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“ LEISHMANIASIS VISCERAL

CANINA”

Dra. Victoria Fragueiro Frías

Departamento de Clínica, Patología y Tratamiento

INP “Dr. Mario Fatala Chaben”

ANLIS. Dr.Carlos G. Malbrán.

Especies de Leishmania

Causando Enfermedad en Humanos

Trypanosomatidae

Leishmania

LeishmaniaViannia

L donovani

L. donovani

L. chagasi

L. infantum

L. archibaldi

L. tropica

L. tropica

L. killicki

L. major L. aethiopica

L. aethiopicaL. major

L. mexicana

L. mexicana

L. amazonensis

L. venezuelensis

L. pifanoi

L. garnhami

L. braziliensis

L. braziliensis

L. peruviania

L. guyanensis

L. guyanensis

L. panamensis

Familia

Género

Subgénero

Complejo

Especies

L. lainsoni

L. shawi

L. colombiensisFuente Saravia N, Reunión OPS, Medellin 2008

En América

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Distribución La Leishmaniasis es endémica en 88 países de 4 continentes.

Más del 90% de la leishmaniasis cutánea ocurre en Algeria, Etiopia,

Sudan, Irán, Afganistán, Siria, Arabia Saudita, Brasil y Perú.

Más del 90 % de los casos de leishmaniasis visceral ocurren en Nepal,

Bangladesh, India, Sudán, Etiopia y Brasil.

Distribución mundial de

la leishmaniasis cutánea.

Distribución mundial de

la leishmaniasis visceral.

1 500 000 casos/año

500 000 casos/año

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VECTORES

Leishmaniasis Tegumentaria Americana

o Lutzomya whitmani, o Nyssomyia neivai, o Migonemyia migonei, o L. intermedia, o ...entre otras.

Leishmaniasis visceral

o Lutzomya longipalpis

Ny. neivai

Mg. Migonei + Ev.

cortelezzi /salessi

Ny . whitmani

Sp.

LTA esporádica

LTA epidémica

selvática

LTA epidémica

peridoméstica

Riesgo

Distribución de spp. interés

sanitario de LT en Argentina

Salomon OD., Rosa JR, Stei M, Quintana MG, Fernández MS, Visintin AM, Spinelli GR, María M Bogado de Pascual MM, Molinari ML,

Morán ML, Valdez D, Bruno MR. 2008.Phlebotominae (Diptera: Psycodidae) fauna in the Chaco region and Cutaneous Leishmaniasis

transmission patterns in Argentina. Memorias do Instituto Oswaldo Cruz., Rio de Janeiro.103(6): 578-584

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LV. Distribución de vectores y secuencia de casos

Lu. longipalpis

LV canina

LV humana

2004

2006

2008-2009

2010

2000

2000 Primeras citas de presencia del vector

(Formosa)

2004 LVC

2006 LVH Posadas Misiones

2010 Salto R. O. Uruguay

2015 Concordia, Entre Ríos

2015

Salomón OD, Fernández M S, Santini MS, Saavedra S, Montiel N, Ramos MA, Rosa JR, Szelag E A, Martínez MF.

(2011) Medicina (Buenos Aires). 71: 22-2 ISSN 0025-7680

Oscar D Salomón, Yester Basmajdian, M Soledad Fernández, M Soledad Santini (2011) Mem Inst Oswaldo Cruz, Rio de

Janeiro, Vol. 106(3): 381-382.

País: 154 casos LVH acumulados 2006-2015. 2015: +3 hasta S.E. 18 + 1 S.E. 20

2013

2007-2008

Mg. migonei

2013 Salta

RESERVORIOS

LEISHMANIASIS TEGUMENTARIA AMERICANA Roedores (?) Perro (?)

LEISHMANIASIS VISCERAL Perro Hombre (?)

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Leishmaniasis cutánea INP

Leishmaniasis Visceral Htal JP Garrahan

FORMAS CLÍNICAS

Leishmaniasis mucosa INP

Leishmaniasis cutánea multiple INP

Leishmaniasis mucosa Cendie

LEISHMANIA (L.) CHAGASI TAXONOMÍA Y CICLO

Familia: Trypanosomatidae

Género: Leishmania

Subgénero: Leishmania

Complejo: L. donovani

Especie: L. donovani

L. infantum chagasi

Hospedador vertebrado

Amastigotes

Hospedador invertebrado

Promastigotes metacíclicos

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Ciclo infeccioso de Leishmania chagasi. Fonte: Greene, p.452, 1998.

