premio ginecologÍa prof. dr. armando mendizabal...

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PREMIO GINECOLOGÍA PROF. DR. ARMANDO MENDIZABAL ACCESIT

DISTRIBUCIÓN NORMAL Y PATOLÓGICA DE LA TECA PERINUCLEAR DURAN-TE LA ESPERMATOGÉNESIS EN HUMANOS

Constanza Branzini1, Alejandro Español1, Hernán Elena, Héctor Chemes2, Vanesa Rawe1.

1-CEGyR; 2-CEDIE, Buenos Aires

RESÚMEN Y PALABRAS CLAVESEl objetivo del presente trabajo fue estudiar

la distribución de la Teca Perinuclear (TP) y acroso-ma (A) en células germinales y espermatozoides dehombres normales y con globozoospermia, para locual realizamos ensayos de Inmunocitoquímica yMicroscopía Electrónica a fin de determinar la dis-tribución de dichas estructuras.

Observamos que los espermatozoides deeyaculado de hombres normales presentan la dis-tribución esperada de la TP y A, mientras queaquéllos con globozoospermia mostraron ausenciao falta de asociación de TP y A con el núcleo, per-diéndose estas estructuras con el cuerpo residual.

En base a estos resultados podemos con-cluir que la ausencia de TP y A en pacientes con glo-bozoospermia es probablemente debida a la falta deasociación de estas estructuras con el núcleo (de laespermátide), y a su pérdida con el cuerpo residual alfinal de la espermiogénesis. Estos resultados sugierenque las proteínas de la TP funcionarían como ancla-je entre el acrosoma y el núcleo.

Espermatogénesis, globozoospermia, espermatozoi-des, infertilidad, acrosoma, teca perinuclear, activa-ción oocitaria, ICSI

INTRODUCCIÓNLa biogénesis normal del acrosoma (A) en

mamíferos ocurre durante la espermiogénesis, yestá dada por el producto de proteínas y enzimasderivadas del Aparato de Golgi. En las espermáti-des tempranas la vesícula acrosomal está asociadaal Aparato de Golgi, y se aproxima a la porciónapical del núcleo anclándose en la envoltura nucle-ar. Mientras se condensa la cromatina, el núcleo seelonga, quedando el A del espermatozoide madu-ro cubriendo los 2/3 anteriores de la superficienuclear (Ramalho-Santos y col., 2001; Chemes yRawe, 2003; Rawe y col., 2004). En pacientes conglobozoospermia, la pérdida del A está asociadocon anomalías en la Teca Perinuclear (TP), cubier-ta de citoesqueleto del núcleo espermático queconsiste en tres regiones morfológicamente dife-rentes: la capa subacrosomal (SAR), intercaladaentre la membrana interna acrosomal y la envoltu-ra nuclear; la TP del segmento ecuatorial, entre lamembrana plasmática y la membrana acrosomalexterna; y por último la vaina postacrosomal(PAS) localizada entre la membrana plasmática yla envoltura nuclear, extendiéndose distalmentedesde el segmento ecuatorial (Sutovsky y col.,2003). La TP mayormente contribuye al modelado

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Rectangle

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y arquitectura de la cabeza del espermatozoidedurante la espermiogénesis (Oko y Cleremont, 1998)y provee una estructura protectora rígida para elnúcleo espermático durante la maduración del esper-matozoide y la fecundación. Se cree que la TP tieneasociadas moléculas de señalización, que durante elproceso de fecundación son importantes para dispa-rar la activación oocitaria y el consecuente desarro-llo embrionario temprano (Sutovsky y col., 2003).

