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UNIVERSIDAD NACIONAL AGRARIA DE LA SELVA
FACULTAD DE RECURSOS NATURALES RENOVABLES
SEGUNDA PRÁCTICA PRE - PROFESIONAL
PROPAGACIÓN VEGETATIVA DE REQUIA (Guarea guidonia (L.) Sleumer)
EN EL VIVERO DE LA FACULTAD DE RECURSOS NATURALES
RENOVABLES - UNAS
EJECUTOR : LINO DURAN, Tony Michael
ASESOR : Ing. ARAUJO TORRES, Raúl
INSTITUCIÓN : FACULTAD DE RECURSOS NATURALES
RENOVABLES.
PERIODO DE EJECUCIÓN: Del 22 de junio (2014) - al 22 agosto (2015).
TINGO MARÍA – PERÚ
2015
5
ÍNDICE
I. INTRODUCCIÓN ................................................................................................... 1
Objetivo general .................................................................................................... 2
Objetivos específicos............................................................................................. 2
II. REVISIÓN DE LITERATURA ............................................................................... 3
2.1. Vivero forestal.............................................................................................. 3
2.2. Tipos de viveros........................................................................................... 4
2.2.1. Viveros permanentes ............................................................................... 4
2.2.2 Viveros temporales o volantes................................................................... 4
2.3 Condiciones para el establecimiento de un vivero permanente ................... 5
2.3.1. Elección del lugar ..................................................................................... 5
2.3.2. Tamaño .................................................................................................... 5
2.3.3. Agua ......................................................................................................... 5
2.3.4. Mano de obra ........................................................................................... 6
2.4. Condiciones para el establecimiento de un vivero volante.............................. 6
2.4.1. Fuente de agua ........................................................................................ 6
2.4.2. Topografía ................................................................................................ 6
2.4.3. Accesibilidad para poder desarrollar las actividades se debe contar .. 6
2.4.4 Tamaño ..................................................................................................... 6
2.5. Cama de almacigo .......................................................................................... 7
2.6. Cama de repique ............................................................................................ 7
2.7. Labores culturales .......................................................................................... 7
2.7.1. Protección ................................................................................................ 7
2.7.2. Riego ........................................................................................................ 8
2.7.3. Deshierbo ................................................................................................. 8
2.7.4. Repique .................................................................................................... 8
2.8. Descripción taxonómica de la especie Cederela lelloi. ................................... 9
2.9. Características dendrológicas del “Cedrela lilloi” ........................................ 9
2.9.1. Árbol ......................................................................................................... 9
6
2.9.2. Hojas ........................................................................................................ 9
2.9.3. Flores ..................................................................................................... 10
2.9.4. Frutos ..................................................................................................... 10
2.9.5. Semillas.................................................................................................. 10
2.9.6. Época de floración y fructificación .......................................................... 10
2.9.7. La cosecha ............................................................................................. 10
2.9.8. Ecología ................................................................................................. 11
2.9.9. Crecimiento ............................................................................................ 11
2.10. Características de la gallinaza ............................................................... 11
2.11. Aserrín descompuesto ........................................................................... 12
III. MATERIALES Y MÉTODOS.............................................................................. 13
3.1. Lugar de ejecución .................................................................................... 13
3.1.1. Ubicación política:.................................................................................. 13
3.1.2. Ubicación Geográfica ............................................................................ 13
3.1.3. Características Climática ....................................................................... 14
3.1.4. Ecología................................................................................................. 14
3.1.5. Suelo y fisiografía................................................................................ 14
3.2. Materiales ................................................................................................... 15
3.2.1. Material vegetativo ................................................................................. 15
3.2.2. Herramientas.......................................................................................... 15
3.2.3. Equipos .................................................................................................. 15
3.3. Metodologia. .............................................................................................. 16
3.3.1. Preparación del sustrato ........................................................................ 16
3.3.2. Limpieza del vivero ................................................................................ 16
3.3.3. Embolsado del sustrato ......................................................................... 16
3.3.4. Acomodo de bolsa ................................................................................. 16
3.3.5. Obtención de semillas............................................................................ 17
3.3.6. Obtención de plántulas ......................................................................... 17
3.3.7. Repique ................................................................................................. 17
3.3.8. Labores silviculturales ......................................................................... 17
3.3.9. Evaluación de las variables ................................................................... 18
7
IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ........................................................................... 19
4.1. Porcentaje de prendimiento ................................................................................................ 19
4.2. Porcentaje de mortalidad..................................................................................................... 20
4.3. Registro de altura en función del tiempo........................................................................... 21
4.4. Registro de diámetro en función del tiempo ..................................................................... 22
V. CONCLUSIONES........................................................................................................................ 23
VII. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS ....................................................................................... 25
8
ÍNDICE DE CUADROS
Cuadro Página
1. Porcentaje de plántulas prendidos a 30 días de evaluación ........................ 19
2. Porcentaje mortalidad de las plántulas de cedro………............................... 20
3. Crecimiento de altura en función del tiempo................................................ 21
4. Crecimiento de diámetro en función del tiempo ........................................... 22
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura Página
1. Ubicación geográfica de la UNAS - Vivero ................................................. 14
2. Porcentaje de plántulas de cedro prendidos……. ...................................... 19
3. Porcentaje mortalidad de las estacas de requia …….................................. 20
4. Crecimiento de altura en función del tiempo................................................ 21
5. Diámetro en función del tiempo ................................................................... 22
9
6. Estacas de cedro…. ............................................................................... 34
7. Preparación de sustrato................................................................................ 34
8. Embolsado del sustrato ................................................................................ 35
9. Riego de las bolsas para el repique ............................................................ 35
10. Medicion de diámetro ................................................................................ 36
2
1
I. INTRODUCCIÓN
En tal sentido la propagación vegetativa es una alternativa viable, que
ofrece muchas ventajas si se emplea correctamente y no demanda gran inversión
económica. Una de las ventajas que ofrece esta técnica es que evita la dependencia
de semillas botánicas. En tal sentido considerando la importancia de la especie y el
hecho que aún no existen resultados de investigaciones en enraizamiento por
estacas juveniles, planteamos definir la característica de la estaca más apropiada
para su enraizamiento
Existen ocasiones en que la propagación por semillas se hace difícil en
determinadas especies vegetales. Cuando esta limitación se presenta en la
propagación de especies valiosas surge, como una importante solución, la
propagación vegetativa de plantas. La propagación vegetativa o asexual comprende
la reproducción a partir de partes vegetativas de las plantas (tallos, hojas, raíces), y
es posible ya que los órganos vegetativos de muchas plantas tienen la capacidad de
reproducirse (Hartmann y Kester, 1988).
