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UNIVERSIDAD NACIONAL DE SAN AGUSTÍN DE AREQUIPA
FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS
ESCUELA PROFESIONAL Y ACADÉMICA DE BIOLOGÍA
DETERMINACIÓN, ESTUDIO DE ASPECTOS BIOLÓGICOS Y
ECOLÓGICOS DE LA FAUNA DE VERTEBRADOS EN YARABAMBA –
QUEQUEÑA (ABRIL-JULIO 2015)
AUTORES:
LOA GUIZADO, SANDRA.
LUQUE MEDINA, JULIETH.
MINGA GUZMAN, DAVID.
SILVA HOLGADO, DAVID.
TACCA HUANACUNI, MARIA.
VERGARAY MAMANI, YOVELYNN.
ASESOR
Dr. ALBERTO MORALES HURTADO
AREQUIPA-PERÚ
2015
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INDICE
Resumen 3
Introducción 4
Objetivos 5
General 5
Específicos 5
Generalidades 6
Marco teórico 6
Revisión bibliográfica 18
Áreas de trabajo 19Ubicación: política y geográfica 19
Características ecológicas 25
Materiales 30
De Campo 30
De Laboratorio 31
Metodología 32
De Campo 32De Laboratorio 52
Resultados 63
Conclusiones 95
Bibliografía 96
Anexos 98
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I. OBJETIVOS
a. General
Determinación, estudio de aspectos biológicos y ecológicos de
la fauna de vertebrados en Yarabamba – Quequeña (Abril-Julio
2015)
b. Específicos
Determinar las especies de vertebrados presentes en
Yarabamba y Quequeña (Abril-Julio 2015).
Estudiar el aspecto biológico (morfometría ) de anfibios, reptiles
y mamíferos de Yarabamba y Quequeña (Abril-Julio 2015).
Estudiar aspectos ecológicos como la distribución por campos
vitales y el monitoreo de aves de Yarabamba y Quequeña
(Abril-Julio 2015).
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II. GENERALIDADES
a. Marco teórico
1.1 Fauna silvestre
La palabra fauna se utiliza para referirse genéricamente a toda la
diversidad animal existente en un lugar o región. Sin embargo, el
término fauna silvestre tiene una connotación más restringida.
Debemos entender por fauna silvestre, en el sentido más amplio de
la palabra, a todos aquellos animales que viven en libertad sin recibir
ninguna ayuda directa del hombre para satisfacer sus necesidades
(alimento, abrigo, pareja, etc.). Así quedan incluidos vertebrados e
invertebrados (Gallina y López, 2011).
1.2 Vertebrados
A. Clase Actinopterygii
Son vertebrados acuáticos poiquilotermos con respiración
branquial y con aletas. Son los vertebrados más antiguos,
habiéndose originado a partir de un cordado antecesor
desconocido en el Cámbrico. Los peces óseos modernos
(peces teleósteos) se han diversificado en 23 600 especiesque representan una enorme variedad de adaptaciones en la
forma del cuerpo como el comportamiento y las preferencias
ecológicas. Las dos clases de Osteíctios (peces óseos)
presentan una serie de caracteres comunes que permiten
identificarlos y diferenciarlos de los otros grupos de peces:
1. Esqueleto parcial o totalmente osificado (hueso
endocondral o membranoso)
2. Cráneos con suturas
3. Cámara branquial cubierta por una serie de huesos
(aparato opercular).
4. Recubrimiento del cuerpo con escamas óseas.
5. Vejiga natatoria o pulmón funcional generalmente
presente.
6. Baja concentración de urea en la sangre. (Gallina y López,
2011).
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B. Clase Amphibia
Vertebrados con mayor tendencia a la vida acuática que a la
terrestre, en su mayoría están conformados para poder
desenvolverse con facilidad en los dos medios. En un principio
llevan vida acuática y respiran por branquias. Sus tegumentos
son lisos, de temperatura variable. Posee cuatro miembros de
locomoción con cuatro dedos de la extremidad anterior y cinco
en la extremidad posterior, con discos adhesivos
(Leptodactillidae), que ayudan a fijarse al sustrato; con
coloraciones diversas.
La fauna de anfibios del departamento de Arequipa es
reducida. Solo cinco especies pertenecientes a dos familias(Bufonidae y Leptodactylidae) se encuentran presentes. Este
bajo número de especies está determinado por la condición
árida extrema que hay en la mayor parte del territorio
arequipeño. Los sapos son animales extraordinariamente
dependientes del agua o regiones húmedas, lo que condiciona
su pobreza en el departamento. Por ello es que se los
encuentra presente solo en los valles ribereños o en losarroyos y ríos mismos. Los tablazos desérticos o pampas
constituyen la barrera ecológica más restrictiva que tienen los
anfibios en el departamento. (PEFAUR, 1978)
C. Clase reptilia
Son vertebrados amniotas de temperatura variable, con un
epitelio queratinizado, desprovisto de gandulas, a menudo la
dermis se osifica y forma un exoesqueleto, como sucede en
tortugas y las placas ventrales de los cocodrilos, lo cual le
permite penetrar en biotopos secos. El cráneo se une a la
columna vertebral por un solo cóndilo occipital, presenta una
osificación completa del esqueleto, la mandíbula inferior
formada por varios huesos, se articula con el cráneo por
medio del hueso cuadrado. El corazón se compone de dos
aurículas y de un ventrículo (excepcionalmente en cocodrilos,
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tienen dos ventrículos). Los huevos son telolecitos su
desarrollo se realiza fuera del agua; el medio acuático es
sustituido por el líquido amniótico que baña al embrión. Las
glándulas venenosas son característica de algunos Ofidios
están situadas debajo y detrás de los ojos, según el aparato
inoculador del veneno se dividen en áglifos, opistóglifos,
proteróglifos y solenóglifos. (PEFAUR, 1978)
D. Clase aves
Son vertebrados amniotas con el cuerpo recubierto de plumas,
temperatura constante. Las extremidades anteriores están
transformadas en alas. Esqueleto completamente osificado.
Corazón con dos aurículas y dos ventrículos. Respiraciónpulmonar. Posee dos sacos aéreos. La fecundación es
interna. La piel es delgada y flexible carece de glándulas. La
dermis a veces se carga de grasa formando un panículo
adiposo alrededor del cuerpo. Las únicas glándulas que
existen son las glándulas uropigiales, situadas en la base de la
cola. Segregan una sustancia sebosa de olor característico: el
ave coge el sebo con el pico y unta con él sus alas. Están másdesarrollados en especie acuática y faltan en alguna de ellas.
La piel alrededor de cada mandíbula se endurece mucho y
forma una especie de estuche corneo o ranfoteca, los orificios
nasales se abren en la parte anterior de la ranfoteca. El pico
varía muchísimo y generalmente depende del régimen
alimenticio. En la mayoría de aves las patas están cubiertas
de escamas, de origen epidérmico, muy semejantes a la de
los reptiles (saurios), las garras son consideradas como
escamas especializadas, la mayoría se recurva en forma de
gancho, en su parte dorsal son más gruesas. En los machos
de algunas especies se localiza en el tarso-metatarso una
garra cornea o espolón. En algunas especies de aves se
distingue las plumas, el plumón y filoplumas. Las plumas cada
una consta de un eje en el cual se distinguen una parte inferior
hundida en un folículo llamada cañón o cálamo y una parte
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superior o raquis, el cálamo tiene un orificio u ombligo inferior
en su base. A cada lado del raquis hay una serie de barbas
paralelas, cuyo conjunto constituye el estandarte.
Cada barba a su vez está provista de numerosas barbillas. En
el punto de unión del raquis con el cálamo existe un ombligo
superior y a sus lados se localiza un segundo estandarte en
forma de plumón o hiporraquis. Las plumas se llaman tectrices
cuando cubren todo el cuerpo, rémiges cuando se insertan en
las alas, y rectrices o timoneras cuando forman la cola. El
plumón está formado por un cálamo y un raquis reducidos, y
por unas barbas largas y flexibles provistas de corta barbilla.
Lo tienen los pollos al nacer y algunos adultos debajo de las
plumas. Las filoplumas presentan un largo raquis con algunasbarbas y barbillas en su extremo.
Crecen en grupos y están distribuidas por toda la superficie
del cuerpo. El color de las plumas varía mucho de unas
especies a otras. (Gallina y López, 2011).
E. Clase Mammalia
Constituyen los mamíferos el grupo más elevado de losvertebrados, que poseen características exclusivas que no se
encuentran en otros grupos. Presentan una superficie corporal
con pelos, es una estructura exclusiva de mamíferos.
Presencia de glándulas mamarias, están en ambos sexos,
pero sólo son funcionales en hembras, glándulas cutáneas,
diversificación y desarrollo. Mandíbula compuesta por un solo
hueso primario, son vertebrados quiridiados, que pueden tener
especializaciones para el nado, marcha, salto, la carrera o el
vuelo, algunos pueden ser ápodos.
Son animales de sangre caliente, esto es, tienen temperaturas
constantes diferentes a la del medio ambiente “homeotermos”.
