillas con agua a
15 y 50 ºC y luego se sometieron a distintas concentraciones de GA3: 0, 250, 500
y 1.000 mg L-1. Las estacas fueron sometidas a distintas concentraciones de IBA:
0, 125, 250, 500, 750, 1.000, 2.000 y 4.000 mg L-1, en un diseño de bloques
completos al azar. El peso de 1.000 semillas fue de 0,0135 g, el mayor porcentaje
de germinación se obtuvo en el octavo tratamiento del segundo ensayo, siendo de
75 % y en el primer ensayo todos los tratamientos tuvieron bajo porcentaje de
germinación. En la propagación vegetativa no se observaron resultados.
SUMMARY
Escallonia pulverulenta (Ruiz et P.) is a species with medicinal properties and a
high ornamental value. Its seeds have a reduced germination, so tests were
carried out aimed to increase the germination percentage. It was determined the
weight of thousand seeds, described the morphological changes during the
germination process and was performed an assay of vegetative propagation by
rooting cuttings. The seeds and cuttings of E. Pulverulenta were collected
in Hualqui, Region of the Bio - Bio and testing were conducted between october
and december 2009. The two germination tests were carried out with a completely
random design. In the first test, seeds were scarified with H2SO4 5 % for 0, 5, 10
and 20 minutes and were stratified at 15 and 30 days. In the second test, seeds
were washed with water at 15 and 50 ºC and then subjected to various
concentrations of gibberellic acid (GA3): 0, 250, 500 and 1.000 mg L-1. Cuttings
were subjected to different concentrations of IBA: 0, 125, 250, 500, 750, 1.000,
2.000 and 4.000 mg L-1, in a complete block random design. The weight of 1.000
seeds was 0,0135 g, the highest percentage of germination was obtained in
the eighth treatment trial belonging to second test, with 75 % and the first test all
treatments had a low germination percentage. In vegetative propagation was not
observed results.
INTRODUCCIÓN
El territorio Chileno presenta una condición de aislamiento geográfico, lo que ha
permitido el desarrollo de una flora única y exclusiva. En Chile continental el 42,7
% de las especies son nativas y un 45,8 % endémicas (Marticorena, 1990). Entre
ellas encontramos a Escallonia pulverulenta (Ruiz et Pavón) especie conocida
comúnmente como mardoño, pertenece a la familia Escaloniácea, la cual
comprende 7 géneros y alrededor de 150 especies, la mayoría de Sudamérica y
Australia. En Chile se encuentra el género Escallonia que está representado por
alrededor de 14 especies, todas ellas leñosas, que crecen tanto en Chile
continental como en el Archipiélago de Juan Fernández (Rodríguez et al., 2005).
Es un árbol siempre verde endémico de Chile que se encuentra desde la Provincia
de Choapa hasta la Provincia de Cautín. Crece en terrenos pobres, a menudo
pedregosos, encontrándose también en acantilados de la Cordillera de la Costa,
en la pre Cordillera Andina lo podemos encontrar hasta los 1.100 metros de altitud
(González et al., 1991).
Es una planta que puede alcanzar hasta 12 m de altura, ramifica generalmente
desde cerca de la base, sus ramas son erectas, cubiertas de pequeños pelos y
numerosas hojas oblongas con bordes aserrados, lisas y glandulosas por el haz y
peludas por el envés (Rodríguez et al., 1995). El fruto es una cápsula turbinada,
ovoidea, con semillas pequeñas en su interior.
Florece a partir de noviembre y hasta mediados de verano (Donoso y Ramírez,
1994). Es una planta con un alto valor ornamental para ser usada en jardinería y
sus flores son muy llamativas para las abejas, siendo de esta forma importante
como especie melífera.
Al mardoño, E. pulverulenta se le ha dado usos en medicina popular, por las
propiedades que este presenta, se usa en afecciones hepáticas, como antitusivo
expectorante y diurético (Montes y Wilkomirsky, 1985).
La propagación se realiza por semillas, en almacigo normal en primavera o
haciendo almacigo estratificado en otoño. Se hace una mezcla de suelo integrada
por una parte de compost, media parte de tierra de jardín y media de arena
(Riedemann et al., 2004).