La globozoospermia es una patología sis-temática, es decir, muestra un patrón muy homogé-neo de defectos presentes en la mayoría de los esper-matozoides (Chemes 2000). Los pacientes con glo-bozoospermia exhiben anormalidades en la mem-brana nuclear y desórdenes de condensación de lacromatina. Esta patología está caracterizada por lacompleta ausencia del A, que en ciertas ocasiones seacompaña de anormalidades estructurales en lapieza media y defectos en la compactación de la cro-matina. Existen dos tipos de globozoospermia des-critos por Singh (1992): el tipo I, está caracterizadopor la pérdida completa del A y sus enzimas, siendoestos espermatozoides incapaces de penetrar la zonapelúcida (ZP) dando lugar a una infertilidad prima-ria; el tipo II presenta una pequeña vesícula acroso-mal que cubre a un núcleo cónico rodeado por gotascitoplasmáticas (Vicari y col., 2002).

Aunque el espermatozoide con cabezaredonda (Tipo I) no puede penetrar la zona pelúci-da del oocito (Weissenberg y col., 1983; VonBernhardi y col., 1990), se han reportado algunoscasos de embarazo luego de un ICSI con esperma-tozoides de estas características (Trokoudes y col.,1995; Rybouchkin y col., 1997; Stone y col., 2000).Sin embargo, la tasa de fecundación es pobre(Battaglia y col., 1997; Edirisinghe y col., 1998)siendo atribuida a la falta de capacidad del esper-matozoide de activar al oocito. Escalier (1990) tra-bajando con espermatozoides humanos de cabezaredonda con ausencia de A demostró, medianteensayos de inmunocitoquímica (ICQ), la ausenciade TP y calicin en los mismos.

En este trabajo estudiamos la distribuciónde la TP y A en espermatozoides de eyaculado dehombres fértiles (normales) y pacientes con pato-logía acrosomal (globozoospermia parcial). Elestudio se completa con la observación de célulasgerminales testiculares provenientes de pacientescon azoospermia obstructiva (con espermatogéne-sis completa) y un paciente globozoospérmico.

MATERIALES Y MÉTODOSObtención de células de la espermatogénesis testicular

Las muestras testiculares se disgregaroncon pinzas de disección en H-HTF (Human Tubal

Fluid con Hepes) suplementado con 0,5 mg/ml decolagenasa tipo IA. Luego de 45 min. a 37∞C selogró el aislamiento de los túbulos seminíferosindividuales.

A continuación se dejó decantar los túbulosseminíferos, se retiró el sobrenadante y se agregó unasolución de H-HTF suplementado con 1mg/ml deDNAsa II y 0,25 mg/ml de tripsina. Se incubó duran-te 45 min a 37 ∞C para lograr el aislamiento de lascélulas germinales desde el interior de los túbulosseminíferos. Posteriormente se agregó inhibidor detripsina tipo I-S (0,25 mg/ml), se centrifugó la muestraa 500G durante 10 min. y se resuspendió en H-HTF.

Obtención de espermatozoides de eyaculadoLa muestra de semen se obtuvo por mas-

turbación, con una abstinencia sexual de 2 a 5 días,y obtenida como máximo una hora antes de suentrega en el laboratorio en un recipiente estéril. Setomó la muestra de semen y se realizó un lavado dela muestra agregando igual volumen de PBS. Acontinuación, la muestra se centrifugó a 500 Gdurante 5 min. y el precipitado fue resuspendido enPBS, de manera tal que se obtuvo una concentra-ción de 20x106 de espermatozoides por mililitro.

InmunocitoquímicaLas células de la espermatogénesis y esper-

matozoides maduros se depositaron en cubreobje-tos cubiertos con poli-lisina (2mg/ml), y se dejaronreposar a temperatura ambiente logrando la adhe-sión del material al cubreobjeto. Para la fijación dela muestra, se tomó el cubreobjeto cubierto con lascélulas de la espermatogénesis y se lo colocó a tem-peratura ambiente durante 40 min, dentro de unpozo de una placa de 6 pozos que contenía PBS +2% de formalina. Para la permeabilización, se reti-ró el medio y se agregó PBS + 1% de Tritón X-100por 40 min. Posteriormente, se retiró el medio y seagregó solución de bloqueo [PBS + 0,3% de albú-mina bovina (BSA) + 1% de suero fetal bovino +0,05% de gentamicina] durante una hora a 37∞C o,alternativamente, se los puede incubar a 4∞C hastael día siguiente, momento en el que se inicia el pro-cesamiento por ICQ (ver luego).