Este método de propagación es ampliamente utilizado en especies cuya
producción de semillas o porcentaje de viabilidad es bajo, o bien cuando la semilla
tiene un alto valor comercial. Gran utilidad entrega también cuando se busca tener
varios ejemplares de un mismo genotipo, adquiriendo importancia en el
mejoramiento genético de las especies, con fines principalmente productivos.
3
Objetivo general
- Obtener propagación vegetativa de requia (guarea guidonia)
Objetivos específicos
- Evaluar el porcentaje de prendimiento de las estacas de requia (Guarea guidonia)
- Evaluar el porcentaje de brotes de requia (Guarea guidonia)
en el vivero de la Facultad de Recursos Naturales renovables.
- Evaluar el porcentaje mortalidad (Guarea guidonia) en el vivero de
la Facultad de Recursos Naturales renovables.
12
II. REVISIÓN DE LITERATURA
II.1. PROPAGACION ASEXUAL O VEGETATIVA.
ROJAS (2004). La propagación vegetativa, se define como la
multiplicación de una planta a partir de una célula, un tejido, un órgano (raíces
tallos, ramas, hojas). Esto es posible, debido a que las células vegetales
conservan la capacidad de regenerar la estructura entera de la planta; esta
capacidad se debe a factores como la totipotencia, es decir, que cada célula
vegetal viviente contiene en su núcleo, la información genética necesaria para
reconstituir todas las partes de la planta y sus funciones, a través de reproducción
somática basada exclusivamente en mitosis; y la desdiferenciación o capacidad
de las células maduras de volver a una condición meristemática y desarrollar un
punto de crecimiento nuevo.
BARBAT (2006) Para las plantas superiores, menciona que las
técnicas de mayor importancia comercial son: el estaqueado, injerto y algunas
prácticas de cultivos en “vitro” relacionadas con la propagación. Con la
propagación vegetativa se asegura la conservación de un germoplasma valioso;
asimismo, nos permite obtener descendencias homogéneas desde el punto de
vista genético (clones) ya que permite captar y transferir al nuevo árbol todo el
potencial genético del árbol donador
BALDINI (1992) Además, se evita los períodos juveniles prolongados
y se acorta la madurez reproductiva también, es posible eliminar la de pendencia
del uso de semillas; además, la importante en el mejoramiento genético, porque
permite multiplicar genotipos superiores y propagación vegetativa es 4 aumentar
la ganancia genética en períodos muy cortos al utilizar tanto los componentes
aditivos, como los no aditivos de la varianza genética total .
13
Hoy en día, ha aumentado considerablemente el interés por utilizar la
propagación vegetativa en los programas operativos de plantación
ZOBEL Y TALBERT, (1988). Sin embargo, para llevar a cabo estos
programas, existe la limitante que muchas plantas importantes económicamente
tienen una baja capacidad genética y fisiológica para la formación de raíces
adventicias además, la estrechez genética de las poblaciones propagadas
vegetativamente suele convertirse en un problema frente a epidemias, de manera
que, debe ser una norma, la búsqueda constante de clones élite, pero
provenientes de diferentes ambientes, que permiten llevar a su vez, la variabilidad
genética de sus sitios de origen
CALZADA (1993) indica que para cada especie es necesario
encontrar la forma de propagación asexual más conveniente. A través de la
propagación vegetativa, se tiene la principal ventaja de la ganancia genética en
períodos cortos y de transferir todo el potencial genético de la planta madre a su
descendencia, lo que se podría aprovechar para el mejoramiento de las especies
frutales y forestales amazónicas en cuanto a productividad, resistencia y
uniformidad de las cosechas. Por todo esto, la base para el éxito de la
propagación vegetativa con fines comerciales, está en la selección de arboles
élite, los mismos que servirán como donantes del material vegetativo a
multiplicar.