CICLO DE LEISHMANIASIS VISCERAL

LV. TRANSMISIÓN

vectorial

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Transmisión Venérea

L. chagasi presenta tropismo por el sistema genital de los perros produciendo cambios inflamatorios. Con presencia de parásitos en epidídimo, prepucio y pene.

Se comprobó la presencia de amastigotes en semen. Su presencia es frecuente pero intermitente.

Las hembras en general no muestran lesiones en su sistema genital y el parasitismo solo se comprobó en vagina.

Perros infectados (LVC), son capaces de infectar hembras sanas en ambientes controlados libres de vectores.

(Diniz, S.A.et al. 2005), (Silva 1F.L. et al.2009)

Se ha demostrado la T.V. por vía tras placentaria a fetos, en cachorros paridos muertos y en aquellos nacidos por cesárea.

Se comprobó la presencia de parásitos tanto en placenta como en fetos.

(P M Boggiatto 2011), (Pangrazio KK et al. 2009), (Silva SM et al. 2009)

Transmisión vertical

.

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Transmisión por transfusión de sangre

Se comprobó la transmisión de LVC por transfusión de sangre proveniente de perros infectados.

Fue posible aislar parásitos de muestras de sangre entera y de concentrado globular a partir de perros infectados sintomáticos y asintomáticos.

Perros poli transfundidos a partir de estos donantes sintomáticos o asintomáticos presentan una tasa de seroconversión de aproximadamente el 40 %.

(Freitas E, 2006)

IMPORTANCIA DEL DIAGNÓSTICO

LVC ○ los perros infectados, con o sin manifestaciones

clínicas, son el principal reservorio de la enfermedad.

o poseen alta capacidad infectante para el vector. (Molina

et al 1994. L. infantum: Sintomáticos 70% , Asintomáticos 54%).

o la presentación de casos caninos precede a los casos

humanos.

o la prevalencia de perros infectados es mayor respecto

de la humana.

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o en el ámbito doméstico, la mayoría de los caninos con serología positiva, son asintomáticos. o la transmisión activa de LVC en la Argentina: afecta a las provincias de Salta, Jujuy, Catamarca, Tucumán, Formosa, Chaco, Santiago del Estero, Misiones, Entre Ríos y Corrientes (Fuente: Programa Nacional de Control de Leishmaniasis - Dirección Nacional de Vectores).

o se recomienda la práctica de eutanasia a los perros diagnóstico parasitológico y/o serológico positivos.

CLÍNICA

Período de incubación: 2-8 meses hasta años.

Desarrollo de la infección:

Primariamente se presenta sintomatología inespecífica: pérdida de peso, apatía, anorexia y ocasionalmente síndrome febril prolongado, lesiones cutáneas (descamación, eczemas y/o ulceraciones) en hocico, región nasal, orejas, rabo y articulaciones.

En fases mas avanzadas: descamación generalizada, linfoadenopatía, alopecía, esplenomegalia, onicogrifosis, queratoconjuntivitis, artritis, edemas, sangrados, diarrea.

En la fase final: compromiso del sistema nervioso con paresia de tren posterior, grave caquexia y muerte.

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Linfoadenopatía 93.5 %

Onicogrifosis 75 %

Lesiones cutáneas 58.7 %

Pérdida de peso 26.1 %

Caquexia 23.9 %

Trastornos locomotores 22.8 %

Conjuntivitis 18.5 %

Anorexia 16.5 %

Polidipsia 13 %

Polifagia 13 %

Epistaxis 8.7 %

Diarrea 6.5 %

SÍNTOMAS Y/O SIGNOS CLÍNICOS SEMIAO Y SANTOS ET AL. 1995 (N=93) PORTUGAL. L.INFANTUM

LESIONES CUTÁNEAS MÚLTIPLES

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ONICOGRIFOSIS

DIAGNOSTICO DE LABORATORIO

Parasitológico Serológico

Biopsia/aspirado

Médula Ósea

Bazo

Ganglio linfático

Hígado

Piel/Mucosa

Frotis-Cultivo-Inoculación

hámsters –Histopatología-

PCR

rK39

ELISA

IFI

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LV: DIAGNÓSTICO INDIRECTO

rK39 (KALAZAR DETECT INBIOS)

es un antígeno recombinante que

presenta una secuencia repetitiva de

39 aminoácidos; se expresa

predominantemente en amastigotes

y está altamente conservado en las

especies que causan LV.