Casi todos poseen viviparismo con desarrollo de placenta
corión-alantoideo, la relación entre la madre y el individuo en
desarrollo se basa en el sentido alimenticio.
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2. ASPECTOS BIOLOGICOS
2.1 Anfibios
2.2
FIG.N°1. Medidad morfométricas de anfibios (Fuente:IBT)
2.3 Reptiles
FIG.N°2.-
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2.4 Mamíferos
FIG.N°.3- Medidas morfométricas de mamíferos (Fuente: Morales)
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MEDIDAS DEL CRÁNEO EN CONSIDERADAS EN LA DETERMINACIÓN DE
ROEDORES
(Tomadas de López, 1978 y Patton y Rogers 1983)
1. Longitud basal (LBA): Distancia de las prolongaciones más anteriores de
los huesos pre maxilares al borde inferior y más interior del agujerooccipital.
2. Longitud basilar (LB): Distancia entre el borde posterior de los alveolos
de los primeros incisivos superiores al borde más anterior e inferior del
borde occipital.
3. Longitud del paladar (LP): Distancia desde la parte posterior externa de
los incisivos hasta las crestas inferiores palatinas.
4. Longitud del diastema (LD): Distancia desde la parte posterior de los
incisivos hasta el borde anterior de la hilera dental.
5. Longitud craneal post-palatina (LCP): Distancia desde el borde posterior
de la fosa glenoidea a la parte más posterior de los cóndilos occipitales.
6. Longitud de la línea molar (LLM): Distancia paralela al eje longitudinal
del cráneo, desde la parte delantera del diente más anterior a la parte
dorsal del diente más posterior.
7. Longitud del foramen incisivo (LFI): Distancia paralela al eje mayor del
cráneo, desde donde comienza el foramen incisivo hasta donde termina.
8. Longitud palatina A (LPA): Tomada desde el margen posterior de os
incisivos hasta el punto más anterior del extremo palatino posterior.
9. Longitud palatina B (LPB): Tomada desde el margen anterior del cuarto
alveolo premolar hasta el punto más anterior del extremo palatino
posterior.
10. Ancho de la fosa Mesopterigoidea (AFM): Tomada paralelamente al eje
transverso del cráneo de la fosa Mesopterigoidea.
11. Anchura maxilar (AM): Tomada desde la hilera dental izquierda del
último diente hasta la hilera dental derecha del último diente.
12. Longitud de la porción timpánica de la bulla auditiva (LBU).
13. Anchura rostral (AR): Ancho mayor del rostro, tomada en la sutura
maxilar-premaxilar.
14. Longitud de la constricción inter-orbital (LCI): Distancia entre las orbitas
en la cúspide del cráneo.
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15. Longitud mayor del cráneo (LMC): Distancia desde las prolongaciones
más anteriores de los huesos premaxilares a la parte más posterior de
los cóndilos occipitales.
16. Longitud nasal (LN): Desde el extremo de los huesos nasales hasta la
sutura fronto-nasal.
17. Longitud rostral (LR): Desde el extremo de los huesos nasales hasta la
apófisis post-orbitaria del hueso frontal.
18. Anchura mastoidea (AM): Anchura máxima del cráneo entre los bordes
extremos de los huesos mastoideos.
19. Anchura cigomática (AC): Distancia máxima entre los bordes externos
de los arcos cigomáticos.
20. Altura rostral (ALR): Desde el borde dorsal del rostro hasta el borde
inferior ventral del rostro.21. Altura craneal (ALC): Desde la parte más alta de la bóveda craneal
hasta la parte as externa de la bulla auditiva.
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FIG.N°.4- Medidas morfométricas de cráneo de mamíferos (Fuente: Morales)
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3. ASPECTOS ECOLOGICOS
3.1 Diversidad
La biodiversidad o diversidad biológica se define como “la
variabilidad entre los organismos vivientes de todas las fuentes,
incluyendo, entre otros, los organismos terrestres, marinos y de otros
ecosistemas acuáticos, así como los complejos ecológicos de los que
forman parte; esto incluye diversidad dentro de las especies, entre
especies y de ecosistemas”. El término comprende, por tanto,
diferentes escalas biológicas: desde la variabilidad en el contenido
genético de los individuos y las poblaciones, el conjunto de especies
que integran grupos funcionales y comunidades completas, hasta el
conjunto de comunidades de un paisaje o región. (Moreno. 2001).
Métodos de mediciones.
La diversidad tiene dos componentes: riqueza (número de
especies) y abundancia relativa de especies. La connotación
usual que se la da al término diversidad, es la del número de
especies. Este tópico ha fascinado a los ecólogos más que
ningún otro, y ello es demostrado por hipótesis que se han
propuesto para explicar porque hay más organismos enalgunos lugares que en otros. (Jaksic. 2001).
Actualmente el significado y la importancia de la biodiversidad
no están en duda y se han desarrollado una gran cantidad de
parámetros para medirla como un indicador del estado de los
sistemas ecológicos, con aplicabilidad práctica para fines de
conservación, manejo y monitoreo ambiental. (Moreno. 2001).
Hay tres tipos fundamentales de hipótesis para explicar ladiversidad de especies, aquellas que apelan a los siguientes
factores:
o Factores temporales
o Factores ambientales
o Factores bióticos
Dentro de Dentro de cada uno de estos tres tipos de hipótesis
hay versiones que apelan a situaciones de equilibrio o
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desequilibrio comunitario en cuanto al grado de saturación de
especies. (Jaksic. 2001).
3.2 Abundancia
Frecuencia de individuos de una especie en un área geográfica
dada1. Saber cuántas especies hay en un coto o cómo se distribuye
su abundancia dentro del mismo es una información básica Carlos
Calvete (2006). De este modo uno puede tomar juicios, de índole
ambiental como por ejemplo trabajos de impacto ambiental por
influencia antropogenica, la Contaminación ambiental es uno de los
problemas más perjudiciales que afecta a la población mundial, a la
flora y la fauna en todo el orbe1. Pero también para conocer laevolución natural de las poblaciones o de su respuesta ante cualquier
medida de manejo que se haya puesto en práctica (ej.
Repoblaciones o manejo del hábitat) Carlos Calvete (2006).
PARA LA DISTRIBUCION DE LAS ESPECIES
Para estudiar la distribución de las especies se ha seguido el criterio
de considerar campos vitales (biotopos) en el área de estudio en
base esencialmente a la asociación de factores florísticos –
vegetacionales y medio ambientales que otorgan al ambiente
unidades con características especiales y que son distinguibles unas
de otras una vez que están han sido caracterizadas. De esta forma
la distribución de las especies es asumida en base a la ocupación de
los diversos campos vitales que se pongan de manifiesto en el área
de estudio
PARA LA ABUNDANCIA RELATIVA (SOLO ARA ESPECIES DE
AVES)
La abundancia relativa de las especies se ha estudiado
considerando la frecuencia de observación en un determinado
tiempo. De tal forma que se establecieron las siguientes categorías:
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Abundante (Ab): una especie es considerada abundante
cuando se le ha observado en diferentes ambientes en
un número mayor a 50 individuos
Común (Co): la especie es considerada común cuando se
le ha observado en diversos ambientes en un numero de
21 a 50 individuos
Frecuente (Fr): se ha considerado especies frecuentes a
aquellas que han sido registradas en varios ambientes en
número de entre 6 a 20 individuos .
Escasa (Es): cuando la especie ha sido observada en
poco ambientes, en número menor a 5 individuos, o en
grupo pero tan solo una vez .
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b. Revisión bibliográfica
Anderson. 1997. Mammals of Bolivia, taxonomy and distribution.
Bull. American museum of natural history. N° 231
Clements, J. y N. Shanny. 2001 birds of Perú. Ibis publishing
company. Los Ángeles.
Fjeldsa, J. y N. Krabbe 1990. Birds of the high andes. Published
by zoological museum. University of copenhagen and apollo
books.
Gonzales, J. A., H. Zeballos, y E. López. 2001. Aves del valle del
colca y la reserva nacional de salinas y aguada blanca. Proyecto
araucaria – valle del colca. Agencia española de cooperation
internacional. Arequipa – peru
Vellard, J. 1960 estudios sobre batracios andinos VI: notas
complementarias sobre Telmatobius. VII: El género pleurodema
en los andes peruanos. Memorias Mus. Hist. Nat. Javier Prado N°
10
Vellard, J. 1995 estudios sobre batracios andinos III: los
Telmatobius del grupo jelskii. Memorias Mus. Hist. Nat. Javier
Prado N° 4
Vellard, J. 1995 estudios sobre batracios andinos V: El género
bufo. Memorias Mus. Hist. Nat. Javier Prado N° 8
Zeballos P., H. y E. López T. 2002. Roedores de Arequipa, clave
para su determinación taxonómica. Dilloniana revista de
investigación, noviembre, 2002, 2 (1), Arequipa-Perú
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III. ÁREAS DE TRABAJO
a. Ubicación: política y geográfica
Se muestreo en tres áreas de trabajo, entre los distritos de Quequeña
y Yarabamba a orillas del río Sogay; en la provincia de Arequipa;
departamento de Arequipa
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AREA DE MUESTREO 1.-
Es una zona con sustrato arenoso, rocoso y el río es pedregoso. El nivel del
agua es de 5-10 cm (menor profundidad), 10-20cm (mayor profundidad).