La germinación es el proceso en el cual el metabolismo celular se incrementa,
el embrión reanuda su crecimiento activo, las cubiertas de la semilla se rompen y
emerge la plántula (Hartman y Kester, 1980). Para que se inicie la germinación la
semilla debe ser viable, no deben existir barreras fisiológicas, químicas ni físicas
que induzcan letargo (dormancia) y se deben dar las condiciones ambientales
apropiadas. Sin embargo, la mayoría de las semillas no germina inmediatamente
después de dispersarse de la planta madre, si no que experimentan un periodo de
dormancia, que puede ser de corta duración o durar décadas (Ransom y Vivrette,
1987). La dormancia puede definirse como el bloqueo que tiene lugar en una
semilla viable que le impide completar la germinación en condiciones favorables
(Azcón-Bieto y Talón, 2008). Existen diversas formas de romper la dormancia,
entre ellas podemos encontrar escarificación física y química, estratificación de la
semilla en frío, lixiviación de inhibidores, aplicación de ácido giberélico (GA3) o una
combinación de estos tratamientos (Hartmann y Kester, 1980).
La propagación asexual tiene por finalidad la reproducción de individuos en
base a porciones vegetativas de las plantas, esta es posible gracias a que muchas
de estas porciones vegetativas tienen la capacidad de regenerarse, debido a que
cada célula contiene la información necesaria para generar, mediante divisiones
mitóticas, una planta entera. Las porciones de tallo tienen la capacidad de formar
nuevas raíces (Hartmann y Kester, 1980). Las plantas propagadas
vegetativamente tienen toda la información genética de la planta progenitora. La
reproducción asexual es de gran importancia, porque el genotipo de la mayoría de
los cultivares frutales y plantas ornamentales valiosas, es sumamente heterocigoto
y las características de ellas se pierde al propagarse por semilla (Hartmann y
Kester, 1980).
En algunas especies la inducción de raíces adventicias es regulada por
hormonas vegetales y sustancias reguladoras de crecimiento que son producidas
en forma natural en la planta. Al presentar dificultades para el enraizamiento se
aplica algún regulador del crecimiento, como las auxinas, que promueven la
formación de nuevas raíces en la base de las estacas (Hartmann et al., 1990).
El ácido indolbutírico (IBA) es una muy buena opción como hormona sintética,
ya que no es tóxica para las plantas en un amplio rango de concentraciones y
además estimula el enraizamiento en numerosas especies vegetales (Hartmann y
Kester, 1987).
Dada la escasa información disponible con relación a los requerimientos de
propagación vegetativa y germinación de E. pulverulenta se busca identificar un
método efectivo para obtener un alto porcentaje de germinación de semillas y
enraizamiento de estacas en esta especie y describir los cambios morfológicos de
la semilla durante el proceso germinativo.
MATERIALES Y MÉTODOS
Los ensayos se realizaron entre octubre y diciembre de 2009 en los laboratorios
de Ciencias Básicas y Laboratorio de Cultivo de la Facultad de Agronomía de la
Universidad de Concepción, Campus Chillán; Provincia de Ñuble, Región del Bío -
Bío, Chile.
Se utilizó material de poblaciones silvestres de Escallonia pulverulenta, las
semillas se colectaron la última semana de marzo y las estacas fueron colectadas
la primera semana de octubre de 2009. Las semillas fueron guardadas a
temperatura ambiente y las estacas en condiciones de frío y humedad.
Experimentos de germinación
Antes de realizar los ensayos se determinó el peso de 1.000 semillas, luego de
pesarlas se procedió a hacer grupos de 100 semillas hasta completar 2.400. Para
la desinfección de las semillas, previo a los tratamientos, se utilizó una solución de
Captan-Benlate (Captan 0,7 gr + Benlate 0,4 gr en 0,5 L de agua), en la que se
sumergieron durante 5 minutos.
Ensayo I
Se tomaron 1.200 semillas y se sometieron a tratamientos de escarificación y
estratificación, como lo muestra la Tabla 1.
Tabla 1. Tiempo de escarificado y estratificado en semillas de E. pulverulenta con H2 SO4.
Tratamiento Estratificación 4 ºC (días) Escarificación H2SO4 5 % v/v (min)TE10 30 10TE20 30 15TE30 30 10TE40 30 20TE50 15 10TE60 15 15TE70 15 10TE80 15 20TE90 30 10TE10 30 15TE11 30 10TE12 30 20
Las semillas fueron sometidas a una escarificación química con ácido sulfúrico al 5
% v/v durante distintos periodos de tiempo, correspondientes a 0, 5, 10 y 20
minutos. Las semillas se desinfectaron en frascos de penicilina, luego fueron
colocadas en placas de porcelana con ácido sulfúrico donde las semillas quedaron
sumergidas en su totalidad, según su correspondiente periodo de tiempo. Cuando
se sacaron del ácido sulfúrico, estas fueron puestas en placas de porcelana con
agua destilada, en las que permanecieron durante 24 horas, pasado este periodo
de tiempo se procedió a sembrar las 1.200 semillas en 12 placas Petri (100
semillas por placa), las semillas se colocaron sobre papel filtro húmedo dispuesto
en placas Petri, cada una de las placas se dividió en 4 partes, para cada uno de
los tratamientos. Posteriormente las 4 placas correspondientes a los tratamientos
sin estratificado fueron colocadas en la cámara de germinación a 24 1 ºC con 12
horas de luz y 12 horas de oscuridad, las 8 placas restantes fueron llevadas a
estratificado a 4 ºC por 15 y 30 días, después del estratificado se llevaron a la
cámara de germinación para evaluar el número de semillas germinadas durante
30 días.