la presentación en tiras para

inmunocromatografía es de rápida y

sencilla utilización .

SENSIBILIDAD rK39 KALAZAR DETECT INBIOS

n= 84 (perros con frotis positivo)

rK39 positivo: 80/84

rK39 negativo: 4 /84

Sensibilidad: 95,2% (VP/VP +FN)

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ESPECIFICIDAD rK39 KALAZAR DETECT INBIOS

n=101 (perros sanos de área no endémica) 2/101 n=61 (perros con otras patologías) Enfermedad de Chagas : 0/35 Demodicosis: 0/3 Dirofilariasis: 0/10 Leptospirosis: 0/13

Especificidad: 98,8% (VN / VN +FP)

Con la muestra se pueden realizar:

frotis

cultivos

inoculación en animales de laboratorio

PCR

histopatología

DIAGNÓSTICO DIRECTO

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FROTIS

o permite la visualización de formas amastigotes de

Leishmania; es práctico, de bajo costo y tiene

mínimos requerimientos de infraestructura .

o los amastigotes de leishmania son pequeños

elementos redondos u ovalados, de

aproximadamente 5 μm x 3 μm.

o se caracterizan por presentar un núcleo central y

un quinetoplasto excéntrico.

Facultad de Ciencias Veterinarias - U.B.A.

PAAF Ganglio

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Pueden hallarse dentro o fuera del macrófago

HISTOPATOLOGÍA

es de baja sensibilidad, dado que los procedimientos

realizados sobre las muestras producen gran

retracción morfológica.

requiere gran experiencia del operador.

no es el método de elección para el diagnóstico.

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HISTOPATOLÓGICO. GIEMSA

Tipo de muestras que pueden analizarse por la PCR

•Biopsias

•Médula ósea

•Extendidos

•Sangre

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PCR (Polymerase Chain Reaction)

es una técnica rápida, altamente sensible y

específica para el diagnóstico.

permite obtener un gran número de copias de un

fragmento de ADN particular.

permite identificar diferentes especies de

leishmanias (“enzimas de restricción”).

el riesgo de contaminación es la principal

desventaja de la PCR.

ADN genómico o nuclear

Núcleo

Genoma haploide tiene 34 Mb.

Tienen entre 34-36 cromosomas,

(tamaño de 0.3 a 2.5 Mb)

ADN extracromosómico

Mitocondria y kinetoplasto

Maxicírculos

Minicírculos

ADN del parásito

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CULTIVO

Recomendable para:

producción de alto número de parásitos.

producción de antígenos.

inoculación en animales sensibles.

“screening” de drogas.

se realiza inmediatamente de obtenida la muestra, en medios apropiados.

no se utiliza como diagnóstico de rutina.

es útil como método de certeza complementario, o ante falla de otros métodos.

es una técnica auxiliar, que permite el aislamiento del parásito para su tipificación.

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MEDIOS DE CULTIVO

no existe un medio universal que permita el

crecimiento de las distintas especies de

Leishmania, ya que presentan diferentes

requerimientos nutricionales.

los más utilizados son los medios bifásicos de agar

sangre (medio de NNN, Seneikje) y los medios

líquidos, de cultivo de células (Schneider, RPMI,

etc.), enriquecidos con suero fetal bovino

inactivado (10 - 20%).

PROMASTIGOTES

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PROMASTIGOTES

INOCULACIÓN EN ANIMALES DE LABORATORIO

considerado de escaso valor práctico para el diagnóstico debido al tiempo de observación requerido (lesiones a los 2-4 meses post inoculación).

de gran utilidad en caso de cepas de difícil crecimiento, o inóculos contaminados.

el hámster dorado es el animal de elección.

se pueden inocular amastigotes o promastigotes y por distintas vías de inoculación.