En lugar se observó Solanáceas, asteráceas y cucurbitáceas, el campamento
se ubicó a S 16°33’54.0” y HO 71°26’50.2” a una altura de 2546 m.s.n.m.
Mapa N°3: Áreas de muestreo (Fuente Google Earth)
Leyenda de Mapa N° 3Delimitación de área de
muestreo
Área de muestreo 1
Área de muestreo 2
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AREA DE MUESTREO N°1
MONTE RIBEREÑOCUERPOS DE AGUA
MONTE RIBEREÑO CUERPO DE AGUA
CAMPO DE CULTIVO EN DESCANSO
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AREA DE MUESTREO 2.-
Es una zona con sustrato arenoso, rocoso y pedregoso con vegetación
arbustiva. El nivel del agua es de 5 - 9 cm (la parte más baja), 23-27cm (la
parte más profunda; agua clara).
En lugar se observó Solanáceas, asteráceas, malváceas y gramíneas, el
campamento se ubicó a S 16°33’49.5” y HO 71°27’10.2” a una altura de 2523
m.s.n.m.
Mapa N°3: Áreas de muestreo (Fuente Google Earth)Leyenda de Mapa N° 3
Delimitación de área de
muestreo
Área de muestreo 1
Área de muestreo 2
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b. Características ecológicas
FLORA
Familia Asteraceae:
Las asteraceae son una familia cosmopolita, sus especies
habitan desde zonas frías hasta los trópicos, pasando por las
zonas templadas y sub-tropicales. Son especialmente
frecuentes en número de especies o número de individuos en
las regiones áridas o semi-áridas abiertas y las regiones de
montañas, de latitudes subtropicales o templadas.
En el Perú ocupa el segundo lugar en diversidad de flora
peruana ya que presenta alrededor de 250 géneros y 1590especies (Brako & Zarucchi, 1993; Ulloa Ulloa et al., 2004),
En su mayoría son hierbas, arbustos y subarbustos presentan
hojas simples o rara vez compuestas casi siempre alternas o
en algunos casos opuestas, verticiladas las flores siempre
reunidas en capítulos y sus frutos mayormente son de tipo
cipsela.
Los géneros más representativos en Arequipa son Sonchus,
Encelia, Bacharis.
Familia Malvaceae
Las malvaceae son una familia cosmopolita distribuida
especialmente en Sudamérica presentando 116 géneros y
1550 especies (Mabberley, 1993). En el Perú se hallan 38géneros y 264 especies (Brako & Zarucchi 1993, Ulloa et al.
2004).
Son plantas arbustivas y arbóreas sus hojas son alternas
simples con inflorescencia en cimas axilares o terminales el
fruto es normalmente seco membranoso de tipo bayas.
Los géneros más representativas en Arequipa son Abutilon,
Nototichia, Tarassa, Cristaria, Gaya Fuertesimalva, Palaua.
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Familia Salicaceae
La familia Salicaceae se distribuye principalmente en regiones
templadas del hemisferio norte y unas pocas en el hemisferio
Sur está constituida por 2 géneros y 435 especies (Mabberley,1993).
Son plantas arbóreas y arbustivas formando ectomicorrizas sus
hojas son alternas internas sus flores anemófilas presentan
frutos por lo general en capsulas siendo el género más
representativo en Arequipa es Salix
FamiliaFabaceae
Es una familia cosmopolita se conocen 730 géneros y
aproximadamente 19400 especies (Stevens, 2009). La familia
Fabaceae en el Perú es reconocida por presentar alrededor de
145 géneros y 1000 especies (Brako & Zarucchi, 1993; Ulloa
Ulloa et al., 2004).
Son hierbas algunas veces trepadoras también pueden ser
arbustos o arboles sus hojas son por lo general compuestas,
bipinnaticompuestas, parapinnadas, las flores son solitarias y
en inflorescencia presentando como fruto característico tipo
legumbre
Los géneros más representativos en Arequipa son Adesmia,
Hoffmannseggia, Lupinus, Medicago, Mimosa, Senna.
Familia Anacardiaceae
Familia principalmente tropical y subtropical. Se hallan
representadas en América del Sur, África y Malasia, con
algunos géneros nativos de Norteamérica y Eurasia (Heywood,
1985). Presenta 70 géneros y 600 especies (Stevens, 2001).
Esta familia es reconocida en el Perú por presentar 13 géneros
y 40 especies (Brako & Zarucchi, 1993; Ulloa Ulloa et al.,
2004),
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Son plantas arbóreas arbustivas resinosos sus hojas son
compuestas pinnaticompuestas trifoliadas tipo de flores en
inflorescencia y el fruto generalmente drupáceo
El género más representativo en Arequipa es Schinus
Familia Loranthaceae
Son plantas de áreas forestales de regiones tropicales y
templadas de todo el mundo presentan 70 géneros con 940
especies (Heywood, 1985). Esta familia está representada en
la flora peruana por 11 géneros y 63 especies (Brako &
Zarucchi, 1993; Ulloa Ulloa et al., 2004)
Son plantas arbustivas hemiparasitas epifitos sus hojas son
simples opuestas las flores entomófilas de colores vistosos el
fruto es carnoso de tipo baya o drupa
Familia So lanácea
Es una familia cosmopolita que se halla ampliamente
distribuida en las regiones tropicales y templadas existen en
todos los continentes, pero se hallan concentradas en Australia
y América Central y Sur, de donde son endémicos por lo
menos 40 géneros. Presenta 102 géneros y 2460 especies
(Stevens, 2008). En el Perú está representada con alrededor
de 42 géneros y 600 especies (Brako & Zarucchi, 1993; Ulloa
Ulloa et al., 2004).
Son plantas herbáceas con hojas en espiral o alternas las
inflorescencias son normalmente uníparas o bíparas,
helicoidales, pero también son frecuentes las flores solitarias,
sus frutos son por lo general en baya pero puede ser también
en capsula siendo los géneros más representativos de
Arequipa es Cestrum, Dunalia, Solanum
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Familia Cucurbitaceae
Esta familia se encuentra distribuida en regiones tropicales y
subtropicales, Está constituida por 118 géneros y 845 especies
(Stevens, 2009).
La familia Cucurbitaceae es reconocida en el Perú por
presentar alrededor de 27 géneros y 110 especies (Brako &
Zarucchi, 1993; Ulloa Ulloa et al., 2004),
Son plantas de tipo herbaceae a veces leñosas trepadoras,
presentan hojas alternas palmatinervias palmatilobadas las
flores dispuestan en inflorescencias axilares o solitarias an las
axilas, el fruto que presentan es de tipo baya (pepónide) rara
vez capsulas
Familia Poaeceae
Es una familia cosmopolita que se halla distribuida en las
regiones tropicales y en todos los continentes Esta familia
posee unos 668 géneros y alrededor de 10035 especies,
agrupados en 13 subfamilias (APG II, 2003).
La familia Poaceae es reconocida en el Perú por presentar
alrededor de 157 géneros y 750 especies (Brako & Zarucchi,
1993; Ulloa Ulloa et al., 2004)
Plantas de tipo herbáceas a veces de tipo arbusto o arbóreas
presentan hojas simples alternas dísticas con flores en tipo
inflorescencia compuestas el fruto que presenta esta familia es
cariopse rara vez utrículo o aquenio, siendo generos más
representativo de Arequipa son Festuca,
Familia Cactaceae
Familia originaria de las regiones tropicales, subtropicales y
templadas de América,. Habitan desde el nivel del mar hasta
los 4500 m en los Andes centrales de Perú y Chile (Barthlott y
Hunt, en Kubitzki, 1993).
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Esta familia presenta 111 géneros y 1500 especies (Stevens,
2001).
Son plantas crasas perennes que presenta tallos continuos o
articulados globosos ovoides cilíndricos planos angulosos con
costillas o mamelones no presenta hojas típicas, las flores son
comúnmente perfectas predominantemente solitarias que
pueden ser pequeñas o grandes el fruto es generalmente
carnoso en algunos géneros son secos y huecos
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IV. MATERIALES
a. De Campo
Frascos de plástico
Tapers de plástico
Bolsas herméticas
Alcohol 95%
Formol 10%
Cámara fotográfica
Redes de niebla
Parantes
Trampas de golpe
Avena
Sardina
Soguilla
Guantes
Jeringas
Esencia de vainilla
Cinta de agua
Bolsas de tela
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b. De Laboratorio
Tecnopor
Pinzas
Lupa
Estiletes
Tapers de plástico
Guantes
Cámara fotográfica
Regla
Vernier
Alcohol al 95%
Formol 10%
Alfileres
Bórax
Algodón
Alambre
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V. METODOLOGÍA
a. DE CAMPO
PECES
CAPTURA
Según el Instituto de Biodiversidad Tropical una de las forma de captura
apropiada para peces es la de redes tipo D o chinchorros, que son
utilizados en áreas de rabiones, remansos, entre la vegetación marginal,
cauce del río con hojarasca, piedras, arena, etc. Nosotros usamos esta
metodología de captura debido a que el cauce del rio de nuestra área de
muestreo era pedregoso.