Para comenzar la incubación con los anti-cuerpos de interés, se colocó el cubreobjetos (con lascélulas adheridas, fijadas y permeabilizadas) en unacámara húmeda y se agregó 200ml del anticuerpoprimario en solución de bloqueo durante toda lanoche a 4∞C. Al día siguiente, se realizaron lavadoscon PBS + 0,1% de Tritón X-100 y se agregó el anti-cuerpo secundario correspondiente (AlexaFluor488 o 568) resuspendido en solución de bloqueodurante 2 horas a temperatura ambiente. Para la



visualización del ADN se realizaron 4 lavados conPBS + 0,1% de Tritón X-100 y se incubó el prepa-rado durante 25 min. con Hoechst 33342 a 37∞C.Los cubreobjetos con la muestra ya lista a servisualizada, fueron montados en portaobjetos devidrio con medio Vectashield para retardar el foto-envejecimiento. Los espermatozoides y las célulasgerminales testiculares fueron visualizados conmicroscopio de epifluorescencia.

Como controles, se realizaron preincubacio-nes de los anticuerpos primarios por una hora consus correspondientes antígenos o se incubaron losanticuerpos secundarios en ausencia de los primarios.

Los estudios de inmunocitoquímica se rea-lizaron por inmunofluorescencia, con el uso de lossiguientes anticuerpos primarios usados a diferen-tes diluciones determinadas experimentalmente:• TP427 (anti- teca perinuclear) anticuerpo poli-clonal de conejo (Dr. Richard Oko)• Alfa tubulinas acetiladas anticuerpo monoclonalde ratón (Sigma T-6793)• Alfa y Beta tubulinas anticuerpo policlonal deoveja (Cytoskeleton # ATN 02)• Acrosina anticuerpo monoclonal de ratón(Biosonda AMC-ACRO-C5F10-AS, Chile).

Las imágenes obtenidas fueron procesadascon Adobe Photoshop 7.0.

Microscopía electrónicaLas muestras de semen fueron procesadas

luego de su licuefacción, aproximadamente 30minutos luego de la eyaculación. El semen fue dilui-do 1:3 en buffer fosfato 0.1 M, pH 7,4 y centrifuga-do a 1500 RPM por 10 minutos. Luego de la cen-trifugación se decantó el sobrenadante y el pelletformado, que contiene los espermatozoides, fuefijado en glutaraldehido al 3 % en el mismo bufferfosfato, a 4 °C, por 3 horas. A continuación, luegode dos lavados en buffer los pellets de espermato-zoides fueron postfijados en tetraóxido de osmio al1,3%, a 4°C por 3 horas, luego de las cuales se rea-lizaron dos lavados con buffer. Posteriormente lasmuestras fueron deshidratadas en una serie de alco-hol etílico creciente hasta el grado anhidro, segui-dos por óxido de propileno e inclusión en EponAraldita. Los bloques fueron cortados en un ultra-micrótomo RMC automático, con navaja de dia-mante en secciones de 70-90 nm, teñidos con citra-to de plomo y nitrato de uranilo, y observados yfotografiados en un microscopio electrónico detransmisión Zeiss EM 109. Las fotos fueron esca-neadas y procesadas con Adobe Photoshop 7.0.