Ensayo II
Se tomaron 1.200 semillas, las cuales fueron sometidas a distintos tratamientos de
lavado y a diferentes concentraciones de ácido giberélico (GA3) como se observa
en la Tabla 2.
Tabla 2. Temperatura del lavado de semilla y concentración de giberelina aplicadas en semillas de E. pulverulenta.
Tratamiento Lavado semilla (ºC) Concentración GA3 (mg L-1)TL10 … 111.0TL20 … 1.250TL30 … 1.500TL40 … 1.000TL50 15 1.110TL60 15 1.250TL70 15 1.500TL80 15 1.000TL90 50 1.000TL10 50 1.250TL11 50 1.500TL12 50 1.000
Las semillas se desinfectaron con Captan – Benlate, luego se dividieron en tres
partes iguales: la primera parte no se le aplicó lavado, la segunda parte se lavó
con agua fría a 15 ºC por 5 minutos y la tercera parte se lavó con agua caliente a
50 ºC por 5 minutos. Una vez realizados los lavados se procedió a sumergir las
semillas en diferentes concentraciones de GA3 (0, 250, 500 y 1.000 mg L-1)
durante 24 horas, según correspondió a cada tratamiento. La desinfección con
Captan – Benlate, el lavado a distintas temperaturas y la aplicación de GA3 se
realizó en frascos de penicilina. Una vez pasado el lapso de tiempo en el ácido
giberélico (GA3), las semillas (1.200) se colocaron sobre papel filtro húmedo
dispuesto en 12 placas Petri (100 semillas por placa). Luego fueron llevadas a la
cámara de germinación a 24 1 ºC, con 12 horas de luz y 12 horas de oscuridad.
En ambos ensayos se realizaron registros diarios de germinación, los datos
fueron anotados en una tabla que indicaba el número diario de semillas
germinadas por repetición, se consideró semilla germinada una vez que su
radícula traspasó la testa de la semilla. Las placas fueron regadas diariamente
para mantenerlas constantemente húmedas.
Con la finalidad de determinar los cambios morfológicos de la semilla en el
proceso de germinación, se tomaron muestras de semillas que fueron
fotografiadas mediante Microscopía Electrónica de Barrido (MEB), en el
Laboratorio de Microscopia Electrónica de la Universidad de Concepción.
Propagación por estacas
En la propagación vegetativa se utilizaron 128 estacas, de aproximadamente 11
cm que se obtuvieron del material colectado, estas se repartieron en 8
tratamientos con 16 estacas cada uno (en bloques completos al azar), las estacas
fueron desinfectadas con hipoclorito de sodio al 10 % y luego se amarraron para
que su base quedara lo más uniforme posible al momento de introducir la base de
estas en el ácido indolbutírico. Se realizaron 8 tratamientos y 4 repeticiones, uno
testigo (agua destilada) y los 7 restantes con diferentes concentraciones de ácido
indolbutírico, como lo muestra la Tabla 3. En los primeros 5 tratamientos las
estacas permanecieron 24 horas en las distintas concentraciones de IBA. En los
tratamientos 6, 7 y 8 las estacas sólo permanecieron 5 segundos en la solución
concentrada. Las estacas fueron colocadas en bandejas con sustrato, compuesto
por 2/3 arena y 1/3 de tierra de hojas, esterilizado a 121 ºC por 1 hora. Se
utilizaron 4 bandejas speedlings, que fueron puestas en invernadero, sobre un
mesón y bajo una cubierta para evitar deshidratación. Se controló humedad
diariamente y transcurrido dos meses se procedió a hacer las mediciones.
Tabla 3. Tratamientos y concentraciones de ácido indolbutírico en estacas de E. pulverulenta.
Tratamiento Concentración IBA mg L-1
1 1.0002 1.1253 1.2504 1.5005 1.7506 1.0007 2.0008 4.000
Evaluaciones efectuadas
a) Peso de 1.000 semillas:
Para determinar el peso de 1.000 semillas se contaron bajo lupa mil semillas y se
pesaron en una balanza analítica (0,0001g).
b) Porcentaje de semillas germinadas:
Se consideró como semilla germinada, aquella en la cual la radícula emergió a
través de la testa de la semilla. El porcentaje de germinación (PG) se calculó con
la siguiente fórmula:
PG = (Nº de semillas germinadas) / (Nº de semillas sembradas) x 100
c) Enraizamiento de estacas:
Se evaluó formación de callo y porcentaje de enraizamiento.