FOTO N°1 .- Manipulación de la red tipo D o chinchorros (FUENTE: IBT)
Nosotros utilizamos una red fabricada artesanalmente en forma de saco o
bolsa (red de licra, en forma de bolsa). Esta red fue manipulada a
conveniencia, es decir, donde se veían cantidades regulares de individuos;
fue utilizada en afluentes de río, y arroyos grandes o pequeños.
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ANFIBIOS
CAPTURA
Según el Instituto de Biodiversidad Tropical una de las forma de captura de
anfibios es mediante registros de encuentros visuales (REV), está
metodología consiste en que dos o más personas caminan lentamente a lo
largo de un transecto y cuidadosamente buscan sobre el suelo, rocas,
hojas y en cuerpos de agua.
FIG. N° 5.- Colecta nocturna de ranas y sapos(Tomado de Casas-Andreu et
al. 1991)
La distancia efectiva para encontrar ranas visualmente es
aproximadamente de 1 a 3 metros a cada lado del transecto.
Nuestra captura fue manual, mediante búsqueda intensiva en zonas
húmedas y/o arroyos o charcos de correntada lenta, en horas del día y la
noche, buscando en agujeros o entre piedras para luego capturarlos
rápidamente por la espalda para evitar que salte e inmediatamente
someterlo
FOTO N° 2.- Captura manual de un anfibio (FUENTE: propia)
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Para capturar renacuajos, se utilizó frascos transparentes sumergiéndolos
y haciendo un arrastre en zonas con gran población de estos.
Los especímenes adultos fueron colocados en frascos con ventilación que
contenían agua del medio de donde fueron extraídos para evitar su
deshidratación.
FOTO N°3 .- Cuerpos de agua donde se observó renacuaajos(FUENTE: propia)
.
MUERTE
Según López (1998), el método para dar muerte al espécimen, se puede
dar de varios métodos, lo más práctico es recurrir a la utilización de
algunos analgésicos (por ejemplo éter, cloroformo, etc.) el cual se impregnaen un algodón y se coloca junto con el ejemplar en una campana de vidrio.
Nosotros dimos muerte a nuestro anfibio utilizando una inyección
hipodérmica con un analgésico (lidocaína). Esta inyección fue colocada
dentro del corazón o cerca de este. Solo se procedió a dar muerte a un
individuo adulto, dada la disminución de poblaciones de anfibios de sus
diferentes ecosistemas, tanto a nivel nacional y fundamentalmente de
nuestra localidad.
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FIJACIÓN
Según López (1998), el formol al 10% es el fijador por excelencia para
anfibios, en algunos casos se emplea el alcohol etílico al 70%. Al fin de
asegurar la fijación de los ejemplares, es necesario introducir el líquido
fijador en la cavidad corporal, miembros y cola; debe tenerse cuidado que
el fijador penetre y alcance todas las partes del cuerpo, además de cuidar
de no sobre inyectar. Los renacuajos pequeños deben ser fijados en formol
al 10 %, en ningún caso en alcohol etílico.
A nuestro espécimen se le inyectó formol al 10%, lo suficiente en la cavidad
corporal, miembros y cola procurando que se distribuya por todo el cuerpo
evitando la hinchazón del espécimen.Los renacuajos colectados fueron preservados con formol al 10% tal como
lo indica en la metodología.
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REPTILES
COLECTA
Según Aguirre, la captura de serpientes requiere de un procedimiento queconsiste en inmovilizar la cabeza. Primero se sujeta la cabeza con un
bastón herpetológico contra el suelo en un lugar firme y se toma de la parte
posterior de la cabeza con los dedos pulgar y medio, al mismo tiempo
colocando el dedo índice en la parte superior, con la otra mano se sujeta el
cuerpo.
FIG. N°6 .- Manipulación de una serpiente para inmovilizarla (Tomado de
Ferri 1992)
Posteriormente se deposita en una bolsa de tela introduciendo primero al
parte posterior (A), el saco debe torcerse (B), doblarse y amarrarse en el
extremo (C), es conveniente transportar la bolsa alejada del cuerpo.
FIG. N°7 .- Embolsado de una serpiente para transportarla (Tomado de
Knudsen 1972)
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Nosotros realizamos una búsqueda intensiva en lugares rocosos, laderas
de los cerros y los matorrales de la zona de estudio.
Para la colecta de especímenes de este grupo, el colector tuvo que tener
en cuenta las medidas de seguridad (guantes de cuero).Se tuvo en cuenta
para ofidios que estos se encontraban en el monte rivereño y cerca del rio
(según información consultada a los pobladores del lugar).
FOTO N°4 .- Captura manual de un ofidio (FUENTE: propia)
MUERTE
Según López (1998), se debe proceder a dar muerte a estos empleando un
método que permita que los especímenes queden completamenterelajados. Nuestros reptiles (ofidios) fueron muertos utilizando una
inyección hipodérmica con alcohol etílico al 70%. Esta inyección fue
colocada dentro del corazón o cerca de este.
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FIJACIÓN
Según López (1998), el formol al 10 % es el mejor fijador para reptiles.
También puede emplearse alcohol al 95%. Para nuestro espécimen se
utilizó formol 10%. Se inyectó lo suficiente en la cavidad corporal,
miembros y cola procurando que se distribuya por todo el cuerpo evitando
la hinchazón del espécimen.
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AVES
COLECTA
Según el Instituto de Biodiversidad Tropical, para la captura de aves se
utiliza redes de niebla, pero tomando una serie de criterios: Siempre debemos averiguar por donde ha entrado el individuo antes
de iniciar la extracción.
El método de extracción de patas primero es uno de los más
utilizados: La única desventaja es que requiere sostener las patas en
posición del fotógrafo.
Utilice suavemente los dedos de su otra mano para extender las
patas y dedos, y enrollar o deslizar la red fuera de los dedos y patascon los dedos.
FOTO N° 5.- Extracción de las patas de una red de niebla (FUENTE: IBT)
Una vez que las patas están libres continúe sosteniendo el ave en
esta posición e intente liberar las alas. Al golpear el ave contra la red
normalmente cierra las alas, por tanto es la muñeca del ave(
articulación carpal) la que más se atrapa en la red, al menos
parcialmente.
Nunca fuerce los filamentos sobre la articulación o hacia arriba de
los cañones de las plumas. Esto puede ocasionar daños al tejido o
las plumas.
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Seguidamente debemos sacar la cabeza. Generalmente es fácil
sacar los filamentos alrededor de la cabeza, pero se necesita un
poco de experiencia para dominar el método.
Debemos encontrar la abertura por donde el ave introdujo la cabeza.
Una vez localizado, sostenga el ave por el cuerpo, con la mano libre,
enganchada la red y sáquela por encima de la cabeza del ave.
FIG. N° 8.- La forma correcta de sacar la cabeza de una red de niebla
(Tomado de IBT)
Nosotros también usamos redes de niebla ya que es un método para la
captura de especímenes vivos, para ellos se utilizó redes de mallado fino,
de 12 m. x 2 m., de tal manera que no sean percibidas cuando están
extendidas.
Fueron colocadas en el monte ribereño y donde se percibió mayor
actividad de aves (de acuerdo a la salida de campo dereconocimiento), entre árboles altos y sembríos a diferentes alturas,
etc.
Esta red se colocó con parantes de metal, sujetado por drisas de
rafia, soguilla o cordeles. La malla fue colocada de una manera no
muy tensa, formando bolsas entre las guías, para asegurar la
captura de las aves.
Para extraer al ave de la trampa se procedió con mucho cuidado. Enel caso de la red se debe tomar al ave por la espalda y luego
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MAMIFEROS
COLECTA
Según Chani (1992), la captura viva por medio de trampas: generalmente
se colocan alineadas, a la misma distancia mantenidas en condiciones defuncionar.
Deben revisarse dos veces al día (noche y mañana).
Anotación de datos: No. de trampas utilizadas, superficie o longitud
cubierta; No. de animales capturados, identificación de las especies, sexos,
etapas de crecimiento.
Características del suelo, flora, clima de la región. En el caso de los
pequeños mamíferos (roedores miomorfos, caviomorfos y marsupiales
pequeños (Monodelphis sp., Thylamys sp., Marmosa sp.), los modelos mas
conocidos de trampa son: Trampa jaula, modelo Kunz-Massoia- Forne,
Sherman, Tomahawk y Havarhard. Las trampas jaula están construidas
con alambre y pueden adquirirse en ferreterías para la captura de ratas y
ratones.
FIG. N°9 .- Trampa de golpe para roedores (Tomado de Chani)
Tipos de cebos.- Hay tres tipos de cebo basados en la comida deomnívoros, herbívoros y carnívoros. También pueden ser útiles los cebos a
base de secreciones sexuales. No existen hasta el presente una base seria
para su aplicación en la fauna neotropical.