14
además, definir las especies amazónicas de importancia a propagar y determinar
el o los métodos vegetativos apropiados para su propagación. En América, estos
programas ya se desarrollan en países como Brasil, Uruguay, Colombia, Chile,
México y Costa Rica; los cuales, tienen definidas tecnologías de propagación
vegetativa en especies de los géneros Eucalyptus, Pinus y Tectona. En la
Amazonia peruana, los esfuerzos hacia estos fines, aun están en fase inicial, pero
ya existen avances en ciertas especies arbóreas nativas, como se describe en el
capítulo III del presente documento. Aparte de ello, desarrollar estos tipos de
proyectos es urgente, pues existe dificultad para la obtención de semillas de
calidad, situación que se agudizará en los siguientes años, afectando la
disponibilidad y los costos de los plantones producidos.
II.2. PROPAGACION VEGETATIVA A TRAVÉS DE ESTACAS:
La estaca es una porción separada de la planta, provista de yemas
caulinares y hojas, e inducida a formar raíces y brotes a través de manipulaciones
químicas, mecánicas y/o ambientales (Baldini, 1992); la estaca una vez enraizada
se llama barbado (Baldini, 1992; Barbat, 2006). Asimismo, Cuculiza (1956) indica
que en una acepción más amplia, se denominan estacas: a raíces, hojas,
fracciones de hojas utilizadas como tales; con la finalidad de obtener nuevas
plantas.
RIVAS (1995) en un diagnóstico ecológico silvicultural de especies
arbóreas en Pozuzo, concluye que se debe experimentar con métodos de
propagación por estaca, en especies de buena capacidad de rebrote.
LÓPEZ Y CARAZO (2005) el objetivo de la multiplicación por este
método, es conseguir estacas enraizadas de calidad, que respondan bien y
rápidamente al trasplante, 6 presenten gran uniformidad y sean la mejor base
para alcanzar plantas de calidad. Un impedimento para obtener máximas
ganancias mediante el uso de estacas enraizadas en plantaciones operativas, es
la gran variabilidad clonal que existe en la capacidad de enraizamiento; sin
embargo, en referencia a los avances logrados en Eucalipto, manifiesta que solo
15
es cuestión de tiempo antes de que varias de las principales coníferas y algunas
latifoliadas, sean plantadas operativamente como estacas enraizadas (Zobel y
Talbert, 1988).
Asimismo, una limitante importante para utilizar estacas enraizadas
es su dependencia con la edad. Los árboles jóvenes suelen enraizar
rápidamente, pero puede ser casi imposible enraizar los mismos árboles cuando
están maduros (ZOBELT Y TALBERT, 1988; HARTMANN Y KESTER, 1995). En
este sentido, HARTMANN Y KESTER (1995) mencionan que la relación de
juvenilidad con el crecimiento de las raíces tal vez se pueda explicar por el
incremento en la formación de inhibidores del enraizamiento a medida que la
planta se hace vieja. Por lo tanto, en estacas de especies difíciles de enraizar,
sería útil entonces poder inducir a las plantas adultas, a producir brotes juveniles
y rejuvenecimiento de ramas (Zimmerman, 1976 citado por Leakey, 1985). Por
esto, Mesen (1998) afirma que en la selección de árboles conviene considerar, la
capacidad de rebrote del árbol.
CALZADA (1993) señala, que la propagación vegetativa por estaca
es el sistema de propagación más antiguo, es poco costoso, fácil de realizar, no
requiere de habilidad especial de parte del operador y necesita poco espacio.
Además, 7 menciona que casi todos los frutales nativos tropicales y
subtropicales se pueden menciona que casi todos los frutales nativos tropicales y
subtropicales se pueden propagar por estacas; esto es corroborado por
LONGMAN (1993) quién afirma que más del 80 % de árboles tropicales forestales
pueden ser enraizados con estacas de madera suave bajo sistemas de
nebulización y con sistemas de baja tecnología como los polipropagadores.
AGUSTI (2004) el enraizamiento de estacas pueden verse alterado
por diversos factores, así:
1. En las estacas, si la brotación de las yemas se produce antes de la emisión de
raíces, aquella compite y puede agotar las reservas hídricas y nutritivas de la
propia estaca.
16
2. El enraizamiento es más rápido, si las áreas de esclerénquima se organizan
aisladamente y están separadas por amplias zonas de parénquima.
3. En las estacas de ramas hay que tener en cuenta su polaridad, estas enraízan
por su parte basal.
4. La eliminación de yemas o de hojas impide la formación de raíces.
5. El estado nutricional de la estaca determina su capacidad de enraizamiento.
6. En las especies leñosas las estacas menores a un año, enraízan mejor,
aunque en algunas especies (olivo) la capacidad rizogénica aumenta con la
edad de los órganos de los que se separan las estacas.
7. En general las estacas tomadas de las plantas jóvenes enraízan mejor que las
tomadas de las plantas adultas.
8. Las técnicas culturales encaminadas a rejuvenecer las plantas (poda) o a
incrementar su actividad vegetativa (riego y fertilización) mejoran la capacidad
rizogénica de las estacas.
9. Existen variaciones estacionales en la capacidad de enraizamiento.
La utilización de técnicas de propagación a través de estacas es viable para la
multiplicación de especies arbóreas amazónicas como lo manifiestan
LONGMAN Y CALZADA (1993); sin embargo falta aún mucha
investigación que nos lleve hacia la especificación de protocolos para la
multiplicación con fines de plantaciones a gran escala.