Análisis estadístico
Los ensayos de germinación se realizaron con un diseño completamente aleatorio,
con un total de 12 tratamientos y cuatro repeticiones cada uno. La unidad
experimental fue de 25 semillas por repetición, con 100 semillas por tratamiento.
El ensayo de propagación vegetativa se realizó con un diseño de bloques
completos al azar, con 8 tratamientos y 4 repeticiones.
Para determinar diferencias estadísticamente significativas entre los
tratamientos de cada ensayo, los resultados se sometieron a un análisis de
varianza con el programa INFOSTAT y se realizó un test de Tukey, con un nivel de
significancia de 0,05 entre las medias. Los datos porcentuales de germinación (x)
fueron transformados según la siguiente expresión (x+0,5)1/2 (Little y Hills, 1976).
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Peso de 1.000 semillas
Dado que las semillas de E. pulverulenta son muy pequeñas y livianas, para
determinar el peso de 1.000 semillas se contaron bajo lupa y se pesaron en una
balanza analítica (0,0001 g). El peso de 1.000 semillas de E. pulverulenta fue de
0,0135 g, por lo que cada kilogramo podría llegar a contener más de 74.000.000
de semillas.
Efecto del estratificado y escarificado sobre la germinación de E.
pulverulenta
Según el análisis de varianza (ANDEVA) no hubo diferencias significativas (P
0,05) entre los tratamientos de estratificación y escarificación con respecto al
testigo, como se observa en la Tabla 4.
Tabla4. Porcentajes de germinación de semillas de E. pulverulenta sometidas a estratificado y escarificado.
Estratificación (días)Escarificación H2SO4 al 5 % v/v ..
(min)0
(%)15
(%)30
(%)10 12. .4. .10.15 .9 .2. ..9 10 13. .4. 0.8.20 12. .8. 03
Análisis de Varianza indica que no existen diferencias significativas. ANDEVA (P 0,05). Coeficiente de variación % = 5,1.
La estratificación es un método de tratamiento de semillas en letargo (dormancia)
en el cual las semillas son sometidas a un periodo de enfriamiento para que se
efectúe la postmaduración del embrión (Hartmann y Kester, 1987). La aplicación
de este pre tratamiento permite un incremento en la capacidad germinativa
(Azcón-Bieto y Talón, 2008). Sin embargo, los resultados del ensayo indican que
el porcentaje de germinación no se incrementó con la combinación de estratificado
a 4 ºC y escarificación con H2SO4. Un comportamiento parecido fue obtenido por
Figueroa et al. (1996) al estratificar semillas del bosque templado de Chiloé, en
donde, de un total de 23 especies tratadas con estratificado, 5 disminuyeron su
porcentaje de germinación.
La escarificación con ácido sulfúrico produce un efecto abrasivo sobre la
cubierta seminal, esta eliminación total o parcial de la cubierta mejora la aireación
e hidratación de las semillas, logrando así una mayor eficiencia del proceso
germinativo (Pérez y Martínez-Laborde, 1994). Sin embargo, en el presente
ensayo el ácido sulfúrico no aumentó el porcentaje de germinación, esto puede
haber ocurrido por la baja concentración del ácido sulfúrico (5 % v/v), no logrando
causar un efecto abrasivo sobre la cubierta seminal.
Efecto del lavado y aplicación de ácido giberélico (GA3) sobre la germinación
de E. pulverulenta
El análisis de varianza realizado (ANDEVA) indicó que existe interacción para este
parámetro en estudio debido a los tratamientos de lavado con agua a distintas
temperaturas y aplicación de ácido giberélico (GA3) en distintas concentraciones.
El coeficiente de variación fue de 3,96 %. El tratamiento 11 se retiró del análisis
debido a infección por hongos.
En la Tabla 5 se presentan los porcentajes finales alcanzados en cada uno de
los tratamientos de lavado (lixiviado de inhibidores) y aplicación de ácido giberélico
(GA3). Los tratamientos sometidos a lavado con agua a 15 y 50 ºC, pero que no se
sometieron a inmersión en GA3, fueron los que presentaron un menor porcentaje
de germinación y no difirieron significativamente con respecto al testigo (P 0,05).
Estos tratamientos tienen en común la no inmersión en GA3, lo que nos indica que
este ejerce un papel estimulante en la germinación.