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LEISHMANIASIS VISCERAL

50 días post inoculación IC/IP

CASO CLÍNICO

N°1 N°2

N°3

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N°1: Área endémica, asintomático, rK POS. Dx: Leishmaniasis visceral canina (LVC) N°2: Área endémica, poli sintomático, rK NEG, Frotis NEG para leish. Dx: SARNA SARCOPTICA N°3: Caniche de criadero, nacido en CABA, comprado en criadero, con dermatitis. rK POS, paaf Gl. POS . Dx: Leishmaniasis visceral canina (LVC)

RESUMIENDO…

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PREVENCIÓN o Estrategia antivectorial en caninos

1. Collares tratados con Deltametrina. Se consiguen niveles

repelentes e insecticidas durante 5/6 meses. (Reithinger et al.

2001),(David et al. 2001), (Mazloumi et al. 2002)

2. Pipetas con Permetrina al 65 %. Hay que repetirlas en forma mensual. (Molina et al. 2001)

3. Pipetas (spot-on) con Permetrina 50% e Imidacloprid 10%, 3/ 4 semanas (Miro et al.2005)

4. Definida la dinámica vectorial, resguardar los perros en caniles protegidos con telas mosquiteras ( impregnadas o no con deltametrina) en la época y horarios de transmisión.

o Vacunas ¿?

VACUNA:

(OPS/OMS. VIGILANCIA DE LA SALUD, Y PREVENCIÓN Y CONTROL DE ENFERMEDADES

TRANSMISIBLES. PROGRAMA REGIONAL DE LEISHMANIASIS. NOV.2015)

Hay dos vacunas en el mercado, una en Europa y otra en Brasil.

“No hay estudios que comprueben la efectividad del uso de esas vacunas en la reducción de la incidencia humana de leishmaniasis visceral, por lo que se ha restringido su uso a la protección individual de perros y no se ha validado como una estrategia para el control de la enfermedad”.

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ENVIO DE MUESTRA

Punción: realizarla en condiciones de esterilidad. Colocar en tubo estéril:

PAMO con anticoagulante.

Frotis o extendido: Enviarlos fijados en metanol y rotulados.

Proteger el preparado de la humedad y del calor.

Biopsias:

Para cultivo: en frasco estéril, sumergida en 2-3 cm³ de sol. fisiológica +ATB

(100 U/ml de Penicilina + 100 µg/ml de Estreptomicina)

Serología: 2 cc de suero en tubo seco, con tapa a rosca.

Hasta 48/72hs, refrigerado a 2-8ºC. Mayor tiempo, congelarlo.

• Remitir preferentemente dentro de 24 hs de obtenidas.

• Mantenerlas refrigeradas, no congeladas.

• En condiciones rigurosas de bioseguridad, flecha indicativa de

posición, rotuladas, con resumen de historia clínica y datos del

remitente (Tel.,e-mail).

“REUNIÒN DE CONSENSO SOBRE MANEJO DE LVC” PUERTO IGUAZÙ. AGOSTO 2015

1. Constituir un Órgano Consultivo Intersectorial (durante 2016)

2. Establecer programas de control de LV (ctrol municipal,

estratificación de riesgo, estrategias integradas de ctrol.)

3. Vigilancia, notificación y flujo de información (notificación

obligatoria, cada jurisdicción tendrá diferentes actores de carga

en el sistema SNVS SIVILA,etc..)

4. Red de laboratorios de diagnóstico ( lab certificados para

implementar el diagnóstico, podrán ser públicos o privados. INP

es el laboratorio Nacional de referencia)

5. Incorporación de LVC en libreta sanitaria (identificación unívoco

del animal diagnóstico serológico parasitològico)

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6- Acta de compromiso de co-responsabilidad para el ámbito privado

(firmada por el veterinario, el tenedor responsable y un

representante del Estado) exceptuados : animal polisintomático,

animal que viva en escenarios de alto riesgo, o animales que

evolucionen a polisintomáticos.

MUCHAS GRACIAS

Dra. Fragueiro Frías Victoria

vickyfragueiro@hotmail.com