II.3. BASES FISIOLÓGICAS Y ANATÓMICAS DE LA FORMACIÓN DE
RAÍCES ADVENTICIAS.
La formación de raíces adventicias en la estaca comprende una serie
de complejos procesos anatómicos y fisiológicos, que se realiza por acción
combinada de las auxinas y cofactores de enraizamiento que se promueven en
las hojas y yemas. Los cofactores internos tienen una mayor influencia en la
17
rizogenesis, tal como lo indican Weaver (1988) y Hartmann y Kester (1995)
respecto a la iniciación de raíces adventicias.
SEGÚN HARTMANN Y KESTER (1995) las raíces adventicias son de
dos tipos: raíces preformadas y raíces de lesiones. Las raíces preformadas se
desarrollan naturalmente, las raíces de lesiones se desarrollan solo después de
que se ha realizado la estaca, como una respuesta al efecto de lesión al preparar
la misma; quedan expuestas sobre la superficie cortada, las células muertas y
conductoras del xilema. El proceso subsecuente de cicatrización y regeneración
se efectúa en los siguientes tres pasos: Primero, la formación de una placa
necrótica que sella la herida de un material suberoso (suberina) y tapa el xilema
con goma. Segundo, después de unos días la formación de una capa de células
del parénquima (callo) y tercero, en ciertas células próximas al cambium vascular
y al floema se empiezan a iniciar raíces adventicias. señalan que los cambios
anatómicos que pueden observarse en el tallo durante la iniciación de raíces
pueden dividirse en cuatro etapas:
1. Desdiferenciación de las células maduras específicas.
2. Formación de iniciales de raíz en ciertas células cercanas a los haces
vasculares, las cuales se han vuelto meristemáticas por la desdiferenciación.
3. Desarrollo subsecuente de éstas, en primordios de raíces organizados.
4. Desarrollo de emergencia de estos primordios radicales hacia afuera, a través
del tejido del tallo, más la formación de conexiones vasculares entre los
primordios radicales y los tejidos conductores de la propia estaca.
HAISSIG, (1974) El origen de las raíces se localiza en un amplio
rango de tejidos, de los cuales el cambium, el floema y el periciclo son los tejidos
más importantes, mientras que la corteza, la médula y el xilema son de menor
importancia. Así lo confirma
18
WEAVER (1988) quién indica que, las 10 raíces adventicias de
estacas de tallos, se originan generalmente en el tejido del floema secundario
joven, si bien, esas raíces proceden también de otros tejidos, como son el
cambium, los radios vasculares o la medula. Contrario a esto, los anillos de
esclerénquima situados en el exterior del punto de origen de las raíces, a veces
llegan a constituir una barrera anatómica los requisitos para la iniciación y la
elongación de las raíces a menudo difieren, siendo el primero influido por la
condición genética y estado fisiológico de la planta, mientras que el segundo es
más sensible a los factores medio ambientales. Las auxinas se sintetizan en las
hojas y meristemos apicales, a partir del aminoácido triptófano y se mueven a
través de células parenquimáticas, desde su lugar de formación hacia los haces
vasculares del tallo y; a diferencia de lo que ocurre con los azucares, iones y
otros solutos, que se transportan a través de los tubos cribosos del floema; este
transporte, célula a célula, se caracteriza por ser lento (1 cm/hora) en raíces y
tallos; además, es un transporte polar es decir, siempre basipétalo en el tallo
(hacia la base) y en raíces también es un transporte polar, pero en sentido
acropétalo (hacia los ápices) .
HARTMANN Y KESTER (1995) afirman que las plantas se pueden
dividir en tres clases, respecto a la iniciación de raíces adventicias:
1. Aquellas en que los tejidos proporcionan todas las diversas sustancias nativas,
incluso auxina. Cuando se hacen las estacas y se les coloca en condiciones
ambientales adecuadas, ocurre una rápida formación de raíces.
2. Aquella en que hay presentes amplias cantidades de cofactores de ocurrencia
natural, pero en que la auxina es limitante. Con la aplicación externa de
auxina, el enraizamiento aumenta grandemente.
3. Aquellas en que falta la actividad de una o más de los cofactores internos,
aunque la auxina natural puede o no estar presente en abundancia. Con la
aplicación externa de auxina se obtiene poca o ninguna respuesta.
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HARTMANN Y KESTER, (1995) El callo es una masa irregular de
parénquima en varios estados de lignificación la callosidad es un recurso
defensivo, así el hecho de que una estaca llegue a formar una magnifica
callosidad no es el índice de enraizamiento, pues las raíces no se forman de esa
callosidad sino que son continuidad de los radios vasculares de la estaca En la
mayoría de plantas, la formación de callo y raíces son independientes entre sí y
cuando ocurre simultáneamente es debido a su dependencia de condiciones
internas y ambientales similares).