RESULTADOSLa globozoospermia se caracteriza por la

presencia de espermatozoides de cabeza redonda,con pérdida de A y enzimas acrosomales (Singh,1992). La Figura 1 muestra diferentes células testi-culares aisladas de pacientes con espermatogénesiscompleta (azoospermia obstructiva) analizadasmediante el empleo de los anticuerpos específicosanti alfa y beta tubulinas (marcación de microtúbu-los de la manchette y flagelo), y anti acrosina paraevidenciar la presencia del A. Durante la espermio-génesis temprana, los gránulos proacrosómicos sedesarrollan dentro de las vesículas del Aparato deGolgi que se aproximan al núcleo para formar elgránulo acrosómico (Figura 1A). Posteriormente,el gránulo acrosómico se extiende sobre el núcleoformando el capuchón acrosomal (Figura 1B-D).Durante el principio de la elongación de las esper-mátides, el Aparato de Golgi que hasta ese momen-to estaba asociado al A, comienza a migrar hacia elpolo opuesto de la célula de manera caudal. En elestadio de espermátides elongadas, el A está com-pletamente formado (Figura 1E-F) y los microtú-bulos ya están organizados en el polo opuesto al Aformando la manchette. En la Figura 1G puedeobservarse un espermatozoide maduro con su A yaformado en la región apical de la cabeza.

La Figura 2 muestra diferentes células testi-culares aisladas de un paciente diagnosticado conglobozoospermia, analizadas por inmunocitoquí-mica mediante el uso de los anticuerpos anterior-mente mencionados (Ver Materiales y Métodos;TP427, anti alfa/beta tubulinas y anti acrosina). Lasimágenes obtenidas al microscopio de epifluores-cencia se superpusieron con las mismas imágenestomadas con microscopía de contraste de fase parael análisis de la morfología celular. Se observa lapresencia de TP y acrosina en células germinalesdurante los primeros estadios de la espermatogéne-sis. En la Figura 2A se observa el núcleo de la esper-mátide redonda interaccionando con la vesículaacrosomal. La señal de acrosina en este caso tienemenor tamaño en comparación con los hombresfértiles (hipoplasia acrosomal, comparar con Figura1E-G). En la Figura 2B puede observarse que el Ano está asociado al núcleo de la espermátide.

También se puede apreciar una espermáti-de enlongada que no perdió su A, y proteínas de laTP asociadas a la manchette (Figura 2C). En elestadio de espermátides enlongadas, se observa alas proteínas de la TP migrando junto con la man-chette durante la formación del cuerpo residual(Figuras 2 C-E). En la Figura 2F, se observa laestructura de un A totalmente disociado de la



Figura 1. Panel de ICQ de biopsia de hombres normales. Localización de Acrosina (verde) durante los diferentes estadios de la esper-matogénesis en humanos. (A) Gránulo acrosomal en espermátide temprana (Fase Golgi). (B) Espermátide redonda temprana, se obser-van gránulos acrosomales dentro de las vesículas del Aparato de Golgi. (C) Se muestra la señal de acrosiona cercana al núcleo (ADNen azul). (D) Espermátide tardía (Fase capuchón). (E) Durante la espermatogénesis se puede observar la vesícula acrosomal forman-do un capuchón sobre el núcleo, el acrosoma extendiéndose por la región apical de la célula, momento que coincide con la elongaciónde la espermátide (Fase acrosomal). (F) Espermátides elongada con avanzado grado de condensación de cromatina y (G)Espermatozoide maduro con el acrosoma totalmente desarrollado. (Aumento 100X)

Figura 2. Panel de ICQ de biopsia del paciente con globozoospermia. Localización de TP (TP427 rojo), y acrosina (verde). Las imáge-nes del microscopio de epifluorescencia se superpusieron con las imágenes de contraste de fase para el análisis de la morfología celu-lar. En la Figura 2A se observa el núcleo de la espermátide redonda asociado al acrosoma. En la Figura 2B, se puede observar al acro-soma (A, verde) disociado del núcleo de la espermátide y restos de TP (rojo, flecha), mientras que en la Figura 2C observamos unaespermátide enlongada con un acrosoma hipoplásico. En este caso, se observan proteínas de la TP migrando junto con la manchettede microtúbulos (rojo). Durante la formación del cuerpo residual, en las Figuras 2 C-E se observan espermátides enlongadas con micro-túbulos de la manchette y proteínas de la TP asociadas. En la Figura 2F, se presenta una espermátide redonda con restos de TP y acro-soma disociado (flecha). En la Figura 2G puede observarse proteínas de la TP en el cuerpo residual y un pequeño acrosoma en la regiónapical. En este caso la condensación de la cromatina es incompleta observándose la formación de un núcleo esférico. En la Figura 2Hse observan espermatozoides maduros con la cabeza redonda y ausencia de acrosoma o con el mismo vesiculizado alrededor delnúcleo. En estos espermatozoides maduros tampoco se observa presencia de TP. En la Figura 2I se pudo evidenciar la presencia deuna estructura tipo acrosoma disociado (flecha) en un espermatozoide ya maduro. (Aumento 100X)