Cebos para carnívoros: se usan cebos vivos o animales muertos o
trozos de carne.
Cebos para herbívoros: pastas hechas con avena arrollada, harina
de maíz y agua.
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Cebos para omnívoros: se preparan en forma de pastas,
compuestas por avena arrollada, harina de maíz, miel, pasas de uva,
pasta de maní, semillas varias, grasas y carne cruda desmenuzada.
Otros cebos: pueden ser frutas, una secreción glandular, etc. los
cuales resultan muy atractivos y hasta irresistibles. Otros pueden ser
la sal (en zonas tropicales húmedas donde generalmente escasea) y
en particular agua, sobre todo en períodos de sequía (si se trabaja
en zonas áridas o semiáridas).
FOTO N°7 .- Preparación del cebo en campo (FUENTE: propia)
Reglas básicas para el manejo de trampas
1- Para preparar los cebos se debe cuidar de dejar rastros de olores
(tabaco, perfumes). Es recomendable refregarse las manos con
pasto y hojas del ambiente.
2- Las trampas deberán estar limpias al momento de ser utilizadas (El
lavado debe hacerse con agua solamente).
3- Las trampas deben colocarse lo más alejadas posible del lugar
donde se ha pisado. Los animales evitan el rastro de olor dejado por
el operador.
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4- Se puede utilizar el cebo para marcar el rastro que conduzca a la
trampa.
5- Las trampas deben tener perfectamente accionado el trabado para
evitar su cierre antes que ingrese en animal.
6- Se puede utilizar (en el caso de los animales cazadores) animales
vivos colocados en jaulas más pequeñas dentro de la trampa
(ratones, cobayos, aves, coleópteros, arañas, etc.). Al animal cebo,
se le debe colocar agua y comida para evitar la muerte. Un animal
vivo produce mayor cantidad de olores.
7- Se debe renovar el cebo diariamente para evitar que pierda su
atractivo.
8- Cómo mínimo se deben colocar 20 trampas.
9- Deben ser controladas por la sensibilidad de su mecanismo.10- Cualquier modelo de trampa es perfectible, se puede innovar
utilizando ingenio.
Nosotros aplicamos lo siguiente:
Utilizamos trampas de golpe de metal. Estas trampas contuvieron un
cebo, el cual consistía en una mezcla de avena, atún y esencia de
vainilla, para que el animal sea atraído. Fueron colocadas en los
márgenes de los cultivos, monte ribereño, laderas rocosas de los
cerros; sujetas a rocas o árboles, para que de esta manera no
puedan ser removidas. Las trampas fueron colocadas en las
primeras horas de la tarde y en la noche.
FOTO N°8 .- Colocación de las trampas de golpe en monte ribereño(FUENTE: propia)
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Se procesaron inmediatamente los individuos capturados, debido a
que estos fueron encontrados ya muertos.
MUERTE
Todos los individuos capturados cayeron en las trampas de golpe y fueron
colectados de éstos totalmente muertos.
FOTO N° 9.- Mamífero atrapado en la trampa de golpe N 43, en monte
ribereño (FUENTE: propia)
FIJACIÓN
Se utilizó formol al 10 %. Se inyecto lo suficiente en la cavidad corporal,
miembros y cola procurando que se distribuya por todo el cuerpo evitando
la hinchazón del espécimen.
FOTO N° 10.- Fijando al roedor con formol al 10% (FUENTE: propia)
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b) COLOCACIÓN DE LAS TRAMPAS
Mapa N° 4.- Distribución de las trampas de roedores, posas de
renacuajos redes de niebla y captura de anfibios de la Área de muestreo1.
Leyenda de Mapa N° 4
Área de captura de anfibios
Redes de niebla
Trampas de golpe
Posas de renacuajos
Campamento
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Mapa N° 6.- Distribución de las trampas de golpe, posas de renacuajos y
redes de niebla de la Área de muestreo 2.
Leyenda de Mapa N° 6
Posas de renacuajos
Redes de niebla
Trampas de golpe
Campamento
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c) SALIDAS DE CAMPO
SALIDA PRELIMINAR
Se realizó la salida preliminar a campo el día domingo 25 de abril
para el reconocimiento del lugar y así poder establecer en que zonas
debemos poner las redes de niebla y las trampas de golpe. Se partió
a las 7:00 am de la Universidad (área de biomédicas).
Hacia la plaza de Quequeña se llegó a las 8:30 am, caminamos por
las chacras aledañas al río Sogay; estableciendo cuales serían
nuestros puntos de muestreo para nuestras salidas de campo
próximas.
FOTO N° 11.- Chacras aledañas al río Sogay (Fuente: Propia)
En la salida de reconocimiento nos percatamos que el cauce del río
era pedrogosoy el agua que discurre por este era escasa en algunos
trayectos por lo que presumimos que no habría peces.
FOTO N°12 .- Parte del río Sogay (Fuente: Propia)
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PRIMERA SALIDA
Se realizó la primera salida de campo el día viernes 08 de mayo. Se
partió a las 6:00 pm de la Universidad (área de biomédicas) hacia el
primer punto de muestreo establecido en la salida preliminar;
pasamos por la plaza de Quequeña a las 8:00 pm. Se procedió a
poner el campamento a las 8:30 pm, de ahí como lo indica en la
metodología ya mencionada anteriormente se preparó el cebo y se
distribuyó las trampas de golpe.
FOTO N°13.- Verificando que las trampas sean funcionales (Fuente:
Propia)
Se colocaron las redes de niebla a las 4 am cada 1 hora
revisábamos si alguna ave había quedado atrapada; las redes de
niebla solo estuvieron por un lapso de 12 horas.
FOTO N°14.- Desenredando las redes de niebla (Fuente: Propia)
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Para las tres salidas de campo siguiente, las metodologías utilizadas son las
mismas por lo que obviamos volver a redactarlas, posteriormente en los
resultados se indicaran en que salidas se encontraron los especímenes
correspondientes.
FOTO N°15.- Desenredando las redes de niebla (Fuente: Propia)
FOTO N°16.- Desenredando las redes de niebla (Fuente: Propia)
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d) DE LABORATORIO
Para el trabajo en laboratorio se hizo uso del manual de López et. al,
1998. Adaptándolo a nuestros requerimientos y especímenes de trabajo.
FOTO N°17.- Trabajo de gabinete (Fuente: Propia)
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ANFIBIOS
MUERTE.- En campo
FIJACIÓN.- En campo
PRESERVACIÓN
Se preservó con alcohol al 96% , solo se preservó un individuo adulto, dada
la disminución de poblaciones de anfibios de sus diferentes ecosistemas,
tanto a nivel nacional y fundamentalmente de nuestra localidad.
LIMPIEZA
Luego de vaciar el contenido de las glándulas falsas parótidas se procedió al
lavado de los especímenes con abundante agua y jabón.
PREPARACIÓN
El espécimen fue colocado en una posición adecuada para endurecerse. Se
le colocó en un recipiente de fondo plano y entre dos capas de papel mojadoscon fijador,
Luego se añadió fijador al recipiente (hasta 1 cm. de altura por sobre su
superficie dorsal). López et al., 1998
El anfibio fue colocado en posición ventral con los miembros libres.
FOTO N°18.- Rhinella en estado de relajación (Fuente: Propia)
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ALMACENAJE:
El individuo fue guardado con alcohol al 96 % (etanol). Fue colocado en un
recipiente de polietileno transparente apropiado. (López et al., 1998)
FOTO N°19.- Rhinella almacenado con alcohol al 96%(Fuente: Propia)
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REPTILES
MUERTE.- En campo
FIJACIÓN.- En campo
PRESERVACIÓN
De nuestros dos especímenes e uno preservó con alcohol al 96%. Para evitar
su endurecimiento y el otro debido a su estado se tuvo que preservar en
formol al 10%.
LIMPIEZA:
Se procedió al lavado de los especímenes con agua y jabón.
FOTO N°.20- Limpieza del ofidio (Fuente: Propia)
PREPARACIÓN
El espécimen fue colocado en una posición adecuada para endurecerse. Se
colocó en un recipiente de fondo plano y se añadió fijador al recipiente (hasta
1 cm. de altura por sobre su superficie dorsal). Un ofidio fue colocado en
posición ventral con la cola extendida. (López et al., 1998)
FOTO N°21.- Ofidio fijado en estado de relajación (Fuente: Propia)
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ALMACENAJE:
Uno de los ofidios fue guardado con alcohol al 96 % (etanol) y colocado en
un recipiente de polietileno transparente apropiado. (López et al., 1998)
FOTO N°22.- Ofidio almacenado con alcohol al 96%(Fuente: Propia)
Y el individuo que estaba en mal estado tuvo que ser almacenado en formol y
colocado en un recipiente de polietileno transparente apropiado. (López et al.,
1998)
FOTO N°23.- Restos de ofidio almacenado con formol al 10%(Fuente: Propia)
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AVES
MUERTE.- En campo
FIJACIÓN.- En campo
PRESERVACIÓN
Cuatro de nuestros especímenes se preservaron con alcohol al 96%. Para
evitar su endurecimiento y el otro se moteo en campo por lo que no se
preservó
LIMPIEZA:
Se procedió al lavado de los especímenes con agua y jabón.