Los mayores porcentajes de germinación (P ≤ 0,05) se obtuvieron en los
tratamientos con GA3 independientemente del lavado, lo que indicaría la ausencia
de inhibidores en la cubierta de la semilla concordando con los resultados
obtenidos por Magnitskiy y Ligarreto (2007), en donde concentraciones similares
de GA3 aumentaron significativamente el porcentaje de germinación en semillas de
agraz (Vaccinium meridionale).
Las giberelinas influyen en el proceso de germinación, ya que cuando las
semillas comienzan este proceso ocurre un aumento brusco de estas al interior de
la semilla (Barceló et al., 2001).
En ocasiones las semillas no germinan aun cuando las condiciones de
temperatura y humedad les sean favorables. En muchos casos la aplicación de
giberelinas hace que las semillas germinen, ya que las concentraciones de
giberelina aumentan durante la primavera en semillas latentes, siendo posible su
participación en condiciones normales para romper la latencia (Jensen-Salisbury,
1988).
De los resultados anteriores se puede determinar que las semillas presentan
algún tipo de latencia y que el ácido giberélico (GA3) es efectivo para romper este
estado en la semilla.
Tabla 5. Porcentaje de germinación de semillas de E. pulverulenta previamente lavadas con agua a distinta temperatura y aplicación de GA3 en distintas concentraciones.
Lavado de semillas (ºC)
Concentración GA3 (mg L-1)Sin lavar
(%)15
(%)50(%)
…000 26 a 17 a 16 a00250 69 bc 53 b 64 bc00500 54 bc 73 bc .1.000 66 bc 75 c 68 bc
Tratamientos con distinta letra indican diferencias significativas. ANDEVA, test de Tukey (P ≤ 0,05). Coeficiente de variación % = 3,96.
Efecto de la aplicación de ácido indolbutírico en el enraizamiento de estacas
de E. pulverulenta
Las estacas para este ensayo fueron colectadas en la localidad de Hualqui,
Cordillera de la Costa, Región del Bío - Bío. Una vez colectadas permanecieron en
condiciones de frío y humedad durante 3 días antes de establecer el ensayo. Una
vez establecidas fueron mantenidas a humedad constante durante dos meses,
pasado este período se sacaron de las bandejas y se observó que las estacas no
formaron callo ni raíces.
Esta respuesta puede deberse a varios factores. Entre ellos, puede ser E.
pulverulenta una especie endémica que fisiológicamente es difícil de enraizar.
Según Hartmann y Kester (1987) existen diversos factores que afectan el
enraizamiento de estacas; características morfológicas, fisiológicas y genéticas,
junto a condiciones ambientales. La época de colección de las estacas puede no
haber sido óptima, ya que Delgado et al. (2008) obtuvo altos porcentajes de
enraizamiento aplicando IBA a estacas de taique (Desfontainia spinosa)
colectadas en julio, a diferencia de los resultados obtenidos en este ensayo, donde
las estacas de E. pulverulenta fueron colectadas en octubre. Algunas emitieron
brotes, pero estos se secaron al cabo de dos semanas. Lemus (1995) al propagar
ciruelos por estaca vio que estas brotaban, aún sin presentar raíces, pero estos
brotes se comenzaron a secar en aquellas estacas que no formaron raíces,
producto de la deshidratación.
La presencia de hojas puede estimular la iniciación de raíces, pero la perdida
de agua a través de ellas puede reducir el contenido de humedad a niveles tan
bajos que ocasionen la muerte de tejidos antes de formar raíces (Hartmann y
Kester, 1987).
Descripción morfológica del proceso germinativo
Las flores de E. pulverulenta están presentes de noviembre a febrero, estas son
actinomorfas, hermafroditas y forman racimos apretados muy llamativos, de 10 a
20 cm de largo, de color blanco (Figura 1 a). Su fruto corresponde a una cápsula
ovoide de 4 a 6 mm de largo (Figura 1 b), en cuyo interior podemos encontrar
aproximadamente entre 45 - 50 semillas de forma aovada, muy pequeñas (Figura
1, c y d).
Para la descripción morfológica del proceso germinativo las imágenes fueron
obtenidas con el Microscopio Electrónico de Barrido (MEB), de la Universidad de
Concepción.
Figura 1: Escallonia pulverulenta. a. Inflorescencia. b. Fruto cápsula. c. Semillas. d. Cápsulas con semillas en el interior.
Día cero (0): Las semillas de E. pulverulenta tienen una forma aovada con una
longitud aproximada de 0,8 mm y diámetro de 0,3 mm. Posee una superficie con
estrías que van paralelo al eje longitudinal de la semilla (Figura 2 a).