espermátide, indicando que posiblemente se desaso-cie de la porción apical del núcleo durante la esper-matogénesis por la falta de la TP. En la Figura 2G laproteína 427 de la TP se encuentra en el cuerpo resi-dual. En este caso, la espermátide contiene unpequeño A en la región apical. En la mayoría de losestadios observados, la condensación de la cromati-na es parcial, formándose un núcleo esférico. Losespermatozoides maduros de estos pacientes tienenla cabeza redondeada y presentan ausencia o hipo-plasia acrosomal marcada (evidenciada por laausencia o escasez de acrosina). Al mismo tiempo, se

observó la presencia ectópica de la TP en la mayoríade las células analizadas (Figura 2H). En general sepuede afirmar que la muestra patológica testicularcontiene un abundante número de estructuras celu-lares aisladas con marcación positiva para acrosina yTP (ver flecha en 2I).

El estudio ultraestructural evidencia esper-matozoides y espermátides en maduración avanza-da con serios defectos de la génesis o topografíaacrosomal (Figura 3). Los núcleos espermáticosfueron redondeados u ovalados, observándose enalgunos de ellos serios defectos de la compactación

Figura 3: Microscopía electrónica de espermátides maduras y espermatozoides con defectos acrosomales. En 3A se observaun núcleo ovalado con buena compactación de la cromatina y un acrosoma muy pequeño y desprendido, alejado del polo apical delnúcleo. Una situación similar se presenta en 3B, pero aquí la cromatina tiene serios defectos de la compactación y presenta dos áreasde rarefacción de aspecto “vacuolar”. En este caso el acrosoma está representado por dos estructuras, una de pequeño tamaño, algoalejada del núcleo (punta de flecha) y otro anular (flecha), completamente desprendido. En 3C el espermatozoide de la izquierda pre-senta un acrosoma completamente disociado del núcleo y migrando al polo caudal (cabeza de flecha), acompañado asimismo por unaestructura acrosomal anular (flecha), mientras que el espermatozoide hacia la derecha evidencia un acrosoma hipoplásico y parcial-mente desprendido. La figura 3D evidencia un globocito con un resto citoplásmico que remeda un acrosoma rudimentario y hacia laparte superior de la figura un cuerpo residual, sin núcleo, que contiene un acrosoma desvinculado de su espermátide de origen.



cromatínica, con áreas de rarefacción de la misma(Figura 3B). Los A se encontraron presentes, detamaño pequeño y formas atípicas, frecuentementedesprendidos del núcleo, o bien muy alejados delmismo en el citoplasma residual (Figura 3C), ocompletamente separados en cuerpos residualespequeños (Figura 3D). En ningún caso se observa-ron A normalmente desarrollados.

En las Figuras 4A, A´y A´´ observamos lamorfología de espermatozoides de eyaculado dehombres normales, mientras que en las Figuras 4By B´ se observan espermatozoides de eyaculado depacientes con globozoospermia.

Como cabe esperar, en espermatozoides deeyaculado de hombres fértiles (Figura 4A) sepuede observar la presencia de TP en la porciónsubacrosomal y ecuatorial. En la misma Figura,también se observa la presencia de A mediante elempleo de anticuerpos anti-acrosina. En la Figura4A’ observamos el detalle de la localización especí-fica de la TP en la región apical de la cabeza delespermatozoide, mientras que en la Figura 4A’’ seaprecia el A perfectamente formado en la regiónapical de la cabeza del espermatozoide.