PRESERVACIÓN:
Algunos especímenes debido a su tamaño (pequeños) fueron colocados en
algodón y alcohol etílico al 96% en recipientes transparentes de polietileno
sumergidos totalmente, para garantizar el no deterioro de las partes deimportancia taxonómica.
FOTO N°24.- Ave preservada con alcohol al 96%(Fuente: Propia)
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MAMÍFEROS
MUERTE.- En campo
FIJACIÓN.- En campo
PRESERVACIÓN.- Un espécimen se preservó con formol al 96%.
PREPARACIÓN DE LA PIEL DE MAMÍFEROS PEQUEÑOS:
Se realizó la preparación de piel de dos de los individuos capturados. No
todos los especímenes colectados fueron preparados para colección de
museo. El otro espécimen al que no se pudo preparar la piel se le fijo con
formol al 10 % y se le preservó momificado.
Se hizo una incisión en la línea media del abdomen, cerca de los órganos
genitourinarios hasta cerca del esternón además se hicieron cortes
adicionales para facilitar la extracción. Se separó la piel alrededor de la
incisión y se extrajeron los órganos internos. Luego se procedió a extraer el
cráneo y retirar la masa cefálica.
FOTO N°25.-Disección de roedor (Fuente: Propia)
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Posteriormente se realizó varios lavados en agua para quitar manchas de
sangre y restos que no son de importancia. La extracción de músculos y
huesos se hizo de forma rápida sin dañar la piel. Una vez obtenida la piel libre
se hizo el lavado nuevamente para desechar cualquier resto adherido a la
piel.
FOTO N°26 .- Extracción de vísceras del roedor (Fuente: Propia.)
Para el relleno y costura se utilizó algodón, aguja, hilo, alambre y pañosabsorbentes para retirar el exceso de agua, se empezó por la cola
introduciendo el alambre de forma paralela a la columna del roedor hasta la
cabeza, luego se procedió a rellenar con algodón desde la cabeza hasta la
parte del abdomen, dándole la forma original al individuo.
FOTO N°27 .- Introduciendo algodón en la piel del roedor (Fuente: Propia.)
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Una vez rellenado se cose la piel siguiendo los surcos trazados por el corte y
uniendo ambas partes se da la forma final, uniendo las extremidades
separadas y colocando el pelo perdido durante la limpieza. (López et al .,
1998)
FOTO N°28 .- Cociendo la piel del roedor (Fuente: Propia.)
Para el montaje se hizo uso de alfileres y marbetes. El espécimen fue
colocado en posición ventral sobre una plancha de tecnopor, las patas
delanteras por debajo y a los lados de la cabeza, y fueron fijadas con alfileres,
las posteriores hacia atrás y junto a la cola, estirándolas siguiendo el eje del
cuerpo, se hizo uso de alfileres para mantener la posición deseada.
El marbete fue amarrado en la pata derecha y llenado con los datos que a
continuación se detallan:
FIG. N° 10.- Modelo de Marbete para roedores (Fuente: Claves Morales)
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PREPARACIÓN DEL CRÁNEO
Se procede a limpiar el cráneo remojado en agua de 12 a 24 horas y luego se
limpia cuidadosamente retirando la masa encefálica. Seguidamente se coloca
el cráneo en agua oxigenada para que blanquee, luego se le deja secar para
posteriormente ser guardado. (López et al ., 1998).
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VI. RESULTADOS
DETERMINAR LAS ESPECIES DE VERTEBRADOS PRESENTES EN
YARABAMBA Y QUEQUEÑA
A. ANFIBIOS
1. Bufo sp inu losus (Wiegmann)
Ubicación Taxonómica (Kardong, 1999)
Reino: Animalia
Subreino: Eumetazoa
Infrareino: Bilateria
Rama: Deuterostomia
Cohorte: Eucelomata
Grado: Enteroceles
Phylum: Chordata
Subphylum: Vertebrata
Superclase: Gnatostomata
Clase: Anf ib ios
Subclase: Lisanfibios
Orden: Salientios
Suborden: Procoela
Familia: Bufonidae
Género: Rhinella
Especie: R. spinulosa (Wiegmann)
Nombre VulgarSapo. Sapo Andino.
Descripción
Sapos de cuerpos robustos con patas anteriores cortas,
tetradáctilas, carentes de membranas interdigitales en contraste
con las extremidades posteriores de mayor longitud, pentadáctila
y con membranas interdigitales, con notorio desarrollo enlongitud del 4º dedo respecto a los demás. Tubérculos
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metacarpianos y metatarsianos notorios, los internos más
desarrollados en tamaño que los externos. Superficie dorsal
cubierta densamente de espinas y verrugas, con prominentes
glándulas parótidas postoculares. Anteriormente las espinas son
mucho más numerosas que las verrugas, disminuyendo
progresivamente hacia atrás, donde hay predominancia de
verrugas provistas de espinas (de 4 a 8 por verruga). Superficie
ventral conspicuamente más clara que el dorso, carente de
espinas y verrugas. Posteriormente se forman acúmulos
sanguíneos, dándole al vientre y segmento proximal de las patas
posteriores una coloración rojiza. Coloración general verde
amarillento o verde oliváceo, con diagrama oscuro en el dorso,
parcialmente simétrico respecto al plano axial. Rostroredondeado anteriormente, con coloración oscura alrededor de
las narinas; presencia de una línea vertebral clara y continua.
Hembras de coloración verde amarillento de aspecto más
robusto y de mayor tamaño que los machos, los que presentan
coloración verde oliváceo, con menor tamaño y aspecto más
verrugoso que las hembras, con prominentes sacos vocales
importantes durante la época reproductiva.
FOTO N°29.- R. spinulosa (Fuente: Propia.)
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Coloración general del cuerpo verde oliváceo con moteados
negruzcos, dispuestos indistintamente en la superficie dorsal. Ojos
negros convexos, debido a que el globo ocular está parcialmente
fuera de su órbita; ubicado uno cerca de otro tomando una ubicación
frontal. La diferenciación sexual es relativa en cuanto a coloración,
sin embargo, se puede generalizar que las hembras presentan
brazos delgados a diferencia de los machos que tienen tanto el
brazo como el antebrazo robustos, además de poseer formaciones a
manera de espinas en pecho, garganta y metacarpo.
FOTO N°30.- T. arequipensis (Fuente: Propia.)
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B. REPTILES
1. Tachymenes peruviana ( Wiegmann, 1836)
Reino: Animalia
Subreino: Eumetazoa
Infrareino: Bilateria
Rama: Deuterostomia
Cohorte: Eucelomata
Grado: Enteroceles
Phylum: Chordata
Subphylum: Vertebrata
Superclase: Gnatostomata
Clase: Repti les
Orden: Squamata
Familia: Dipsadidae
Género: Tachymenis
Especie: T. peruviana
Nombre Vulgar
Culebra andina, culebra de cola corta.
Descripción
Culebra de cola corta, es de amplia distribución en la ladera
occidental de los andes de chile y Perú. Es una animal relativamente
corto alcanzando hasta 550mm. Hay 145 placas ventrales y 41 placascaudales. El cuerpo es cilíndrico, más engrosado en la parte media
donde hay 19 corridas de escamas dorales.
La cabeza es pequeña, algo aplanada, los ojos poseen pupila sub
elíptica. La boca posee dientes maxilares y mandibulares, siendo el
último par superior un “diente de veneno” alargado, dándole una
condición opistoglifa. Las escamas supra labiales son siete; las infra
labiales son nueve. El color es amarillento grisáceo, con la cabezamás oscura. Dos cintas más oscuras recorren la cabeza y el cuello.
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Hay una banda media dorsal más clara, con manchas laterales a lo
largo del cuerpo. El vientre es más claro, de tono amarillento, donde
cada placa ventral lleva manchas oscuras en sus extremos. La
reproducción es vivípara, con desarrollo de los embriones en la época
invernal y cuya gestación dura de dos a tres meses, siendo capaces
de producir hasta 8 hijuelos.
Esta culebra es sin duda la más abundante en la región alta del
departamento. La hemos encontrado en la región de Arequipa,
Chiguata, salinas, Sumbay, Chuquibamba, etc. Habita lugares
relativamente secos, en comparación con las especies de Dromicus
que prefieren sectores húmedos. Es posible encontrarla en las
mismas áreas donde existe Liolaemus multiformis.
FOTO N°31.- T. peruviana (Fuente: Propia.)
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2. Pyrocephalus rubinu s (Boddaert, 1783)
Clase: Aves
Orden: Passeriformes
Familia: TyrannidaeGénero: Pyrocephalus
Especie: Pyrocephalus rubinus (Boddaert, 1783)
Nombre común: mosquetero bermellón (turtupilín)
Descripción
Tamaño de 14,5-15 cm. Abdomen inferior de la hembra rosáceo en lavertiente oeste, a menudo más extensamente rojo en ardens. Región
anal de la hembra rubinus teñida de forma limitada con amarillo o
anaranjado claro. Juvenil escamado anteado claro por encima y también
con coloreado borroso en la región anal (usualmente amarillo).macho
inmaduro similar a la hembra, pero plumaje moteado de rojo.