En la Figura 2 b se puede apreciar el polo apical de la semilla que presenta
forma irregular.
El hilo corresponde a la cicatriz dejada por el funículo al desprenderse de la
semilla (Figura 2 c), se encuentra ubicado en el polo funicular de la semilla (Dimitri
y Orfila, 1985), es de forma ovalada de aproximadamente 108 µm de longitud y 79
µm de ancho. En un corte longitudinal de la semilla se presenta la cavidad
embrional, cuyas dimensiones son aproximadamente 29 µm de diámetro y 288 µm
de largo (Figura 2 d).
Figura 2: Escallonia pulverulenta. a. Semilla entera (B: 100 µm). b. Detalle del polo apical de la semilla (B: 50 µm). c. Detalle del hilo en el polo funicular (B: 20 µm). d. Cavidad embrional en corte longitudinal (B: 100 µm).B: barra, es: estrías, pa: polo apical, hi: hilo, ce: cavidad embrional, d: diámetro.
La semilla cortada transversalmente muestra en detalle las capas que recubren el
embrión, una primera capa protectora compuesta por un estrato de dos corridas
de células, dispuestas una sobre otra y la siguiente compuesta de material
nutricio. La primera capa tiene un espesor de 31 µm, esta corresponde a células
parenquimáticas, en cuyo interior es posible apreciar gránulos de almidón y la
segunda capa tiene un espesor de 24 µm (Figura 3 a). En un corte transversal en
la zona ecuatorial también es posible apreciar la cavidad ocupada por el embrión,
el diámetro en esta zona es aproximadamente de 170 µm, se ve el estrato
compuesto de dos corridas de células (Figura 3 b). Observando el corte en detalle
se puede ver las células que son parte de la cubierta seminal que rodea al
embrión, en cuyo interior hay gránulos de almidón. Esto concuerda con lo descrito
por García et al. (1999). Según Besnier (1989) los hidratos de carbono son la
reserva más común en la semilla, siendo el almidón el que aparece con más
frecuencia acumulándose en forma de granos tanto en el endosperma como en los
cotiledones (Figura 3 c).
En un corte longitudinal de la semilla en la zona funicular se observa en detalle
las células de la cubierta seminal y parte del embrión cubierto de material nutricio.
También es posible apreciar que existe un mayor volumen de células que en otras
secciones de la semilla (Figura 3 d).
Figura 3: Escallonia pulverulenta. a. Corte longitudinal en zona ecuatorial (B: 20 µm). b. Corte transversal en zona ecuatorial (B: 50 µm). c. Células de la cubierta seminal (B: 10 µm). d. Corte longitudinal en la zona funicular (B: 50 µm).B: barra, cs: cubierta seminal, mn: material nutricio, ce: cavidad embrional, ga: gránulos de almidón, em: embrión, cc: células de la cubierta.
En un corte longitudinal de la semilla completa, el embrión se ubica en posición
axial, lineal, (Besnier, 1989) cuyas dimensiones aproximadas son 218 µm de largo
y 65 µm de diámetro. También es posible apreciar que el material nutricio se
encuentra desplazado hacia la zona funicular (Figura 4 a). El embrión es de
forma espatulada, posee una superficie lisa en la cual es posible apreciar restos
de material nutricio (Figura 4 b).
Figura 4: Escallonia pulverulenta. a. Embrión al interior de la semilla (B: 100 µm). b. Embrión completo (B: 50 µm).B: barra, em: embrión, zf: zona funicular, mn: material nutricio.
Días 1 - 5: Al cuarto día se produce la ruptura de la cubierta seminal y emerge la
radícula dando paso a la germinación de la semilla, el rompimiento ocurre en el
polo funicular de la semilla avanzando por la zona media de esta, hacia el hilo,
esto concuerda con Hartmann y Kester (1987) y Dimitri y Orfila (1985), que indican
que el embrión y el tejido de reserva se hinchan y logran romper la cubierta
seminal (Figura 5 a). El día 5 se puede observar el hipocótilo y parte de los
cotiledones, el hipocótilo está formado por células alargadas longitudinalmente y
paralelas, presenta una forma curva y tiene una longitud aproximada de 540 µm
de largo (Figura 5 b). En la zona apical del hipocótilo se encuentra la radícula, la
cual tiene una longitud aproximada de 104 µm (Figura 5 c). Al extraer el embrión
de la semilla se diferencian claramente, cotiledones y eje hipocótilo radícula. El
embrión posee una longitud aproximada de 1.165 µm que corresponden 438 µm a
cotiledones, 522 µm al hipocótilo y 205 µm a la radícula (Figura 5 d).