BOUTHERIN Y BRON (1994) indican que, los meristemos juegan un
papel muy importante al momento de la multiplicación vegetativa y esta
multiplicación lleva consigo casi siempre la formación de nuevos meristemos. El
meristemo caulinar dará lugar al aparato aéreo y el meristemo radical que dará
lugar al aparato subterráneo. Asimismo, indica que las yemas y las hojas sean el
asiento privilegiado de una cierta forma de “memoria” que dirigen a las células
hacia la organización de meristemos radicales
II.4. PRINCIPALES FACTORES QUE CONDICIONAN EL ENRAIZAMIENTO
DE ESTACAS:
Los factores que tienen mayor influencia para lograr un adecuado
enraizamiento en la propagación por estacas son: el manejo de la planta madre
con el fin de obtener brotes juveniles, en buen estado nutricional, en la época y
edad apropiada; la longitud y diámetro de las estacas, la presencia de hojas y
yemas, tratamientos hormonales y las condiciones ambientales (iluminación,
temperatura, humedad relativa, medio de enraíce) propicias que induzcan al
enraizado. Además, la capacidad de la estaca ya enraizada, a prosperar después
del trasplante para conseguir plantas de calidad.
II.4.1. Condiciones nutricionales de la planta madre:
HARTMANN Y KESTER (1995). La nutrición de la planta madre
ejerce una fuerte influencia en el desarrollo de raíces y tallos de las estacas. Los
20
factores internos, tales como el contenido de auxina, de cofactores de
enraizamiento y las reservas de carbohidratos pueden influir en la iniciación de
las raíces de las estacas .
MORI DA CUNHA ET AL., (2009), En cuanto a los requerimientos
nutricionales durante el enraizamiento de las estacas, la aplicación de nutrientes
no es necesario durante la fase de inducción, en vista que las estacas utilizan los
nutrientes endógenos transportados basipetamente a partir de los brotes), esto es
un aspecto relevante de la importancia del optimo estado nutricional de la planta
madre. Asimismo, cualquier nutriente que esté presente en los procesos
metabólicos, asociados a la diferenciación y formación del sistema radicular es
Según CHÁVEZ y HUAYA (1987), el vivero constituye la
superficie de terreno destinada a la producción y crianza de plantas en
cantidad y calidad deseada, la época de suministro y la distancia entre el
vivero y plantación, bajo cuidados especiales para luego ser plantados en
terreno definitivo.
RUANO (2003) Manifiesta que un vivero forestal es considerado
como una superficie de terreno dedicada a la producción de plantas de
especies forestales, destinadas a las repoblaciones forestales.
En esencia considera que las plántulas o brinzales producidas
en el vivero forestal deben poseer la máxima calidad con el menor costo
posible.
PAJARES y GONZALES (1996) mencionan que es necesario
conocer los tipos de viveros y algunas condiciones para su diseño y
construcción.
VARGAS (1992) Indica que el vivero es un ambiente con
instalaciones apropiadas para la producción de plántulas y/o
21
plantones forestales en cantidad y calidad deseada bajo cuidados especiales
para luego ser plantadas en terreno definitivo.
2.8. Descripción taxonómica de la especie Guarea guidonia (L.) Sleumer
Cronquist (1984), citado por MUÑOZ (2005) clasifica a
la especie de la siguiente manera:
Reino : Plantae
División :Angiospermae
Clase :Dicotyledoneae
Orden : Rutales
Familia : Meliáceas
Género : Guarea
Especie :guidonea
Nombre comun : Requia
2.9. Características dendrológicas del “Guarea guidonea”
Sinónimos botánicos:
Requia, cedro macho, requia negra
Cabralea poeppigii C.D.C., Trichilia canjerana Vellozo
Árboles de 25 a 60 cm de diámetro, 25 m altura total, copa
irregular, fuste de base recto y cilíndrico, con modificaciones de aletas bajas en la
base o sin modificaciones. Simpódica. Ocupa el estrato medio del bosque. Según
Reynel 2003, pueden llegar a medir 120 cm de diámetro. Se le encuentra
mayormente en zonas planas o cercanas a cursos de agua.
Corteza externa :Agrietada-fisurada, color marrón claro, con pulverulencia
ferraginosa. Ritidoma en placas cuadradas-rectangulares pequeñas, de
consistencia suberosa a leñosa quebradiza.
22
Corteza interna : Color crema blanquecino con incrustaciones aciculares color
naranja, oxida muy ligeramente a crema-oscuro. En árboles de menor diámetro la
corteza interna es blanca. Entre la corteza externa e interna se observa una franja
rosada-cremosa. Olor aromático, de sabor amargo picante. Gruesas y robustas,
sección circular, color verde oscuro, glabras.
Hojas: Compuestas, alternas, paripinnadas, agrupadas al extremo de 60 a 90 cm
de largo, peciolo abultado en la base, verde oscuro; foliolos de 9 a 22 pares,
disposición alterna en la base y opuesta en el extremo, peciolulo de 4 a 9 mm de
largo, limbo ovado-oblongo de 8 a 26 cm de largo y de 5 a 10 cm de ancho, con
18 a 36 nervios secundarios, tenues y no visibles ni sobresalientes, borde entero,
ondulado, ápice agudo, caudado acuminado, base asimétrica, consistencia
papirácea.
Flores: Pequeñas y unisexuales por atrofia de uno de los sexos, de 10 a 12 mm
de largo, con cáliz y corola presente, el pedicelo de 2mmde longitud, el cáliz
cuculiforme de 2 a 3mmde longitud, los sépalos libres, pubescentes; los pétalos
elípticos, libres, de 5 a 6mmde longitud, pubescentes.
Fruto: Cápsula globosa, de 4 a 5 cm de diámetro, la superficie lenticelar y glabra
se abre en cinco valvas y en cada una de ellas se encuentran 1 o 2 semillas
superpuestas. . Árboles medianos, hojas muy grandes y agrupadas al extremo.