FOTO N°33- Pyrocephalus rubinus (Fuente: Propia.)
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3. Turdus chiguanco ( Lafresnaye & d'Orbigny, 1837)
Clase: Aves
Orden: Passeriformes
Familia: Turdidae
Género: TurdusEspecie: Turdus chiguanco (d’Orbigny & Lafresnaye, 1837)
Nombre común: zorzal chiguanco
Descripción
Tamaño de 25-27,5 cm, gris-marrón apagado, similar al grande en
apariencia y comportamiento, pero más pequeño y claro que el
extendido gigantodes (mucho más claro que la subespecie ockendeni
en el sureste); no tiene periocular claro como el macho del Grande.
FOTO N°34- Turdus chiguanco (Fuente: Propia.)
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4. Muscisax icola macul i rost r is ( d'Orbigny & Lafresnaye, 1837)
Clase: Aves
Orden: Passeriformes
Familia: Tyrannidae
Género: MuscisaxicolaEspecie: Muscisaxicola maculirostris (d’Orbigny & Lafresnaye, 1837)
Nombre común: dormilona chica
Descripción
Pequeña, 15 cm, con base dela mandíbula clara; marrón por encima,
con barras alares pobremente definidas, y listado del pecho descolorido.
FOTO N°35- Muscisaxicola maculirostris (Fuente: Propia.)
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5. Rhodopis vesper (Lesson, 1829)
Clase: Aves
Orden: Caprimulgiformes
Familia: Trochilidae
Género: RhodopisEspecie: Rhodopis vesper (Lesson, 1829)
Nombre común: colibrí del oasis
Descripción
Colibrí mediano, macho 12,5-13,5 cm hembra 11-11,5 cm, pico 3cm, de
colores sencillos, con pico largo y curvo; macho también con cola larga y
delgada. Rabadilla leonada. Los individuos de las poblaciones del norte
son más pequeños, más blancos por debajo, y con rabadilla clara menos
prominente (koepckeae).
FOTO N°36- Rhodopis vesper (Fuente: Propia.)
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6. Thraupis bonar iens is (Gmelin, 1789)
Clase: Aves
Orden: Passeriformes
Familia: Thraupidae
Género: ThraupisEspecie: Thraupis bonariensis (Gmelin, 1789)
Nombre común: tagara de azul y amarilla
Descripción
De 17 -18 cm, adultos distintivos; con rabadilla amarilla contrastante.
Juveniles más opacos con coloración azul grisácea en la cabeza y alas.
FOTO N°37- Thraupis bonariensis (Fuente: Propia.)
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7. Zenaida auriculata Des Murs
Clase: Aves
Orden: Columbiformes
Familia: Columbidae
Género: Zenaida Especie: Zenaida auriculata (Des Murs, 1847)
Nombre común: tórtola orejuda
Descripción
25,5-26 cm, forma esbelta, cola larga y moteado negro en las alas y el
cuello. Más grandes y de cola más larga que las tortolitas
FOTO N°38- Zenaida auriculata (Fuente: Propia.)
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8. Metrioela melan op tera
Clase: Aves
Orden: Columbiformes
Familia: Columbidae
Género: MetriopeliaEspecie: Metriopelia melanoptera (Molina, 1782)
Nombre común: tortolita de ala negra
Descripción
De medidas 21-23 cm, plumaje de color parduzco, cola relativamente
larga y oscura (sin blanco), pequeña área de piel desnuda debajo de ojo,
y pequeña área blanquecina en el borde de atanque del ala (la parte
más interna de las coberteras alares menores).
FOTO N°40- Metriopelia melanoptera (Fuente: Propia.)
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9. Thaumastu ra cora
Clase: Aves
Orden: Caprimulgiformes
Familia: Trochilidae
Género: Thaumastura Especie: Thaumastura cora. (Lesson, 1827)
Nombre común: Colibrí de cora
Descripción
Macho 13-15 cm, hembras 7-7,5 cm, pico 1,2 cm. Pequeño cola larga y
blanca distintiva en el macho (formada por el par de timoneras contiguas
al par central).
FOTO N°41 Thaumastura cora (Fuente: Propia.)
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10. Trogod ythes aedon
Clase: Aves
Orden: Passeriformes
Familia: Troglodytidae
Género: TroglodytesEspecie: Troglodytes aedon (Vieillot, 1809)
Nombre común: cucarachero común
Descripción
Pequeño 12-12,5 cm, marrón con expresiva cola que frecuentemente
mantiene levantada; por lo demás bastante llano, con barras en alas y
cola. Color variables anteado por debajo, aunque consiste una
considerable variación individual de color.
FOTO N°42- Troglodytes aedon (Fuente: Propia.)
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11. Falco sparverius
Clase: Aves
Orden: Falconiformes
Familia: Falconidae
Género: FalcoEspecie: Falco sparverius (Linnaeus, 1758)
Nombre común: cernícalo americano
Descripción
De medidas 27-30 cm; env. al. 52-61 cm. Presenta color rojizo en las
plumas de la cola, diseño facial ornamentado, con corona gris y líneas
negras delgadas en la cara. El macho tiene alas azul gris, espalda rojiza
con ancha banda subterminal negra; parte ventral de color canela claro,
con moteado variado. Las alas, la espalda y la cola de la hembra son de
color rojizo –marrón, con barrado negro. Juveniles similares al plumaje
del adulto respectivo.
FOTO N°43- Falco sparverius (Fuente: Propia.)
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12. Pardiral lus sangu inolentus
Clase: Aves
Orden: Gruiformes
Familia: Rallidae
Género: PardirallusEspecie: Pardirallus sanguinolentus (Swainson, 1838)
Nombre común: Rascón plomizo
Descripción
De medidas 28-30 cm, el inmaduro detschudii es más marrón apagado,
distribuido uniformemente en su plumaje. A temprana edad el pico toma
algo de color; ningún otro rascón de pico largo es previsible en pantanos
andinos. Los inmaduros de simonsi aparentemente tienen pecho gris,
similar a los adultos pero más claro.
FOTO N°44- Pardirallus sanguinolentus (Fuente: Propia.)
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13.Zenaida melódica
Clase: Aves
Orden: Columbiformes
Familia: Columbidae
Género: ZenaidaEspecie: Zenaida melodica (Tschudi, 1843)
Nombre común: Tórtola melódica (cuculí)
Descripción
Grande 28,5 – 31 cm, robusta (casi del tamaño de una paloma), con un
parche blanco prominente en las coberteras alares (especialmente visible
en el vuelo). Piel facial azul.
FOTO N°45- Zenaida melodica (Fuente: Propia.)
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14.Colum bina cruziana (Prévost)
Clase: Aves
Orden: Columbiformes
Familia: Columbidae
Género: Metriopelia
Especie: Metriopelia melanoptera (Molina, 1782)
Nombre Vulgar
Tortola de pico amarillo. Tortolita peruana.
Descripción
Macho: Tortolita pequeña con cara, corona y nuca grises, pico de base
amarillo-anaranjado y negro en la punta, coloración general grisácea;parte dorsal gris que llega hasta la cola, las rectrices externas de
coloración negras en sus partes distales mientras que las centrales son
de color gris al igual que la base de toda la cola, vistas ventralmente;
alas grises con manchas negruzcas y con barra color marrón-rojizo con
las remiges negruzcas, patas rojizas; pecho de color café tenue y vientre
de color blanquecino. Externas de coloración negra. Pico de base
amarillo-anaranjado y negro en la punta. Alas con barra color marrón-rojizo.
FOTO N°46- Metriopelia melanoptera (Fuente: Propia.)
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15.Zonotr ich ia capensis (Lesson)
Clase: Aves
Orden: Passeriformes
Familia: Emberizidae
Género: Zonotrichia
Especie: Zonotrichia capensis (Muller, 1776)
Nombre Vulgar
Tanka. Pichitanka. Chingolo. Gorrión americano, gorrión de collar rufo
(pichisanka)
Descripción
Pequeño gorrión, cabeza rayada con fondo gris, línea pileal lateral,línea ocular negras y línea infraocular que separa la mejilla de la
garganta, corona forma una cresta de plumas eréctil es de color gris
negro, mentón y garganta blanquecinos, pico corto y cónico de color gris,
nuca y partes laterales de cuello, superficie dorsal pardo con estrías
negruscas, rabadilla gris pardusca, pecho y vientre blanco humo, parche
negro alado de otro parche rojizo a los lados del pecho, flancos y lados
parduscos, alas gris oscuras a pardas con dos gruesas barras blancas,cola larga y angosta de coloración parda gris oscura, patas rosadas.
FOTO N°47- Zonotrichia capensis (Fuente: Propia.)