Figura 5: Escallonia pulverulenta. a. Ruptura de la cubierta seminal (B: 50 µm). b. Emergencia del eje hipocótilo radícula (B: 200 µm). c. Detalle del eje hipocótilo radícula (100 µm). d. Embrión fuera de la cubierta seminal (B: 100 µm).B: barra, pf: polo funicular, cs: cubierta seminal, co: cotiledón, hp: hipocótilo, ra: radícula.
Días 6 - 10: Al octavo día ya es posible observar el estado de plántula con una
longitud de 3,49 mm, de los cuales 0,69 mm corresponden a los cotiledones, 2,17
mm al hipocótilo y 0,63 mm a la radícula (Figura 6 a). En la zona radicular se
observa una gran cantidad de pelos radicales, que emergen desde la zona pilífera,
en ellos existe estructura primaria (Dimitri y Orfila, 1985), se puede ver además un
alargamiento de la raíz desde la zona pilífera hacia el ápice de esta (Figura 6 b).
Los cotiledones son de borde entero y alcanzan una longitud aproximada de
673 µm y un ancho de 419 µm (Figura 6 c). En la superficie adaxial podemos ver
la presencia de estomas cuyas medidas aproximadas fluctúan entre 19 - 22 µm de
longitud y 10 – 15 µm de diámetro (Figura 6 d), estos también son visibles en la
superficie abaxial (Figura 6 e). En la Figura 6 f se distingue el ostiolo, células
oclusivas y dos células anexas, dando origen al complejo estomático paracítico
(Esau, 1982).
Figura 6: Escallonia pulverulenta. a. Plántula completa (B: 500 µm). b. Detalle zona pilífera (B: 100 µm). c. Superficie adaxial cotiledón (B: 100 µm). d. Detalle de la superficie adaxial (B: 20 µm). e. Superficie abaxial cotiledón (B: 50 µm). f. Detalle superficie abaxial (B: 10 µm).B: barra, rp: raíz primaria, pr: pelos radicales, hp: hipocótilo, co: cotiledón, zp: zona pilífera, es: estoma, ceo: célula oclusiva, os: ostiolo, ca: Célula anexa.
Días 11 – 20: Este período de evaluación es más largo ya que no existieron
cambios significativos.
A los 18 días la plántula sigue su desarrollo, alcanzando una longitud de 4,22
mm los cuales corresponden 0,93 mm a los cotiledones, 1,86 mm al hipocótilo y
1,43 mm a la radícula. Entre los cotiledones se observan los primeros primordios
foliares, alcanzando una longitud de 216 µm el primordio más grande y el pequeño
una longitud de 94 µm, presentando una forma cónica (Figura 7 a). El día 20 es
posible apreciar el crecimiento de los primordios foliares por entre los cotiledones,
es más evidente el mayor desarrollo de uno de los primordios foliares siendo de
forma alargada y de borde entero. Los cotiledones presentan una longitud
aproximada de 881 µm y un ancho en la zona media de 400 µm, el primordio foliar
más grande tiene un largo de 356 µm y un ancho de 118 µm, el primordio pequeño
alcanza una longitud de 137 µm presentando forma cónica (Figura 7 b).
Figura 7: Escallonia pulverulenta. a. Plántula completa, primordios foliares, cotiledones, hipocótilo y raíz primaria (B: 500 µm). b. Detalle de la parte aérea de la plántula destacando desarrollo de primordios foliares y cotiledones (B: 200 µm).B: barra, pf: primordios foliares, co: cotiledón, hp: hipocótilo, rp: raíz primaria.
Días 21 – 25: A los 25 días los cotiledones se encuentran separados y extendidos,
el tamaño de la plántula es de 5,50 mm de longitud, de los cuales 0,80 mm
corresponden a los cotiledones, 2,60 mm al hipocótilo y 2,10 mm a la radícula,
mientras que el diámetro es 0,60 mm para los cotiledones, 0,18 para el hipocótilo y
0,10 mm para la raíz. Los cotiledones sufren un geotropismo positivo,
extendiéndose hacia abajo por el eje hipocótilo, los primordios foliares en cambio
presentan una forma curva hacia la zona abaxial de estos mismos, al observar en
detalle la superficie adaxial de los primordios foliares se ve que presentan una
baja cantidad de estomas, pero con un tamaño no menor si se compara con los
presentes en los cotiledones, el estoma en el primordio foliar tiene una longitud
aproximada de 25 µm y un diámetro de 16 µm (Figura 8 a). En la raíz primaria de
la plántula se puede apreciar una zona pilífera con longitudes variables, bajo esta
zona pilífera se encuentra la zona de alargamiento y la caliptra (Figura 8 b). El
crecimiento de la raíz es fundamental en la planta, debido a que cumple funciones
como captar agua y minerales del suelo, se encarga del anclaje de la planta y la
provee de una base sobre la cual se pueda llevar a cabo el crecimiento vertical.