Corteza externa agrietada-fisurada de color marrón e internamente blanco-
cremoso. Olor aromático característico y sabor amargo picante.
2.9.6. Época de floración y fructificación
La época de floración ocurre a partir de la última semana
de abril y se prolonga durante toda la primera quincena de mayo, la
fructificación se da hasta fines de setiembre en México, en Tingo
María la floración y la fructificación se inicia durante la segunda
quincena de mayo y concluye hasta la primera quincena de agosto
respectivamente, la producción de semillas es regularmente anual
(BAUDIO, 1987).
23
2.9.7. La cosecha
Inicia durante la segunda quincena de agosto y concluye en la
segunda quincena de septiembre, aunque algunas veces se puede prolongar
hasta la primera quincena de octubre.
2.9.8. Ecología
La requia se presenta en alturas sobre el nivel del mar hasta de
2000 m. La precipitación necesaria es de 1250 mm/año, su temperatura
óptima es de 20 – 30°C, con una humedad relativa óptima del
80%. Se recomiendan suelos profundos y ricos en materia orgánica. En
otro tipo de suelos los árboles presentan bajo crecimiento y pueden morir,
cuando éstos suelos son pobres en materia orgánica y cuando son muy
alcalinos (IBPGR,1986).
2.9.9. Crecimiento
Según IBPGR (1986), la requia se propaga usualmente por
semillas; su germinación va de 10-20 días a varias semanas, según la edad
de la semilla; las plántulas alcanzan 5 – 7 cm de altura antes de un año.
2.11. Aserrín descompuesto
ROJAS (1987) manifiesta que estos materiales son
subproductos de aserraderos y pueden ser utilizados en la mezcla de
suelos. Un material de uso complementario es el aserrín de sequía
metrificada; el nitrógeno se añade en cantidades suficientes para el
proceso de descomposición del aserrín varía según la especie de la
madera, debido a su bajo costo se emplea como amplitud
renovadora del suelo. Aunque algunos de sus tipos en especial durante
su estado fresco pueden contener materiales tóxicos para la planta.
24
III. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1. Lugar de ejecución
El presente trabajo sobre requia se realizó en el vivero de la
Facultad de Recursos Naturales Renovables de la Universidad Nacional
Agraria de la Selva (UNAS); ubicada en la ciudad de Tingo María, Distrito de
Rupa Rupa, Provincia de Leoncio Prado, Departamento de Huánuco.
3.1.1. Ubicación política:
- Ciudad : Tingo María
- Distrito : Rupa Rupa
- Provincia : Leoncio Prado
- Región : Huánuco
3.1.2. Ubicación Geográfica
El vivero de la Facultad de Recursos Naturales Renovables tiene
las siguientes coordenadas geográficas:
Latitud sur : 09°09’ 00’’
Longitud oeste : 75°59’ 00’’
Altitud : 660m.s.n.m.
25
3.1.3. Características Climática
Respecto al clima del área de estudio, presenta alta pluviosidad
con una precipitación anual promedio de 3300 mm. Las mayores
precipitaciones se producen entre los meses de septiembre a abril y alcanza un
máximo extremo en el mes de enero con un promedio mensual de 483.6 mm
(ZAVALA, 1999). Con una humedad relativa de 87% y una temperatura media
anual de 24 °C.
3.1.4. Ecología
Ecológicamente de acuerdo a la clasificación de zonas de vida o
formaciones vegetales del mundo y el diagrama bioclimático de HOLDRIDGE
(1987), Tingo María se encuentra en la formación vegetal bosque muy húmedo
y de acuerdo a las regiones naturales del Perú corresponde a Rupa Rupa o
Selva Alta.
3.1.5. Suelo y fisiografía
El área presenta una topografía relativamente plana, con suelos
de origen aluvial en su mayor parte, pertenecientes al valle del rio Huallaga.
P ro v i n c i a L e on c i o P r a do
DepartamentoHuánuco
DistritoRupa Rupa
TingoMaría
Figura 1. Ubicación geográfica de la UNAS - Vivero
26
3.2. Materiales
3.2.1. Material vegetativo
- 110 estacas de requia.
3.2.2. Herramientas
- Carretilla
- Pala
- Cuaderno de apuntes
- Tierra agrícola
- Aserrín descompuesto
- Regadera
3.2.3. Equipos
- Cámara digital
- Computadora marca LG
- Calculadora científica
27
3.3. Metodologia.
3.3.1. Preparación del sustrato
Se usó:
- Tierra agrícola
- Aserrín
3.3.2. Limpieza del vivero
Se realizó la limpieza general del vivero, posteriormente el
deshierbo de malezas de las, para evitar la infestación de enfermedades y
competencia entre ellas a fin de obtener plantas de buena calidad.