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D. MAMIFEROS
1. Phyl lot is magister (Thomas)
Clas e: Mamíferos
Orden: Rodentia
Familia: MuridaeSubfamilia Sigmodontinae
Género: Phyllotis
Especie: Phyllotis magister Thomas
Nombre Vulgar
Raton orejudo.
Descripción
Color ventral blanco puro o blanco ahumado siempre con el extremo de
la cola con pincel de pelos bien desarrollado, hilera molar superior mayor
de 5,4 mm, con parche de pelos en el pecho de color pardo rojizo.
FOTO N°48- Phyllotis magister (Fuente: Propia.)
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ASPECTO BIOLÓGICO
A. MORFOMETRÍA DE ANFIBIOS, REPTILES Y MAMÍFEROS
Se tomaron las medidas biométricas según el instituto de biodiversidad tropical
FOTO N°49 .- Manipulando a uno de los anfibios capturados (Fuente: Propia.)
Rhinella spinulosus
N° SEXO C mm CCmm
LBmm
LPmm
DBmm
DPmm
AC=H LC=V1 Hembra 21,7 18,4 52,6 26,6 57,7 13,2 39
2 Macho 32,3 27,1 88,3 54,7 112,6 14,5 43
3 Hembra 35,1 29,6 83,4 60,9 128,2 25,3 43,8
4 Macho 35 29,7 79,89 57,3 116,7 19 42,99
5 Macho 33,2 29,6 80,78 43,72 107,08 17,6 39,82
6 Macho 32,44 27,3 76,8 48,32 101,76 18 41,8
7 Hembra 35,40 28,24 83,02 56,08 112,96 15 44,8
8 Macho 32,5 30,16 84,6 50,5 103,98 14,8 36,7
9 Hembra 33,7 25,4 75,98 44,42 95,1 16 33,7
10 Hembra 29,3 23,08 69 41 82,1 14,7 32
11 Hembra 30,82 25,4 80,9 41,2 86,2 16,3 32,512 Hembra 29 24,5 57,8 39 88,32 14,2 29
13 Hembra 23,4 19,7 49,3 23,8 53,64 13,9 38,7
14 Macho 33,6 27,6 75,72 53 110,01 15 38,2
15 Macho 34,8 28.7 81.3 59,8 126,7 24,6 42,9
Telmatobius arequipensis
N° Sexo C mm CCmm
EAD EPD DEAD DEPD
H V
1 Juvenil 14,4 18,5 40,3 23,9 59,3
Abreviatura Descripción
LP Longitud de pierna
LB Longitud de brazo
LHC Longitud hocico cloaca
AC Ancho de la cabeza
LC Largo de la cabeza
DB Dedo del brazo
DP Dedo de la pierna
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FOTO N°50 .- Midiendo la longitud de hocico - cloaca a uno de los anfibios
capturados (Fuente: Propia.)
FOTO N°51 .- Midiendo la longitud de la pierna a uno de los anfibios
capturados (Fuente: Propia.)
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B. MORFOMETRÍA DE REPTILES
Se tomaron las medidas biométricas según Aguirre , Métodos de
estimación, captura y contención de anfibios y reptiles.
FIG N°11.- Medidas biométricas de serpientes (a) Longitud hocico –
cloaca, (b) longitud cola, (c) longitud total (modificado de Casa – Andreu
y McCoy 1979)
FOTO N°52 .- Midiendo la longitud total del ofidio (Fuente: Propia.)
ASPECTOS MEDIDAS
Longitud hocico- cloaca 25.9 cm
Longitud cola 6.6 cm
Longitud total 32.5 cm
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C. MORFOMETRÍA DE MAMÍFEROS
MEDIDAS CORPORALES (MORFOMETRICAS) EN PEQUEÑOS MAMÍFEROS
MEDIDAS
MORFOMETRICAS
Especimen 1
(cm)
Especimen 2
(cm)
Especimen 3
(cm)
Longitud total (LT)cabeza + cuerpo +
cola17,3 31 16,5
Longitud de la cola(LC)
10,1 13,5 5,5
Longitud de la oreja(LO)
1 2,3 2,1
Longitud de la pataposterior (LP)
2,1 2,5 2,3
FOTO N°53 .- Midiendo la longitud total del roedor (Fuente: Propia.)
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D. MEDIDAS DE CRANEOS
MEDIDAS DEL CRÁNEO PARADETERMINACIÓN DE ROEDORES
ESPECIE 1 (mm) ESPECIE 2 (mm)
Longitud basal (LBA) 30 22
Longitud basilar (LB) 25 15
Longitud del paladar (LP) 9 7,3
Longitud del diastema (LD) 4,62 3,18
Longitud craneal post-palatina (LCP) 16 12,33
Longitud de la línea molar (LLM) 5.39 3,88
Longitud del foramen incisivo (LFI) 3 1,48
Longitud palatina A (LPA) 8,15 5,05
Longitud palatina B (LPB) 2,86 2,58
Ancho de la fosa Mesopterigoidea (AFM) 2,02 1,29
Anchura maxilar (AMX) 6,77 4,73
Longitud de la porción timpánica de la bullaauditiva (LBU)
5,50 4,70
Anchura rostral (AR) 5,15 4,54
Longitud de la constricción inter-orbital (LCI) 4,02 4,39
Longitud mayor del cráneo (LMC) 36 29,36
Longitud nasal (LN) 14,71 9,04
Longitud rostral (LR) 13,44 8,82
Anchura mastoidea (AM) 11,38 8,97
Anchura cigomática (AC) 16,58 12,66
Altura rostral (ALR) 5,90 4,33
Altura craneal (ALC) 11,87 9,36
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FOTO N°54 .- Midiendo cráneo de roedor (Fuente: Propia.)
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ASPECTOS ECOLÓGICOS
A. LA DISTRIBUCIÓN POR CAMPOS VITALES
Se distinguieron Campos vitales basado en la presencia de las
diferentes especies de vertebrados con respecto a las características del
espacio físico donde fueron observados; y no con respecto a la
cobertura vegetal u otros factores ambientales
Monte ribereño (MR): Vegetación arbórea que se desarrolla
en los márgenes de los cursos de agua.
Campo aéreo (AIR): Espacio sobre el suelo donde se observaron
vertebrados sobre el área muestral.
Zona agrícola: Área alterada producto de las actividades
humanas.
Cuerpos de agua: Pozo o estanque, laguna, riachuelo, río.
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DistribuciónMonteribereño
Campoaéreo
Área decultivo
Cuerpos deagua
TyrannidaeElaenia albiceps x
Pyrocephalus rubinus XMuscisaxicolamaculirostris
x X x
EmberizidaeZonotrichia capensis x x xCol umbidaeZenaida auriculata x XZenaida melódica x XMetrioela melanoptera x XColumbina cruziana X
TurdidaeTurdus chiguanco XTrochilidaeRhodopis vesper x XThaumastura cora x XThraupidaeThraupis bonariensis x XTroglodytidaeTrogodythes aedon x XFalconidaeFalco sparverius x x X
RallidaePardirallus sanguinolentus x xMuridaePhyllotis magister x xDipsadidae Tachymenis peruviana x xBufonidae Rhinella spinulosa x xLeptodactylidae Telmatobius arequipensis x x
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B. ABUNDANCIA
Abundancia relativa aves Ab Co Fr Es Ra
TyrannidaeElaenia albiceps XPyrocephalus rubinus XMuscisaxicola maculirostris X
EmberizidaeZonotrichia capensis x
Col umbidaeZenaida auriculata XZenaida melódica X
Metrioela melanoptera XColumbina cruziana XTurdidaeTurdus chiguanco XTrochilidaeRhodopis vesper XThaumastura cora XThraupidaeThraupis bonariensis XTroglodytidae
Trogodythes aedon XFalconidaeFalco sparverius XRallidaePardirallus sanguinolentus X
Abundancia relativa anfibios Ab Co Fr Es Ra
Bufonidae
Rhinella spinulosa xLeptodactylidae Telmatobius arequipensis x
Abundancia relativa reptiles Ab Co Fr Es Ra
DipsadidaeTachymenis peruviana x
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Abundancia relativaN° de individuos
TyrannidaeElaenia albiceps 8Pyrocephalus rubinus 11
Muscisaxicola maculirostris 29
emberizidae
Zonotrichia capensis 42Columbidae Zenaida auriculata 34Zenaida melódica 29Metrioela melanoptera 37Columbina cruziana 51
TurdidaeTurdus chiguanco 63
TrochilidaeRhodopis vesper 47
Thaumastura cora 45
ThraupidaeThraupis bonariensis 6
TroglodytidaeTrogodythes aedon 25
Falconidae
Falco sparverius 2RallidaePardirallus sanguinolentus 9
Abundancia relativa mamiferos Ab Co Fr Es Ra
MuridaePhyllotis magister x
La abundancia relativa presenta las siguientes particularidades:
De las 15 especies de aves, en la categoría de abundante se encuentran 2
especies; en la categoría de común se encuentran 8 especies; en la categoría
de frecuente se encuentran 3 especies, y en la categoría de escaso se
encuen