Figura 8: Escallonia pulverulenta. a. Plántula completa a los 25 días, primordios foliares, cotiledones, hipocótilo y raíz primaria (B: 500 µm). b. Detalle de la zona radicular mostrando zona pilífera, pelos radicales y raíz primaria (B: 200 µm).B: barra, pf: primordios foliares, co: cotiledón, hp: hipocótilo, rp: raíz primaria, pr: pelos radicales, zp: zona pilífera, es: estoma.
Días 26 – 30: En este período los cotiledones se encuentran más extendidos y
levemente inclinados hacia abajo por el eje hipocótilo. En la Figura 9 a se puede
observar el primordio foliar más desarrollado, el cual alcanza una longitud de 209
µm. Una vista de la parte superior de la plántula permite apreciar los primordios
foliares y los cotiledones, estos últimos se encuentran separados y extendidos,
entre los primordios foliares podemos ver una leve emergencia de la plúmula por
sobre estos primordios (Figura 9 b). En la zona radicular es posible apreciar un
alargamiento y engrosamiento de la raíz primaria bajo la zona pilífera, logrando
una longitud aproximada de 528 µm, el diámetro en el extremo superior es de 232
µm y en el inferior de 100 µm (Figura 9 c). En un corte transversal del hipocótilo
cerca de la zona pilífera nos permite apreciar el cilindro central mostrando la zona
de tejidos conductores cuyo diámetro aproximado es de 14 µm (Figura 9 d).
Figura 9: Escallonia pulverulenta. a. Plántula completa (B: 200 µm). b. Superficie superior de la plántula (B: 200 µm). c. Detalle zona radicular (B: 100 µm). d. Corte transversal del hipocótilo sobre la zona pilífera (B: 50 µm). B: barra, pf: primordios foliares, co: cotiledón, hp: hipocótilo, rp: raíz primaria, pl: plúmula, zp: zona pilífera, cc: cilindro central.
En los cotiledones tanto en su cara abaxial como adaxial podemos notar un mayor
número de estomas (Figura 10 a), pero al ver más en detalle se puede apreciar un
mayor número de ellos en la superficie abaxial, los cuales se encuentran elevados
por sobre la epidermis. La longitud promedio que presentan los estomas en la
superficie abaxial del cotiledón es aproximadamente de 33 µm y un diámetro de
27 µm (Figura 10 b).
Figura 10. Escallonia pulverulenta. a. Superficie abaxial y adaxial de los cotiledones (B: 200 µm). b. Detalle de la superficie abaxial del cotiledón mostrando estomas elevados (B: 100 µm). B: barra, es: estoma, co: cotiledón.
Días 31 – 35: A los 35 días la plántula de E. pulverulenta presenta un mayor
desarrollo. Los cotiledones se encuentran de forma perpendicular al eje hipocótilo.
El primordio foliar más grande presenta un notorio desarrollo con respecto al
primordio foliar más pequeño, cuyas longitudes son 359 µm y 91 µm,
respectivamente. La raíz primaria presenta un notorio desarrollo, tanto en longitud
como en engrosamiento (Figura 11 a).
En la Figura 11 b se puede observar en detalle la superficie adaxial del
primordio foliar, la cual presenta estomas perfectamente diferenciados, a nivel de
la epidermis y elevados por sobre esta. Las dimensiones promedio de los estomas
en el primordio foliar son de aproximadamente 22 µm de longitud y 17 µm de
diámetro.
Figura 11: Escallonia pulverulenta. a. Plántula completa (B: 500 µm). b. Detalle de primordio foliar mostrando estomas elevados en la superficie adaxial (B: 100 µm).B: barra, pf: primordio foliar, co: cotiledones, hp: hipocótilo, rp: raíz primaria, es: estoma.
CONCLUSIONES
Sobre la base de los resultados obtenidos en la presente investigación se puede
concluir que:
1. El método más efectivo para incrementar el porcentaje de germinación en
semillas de E. pulverulenta es aplicar GA3 en concentraciones de 250 a 1.000 mg
L-1.
2. Los tratamientos pre germinativos de escarificación y estratificación en frío no
mejoran la germinación en semillas de E. pulverulenta.
3. No hay respuesta a la aplicación de IBA en el enraizamiento de estacas de E.
pulverulenta.
4. El embrión de E. pulverulenta es de forma espatulada y se ubica en posición
axial, lineal al interior de la semilla.
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