3.3.5. Obtención de estacas
Las estacas se obtuvieron de ramas seleccionados, para
luego ser puestas en la cama
3.3.8. Labores silviculturales
- Riego
Se realizó inicialmente cada 2 días, posteriormente las veces
que fue necesario y según las condiciones climáticas, con la finalidad de
mantener al sustrato húmedo y así garantizar la sobrevivencia de las estacas
- Deshierbo
Se realizó en forma manual de la cama para no mover las
estacas de requia
…
28 3.9. Evaluación de las variables
3.3.9.3. Porcentaje de sobrevivencia (Ps)
Se evaluó el porcentaje de estacas prendidos o vivos, para
la cual se aplicó la siguiente fórmula:
PP=…………. (1)
3.3.9.4. Porcentaje de mortalidad (PM)
Se determinó el porcentaje de plantones muertos, o porcentaje
de mortalidad para la cual se aplicó la siguiente fórmula:
……… …. (2)
Po
rcen
taje
de
pre
nd
imie
nto
29
IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1. Porcentaje de sobrevivencia
De acuerdo al Cuadro 1 y Figura 2 la Cedrela lilloi registró un
prendimiento final de 99 % en la evaluación final (a los 30 días del repique).
Esto se debe a que Tingo María presenta características climáticas apropiadas
para estas plantas, con una precipitación anual promedio de 3428.8 mm,
humedad relativa de 87% y una temperatura media anual de 24°C
(ZAVALA,
1999).
De la misma forma nos da a conocer IBPGR (1986), que
estas plantas se desarrollan en alturas hasta los 800 msnm. La precipitación
necesaria es de 1250 mm/año; la temperatura óptima es de 20 – 27°C, con una
humedad relativa óptima del 80%.
Cuadro 1. Porcentaje de plántulas prendidos a 50 días de evaluación.
Tiempo de evaluación
1ra evaluación 2da evaluación
100 % 99 %
100%99%
1era evaluacion 2da evaluacion
Figura 2. Porcentaje de plántulas de cedro prendidos
Po
rce
nta
jed
e m
ort
ali
da
d
20
4.2. Porcentaje de mortalidad
Como se puede apreciar en el Cuadro 2 y Figura 3 la Cedrela
lilloi “cedro lila” registró una mortalidad final de 1% en la evaluación final (a los
30 días del repique). Esto se debe a que Tingo María presenta un las
características climáticas apropiadas para estas plantas con una precipitación
anual promedio de 3428.8 mm, humedad relativa de 87%, una temperatura
media anual de 24°C (ZAVALA, 1999).
Lo cual colabora con IBPGR (1986), que estas plantas
se presentan en alturas sobre el nivel del mar hasta de 800 m. La precipitación
necesaria es de 1250 mm/año; la temperatura óptima es de 25 – 35°C, con una
humedad relativa óptima del 80%.
Cuadro 2. Porcentaje mortalidad de estacas de requia .
Tiempo de evaluación
1ra evaluación 2da evaluación
19% 41.81 %
41. 89 %
19 %
1era evaluacion 2da evaluacion
Figura 3. Porcentaje mortalidad de las plántulas de cedro lila
Alt
ura
cm
21
4.3. Registro de supervivencia en función del tiempo
Como se aprecia en el Cuadro 3 y Figura 4, los valores
promedios obtenidos en el crecimiento de cedro lila cada 30 días registraron
alturas promedios de 7,7 cm en la primera evaluación, 10.01 cm en la segunda
evaluación y; con un incremento promedio en altura de 2.31 cm.
Según IBPGR (1986), las plántulas alcanzan 25 – 35 cm de
altura antes de un año, pero no son vigorosas para ser trasplantadas
temporalmente. Lo que se ajusta con los resultados obtenidos.
Cuadro 3. Crecimiento de altura en función del tiempo
Altura promedio(cm)
Especie Tiempo de evaluación
1ra2da
Incremento
ev a lu a c i ó n ev a lu a c i ó n ( c m ) / m e s
“Cedro lila” 7,7 10.01 2.31
7.710.01
2.31
1era evaluacion 2da evaluacion Incremento en cm
Figura 4. Crecimiento de altura en función del tiempo
22
Dia
me
tro
en
cm
4.4. Registro de diámetro en función del tiempo
De acuerdo al Cuadro 4 y Figura 5 la Cedrela lilloi “cedro lila”
registraron diámetros promedios de 0,15 cm en la primera evaluación, en la
segunda evaluación 0,17 cm; con un incremento promedio en diámetro de 0,02
cm. Lo cual se debe a que Tingo María presenta características climáticas
apropiadas para estas plantas con una precipitación anual promedio de 3428.8
mm, humedad relativa de 87% y una temperatura media anual de 24°C
(ZAVALA, 1999 ).
De la misma forma nos da a conocer IBPGR (1986), que estas
plantas se presentan en alturas sobre el nivel del mar hasta de 800 m. La
precipitación necesaria es de 1250 mm/año; la temperatura óptima es de 25 –
35°C, con una humedad relativa óptima del 80%.
Según BAUDIO (1987), el cedro es un árbol de crecimiento lento,
con una altura de 10 -25 metros, y un diámetro de 25 - 35 cm.
Cuadro 4. Crecimiento de diámetro en función del tiempo
Diámetro promedio(cm)
EspecieTiempo de evaluación (30 dias)
1ra2da
Incremento promedio
e v a lu a c i ó n e v a lu a c i ó n ( c m ) / m e s
“cedro lila” 0,15 0,17 0,02
0.15 0.17
0.02
1era evaluacion 2da evaluacion Incremento promedio por
mes
Figura 5. Diámetro en función del tiempo
23
V. CONCLUSIONES
1. La Guarea guidonia “cedro lila” registró un porcentaje
de prendimiento de 99 %, en cuanto a valores de mortalidad se
refiere, registró 1% de mortandad durante los 30 días de evaluación.
2. Respecto a la altura, la Guarea guidonia “cedro lila” registró valores
promedios de 7,7 cm en la primera evaluación, 10,01 cm en la segunda
evaluación; con un incremento promedio en altura de 2,31 cm durante
los 30 días de evaluación.
3. En cuanto al diámetro, las plantas de Guarea guidonia “cedro
lila” registraron diámetros promedios de 0,15 cm en la primera
evaluación, en la segunda evaluación 0,17 cm; con un incremento
promedio en diámetro de 0,02 cm en 30 días de evaluación.
24
VI. RECOMENDACIÓN
1. Realizar más investigaciones en Guarea guidonia “requia ”, con la
finalidad de estudiar mejor su propagación, crecimiento, intensidad
de luz, entre otras, a fin de poder conservarlas y aprovecharlas.
2. propagar Guarea guidonia “requi” en dos fases, primero en fase
vivero y luego llevar al campo porque se van a obtener mejores
resultados en prendimiento y mortalidad, esto se debe a que en el
vivero van a tener mejores condiciones tanto de temperatura, como
de humedad y de luminosidad, a diferencia de llevarlos de frente al
campo definitivo ya que allí sufren cambios bruscos de factores
ambientales.
3. Seguir con las investigaciones de esta práctica pre profesional
desarrollada en el “Vivero El Silvicultor” ya que en el Perú se tiene
poca información sobre la Guarea guidonia “requia”.
25
VII. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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Latinoamérica. Chacaito, Caracas – Venezuela, 1987. 183 p.
CHAVEZ R., HUAYA P. 1987. Manual de vivero forestal volante para la
amazonia peruana. Proyecto de capacitación y divulgación forestal.
Pucallpa – Perú. 105 p.
CRONQUIST, A. 1982. The evolution and classification of flowering plants.
Seconds Edition. USA.
FAO. 2009. Uso de la gallinaza (estiércol de aves) como abono orgánico. [En
línea]: FAO, (http://www.fao.org/teca/content/uso-de-la-gallinaza- esti
%C3% A9rcol-de-aves-como-abono-org%C3%A1nico, documento,
19 May. 2011).
HERNANDEZ, J., CRUZ, A. 1993. Boletín Informativo sobre el Uso de
Subproductos: Gallinaza. Ministerio de Agricultura y Ganadería. San
José, Costa Rica. 5 p.
HOLDRIDGE, L. 1987. Ecología basada en zonas de vida. Instituto
Interamericano de Cooperación para la Agricultura. San José de
Costa Rica. 216 p.
IBPGR. 1986. Genetic resources of tropical and subtropical fruits and nuts.
Secretariat Rome. 43-46 p.
MINAE. 1986. Reglamento sobre el manejo y control de gallinaza y pollinaza,
núm. 29145-MAG-S-MINAE. 10 p.
26
MUÑOZ, C. 2005. Almacenamiento y Contenido de Humedad de las Semillas. [En
línea]: (ht p: www. cesaf . uchile.cl/ cesaf/ n2/ 3. htm ; 17 Abr. 2011).
MURILLO, T. 1996. Manejo de residuos en la industria avícola. In Congreso
Nacional Agron6mico y de Recursos Naturales (10:8-12 Julio: 1996:
San José), Memoria: Agronomía y Recursos Naturales. Editores
FloriaBertsch, W alter Badilla, Jaime García. I. ed. San José,
Costa Rica: E~D, EUNA, 1996. 65-69 p.
OCAÑA.1996. Desarrollo forestal campesino en la Región andina. 2da edición.
Proyecto apoyo a las plantaciones forestales como fines energéticos
y para el desarrollo de las comunidades rurales. FAO/HOLANDA/
PHONAMACHS. Lima – Perú. 211 p.
PAJARES y GÓNZALES.1996. Vivero forestal . Lima – Perú. 105 p.
ROJAS, R. 1987. Uso de tres tipos de sustrato en la propagación de
caoba (Swietenia macrophylla King.) en fase de vivero en la zona del
Alto Huallaga. Tesis Ing. Recursos Naturales Renovables. Tingo
María, Perú. Universidad Nacional Agraria de la Selva. 81 p.
RUANO MARTINEZ J. R.2003. Viveros forestales manual de cultivos y
proyectos Ed. Mundi – PRENSA. Madrid - España. 19 p.
VARGAS C. 1992. Diseño e instalación de viveros forestales. Técnicas
agroforestales. Tingo María, Perú. 3-10 p.
ZAVALA, W. 1999. Estudio morfopedológico como base para la recuperación
de suelos degradados en Tingo María. Tesis Magíster Scientiae en
Suelos. Escuela de postgrado de la Universidad Nacional Agraria La
Molina.
2277
ANEXOS
28
Anexo 1. Datos obtenidos de las evaluaciones en los 40 días
Cuadro 5 : Primera evaluación de los plantones de cedro lila
29
30
CUADRO 6: Segunda evaluación de los plantones de cedro lila
31
32
33
34
Anexo 2. Fotografías de las labores realizadas en el vivero
Figura 6. Corte de estacas
Figura 7. Remojo de estacas en enraizante
35
Figura 8. Estacas en sustrato
Figura 9. Riego de las bolsas para el repique
36
Figura 10. Medicion de diámetro