En los espermatozoides de eyaculado delpaciente con globozoospermia (Figura 4B), seevidencia la presencia de la TP sólo en el citoplas-ma de las células inmaduras y en los restos cito-plasmáticos de los espermatozoides maduros. Adiferencia del panel 4A, la ausencia de TP y A esevidente en la gran mayoría de las células analiza-das. La imagen al microscopio de contraste de fasemuestra de manera panorámica la morfología de lacabeza de los espermatozoides redonda (inserto 4Aarriba a la derecha). En la misma puede apreciarseuna cabeza perfectamente esférica y flagelos norma-les. Luego de la cuantificación de 500 espermatozoi-des, se determinó que el 89,9% de ellos tiene unamorfología redonda de la cabeza (globocitos). Sóloel 10% de los espermatozoides tienen una morfolo-gía aparentemente conservada (ver punta de flechaen inserto). En la Figura 4B’, se detalla el recuadrode la Figura 4B, en el cual se observa presencia de laTP en las células inmaduras presentes en el eyacula-do y una estructura acrosómica disociada (flecha).CONCLUSIÓN

El presente estudio fue realizado con el finde caracterizar mediante las técnicas de ICQ ymicroscopía electrónica (ME) los componentescelulares del espermatozoide, específicamente laTP, el A y el ADN. Nuestro interés también se cen-tró en la comparación de las estructuras espermá-ticas de hombres normales con las de pacientes conglobozoospermia, analizando las alteraciones

espermáticas de estos últimos. La inmunofluores-cencia es una técnica valiosa para el estudio deestas estructuras espermáticas, y la ME permiteobtener información sobre la organización subce-lular de las organelas. La combinación de estas téc-nicas, nos permitió obtener diferentes aproxima-ciones esenciales para un correcto diagnóstico y unmayor entendimiento de la patología estudiada. Eluso de la epifluorescencia aplicada a la patologíaespermática humana, nos ha permitido el estudiode la espermatogénesis completa en biopsias testi-culares humanas y en eyaculados de hombres nor-males y con patologías espermáticas, en las cuales,la disposición tridimensional de los componentescelulares fue la característica distintiva.Actualmente no se han reportado trabajos de ICQcon biopsias testiculares humanas de pacientesglobozoospérmicos. Los pocos trabajos de ICQpublicados relacionados con la espermatogénesis yla biogénesis del A y de la TP se han focalizadoúnicamente en ratas (Longo y col., 1987; Longo yCook, 1991), en toros (Longo y col., 1987; Longoy Cook, 1991; Oko y Maravei, 1994; Oko yMaravei, 1995; Sutovsky y col., 2003) y en eyacula-dos humanos (Escalier, 1990).

En nuestro estudio pudimos observar labiogénesis del A durante la espermatogénesis nor-mal, evento que es también muy poco observadoen la literatura. En la espermatogénesis temprana,los gránulos proacrosómicos se desarrollan dentrode las vesículas del Aparato de Golgi, que se apro-ximan al núcleo para formar el gránulo acrosómi-co que luego se extiende sobre el núcleo formandoel capuchón acrosomal. El Aparato de Golgicomienza a migrar entonces hacia el polo opuestode la célula, caudalmente durante el inicio de laelongación de las espermátides. En las espermáti-des elongadas, el A está completamente formado ylos microtúbulos migran hacia el polo opuesto delA eliminándose con el cuerpo residual. De estaforma se originan espermatozoides maduros conA en la región apical de la cabeza, estructura fun-damental para la penetración del oocito. En losresultados obtenidos del paciente con globozoos-permia, determinamos que el 89,9% de los esper-matozoides de la muestra tenía una morfologíaredonda de la cabeza (globocitos) y sólo el 10% delos espermatozoides de la muestra presenta unamorfología aparentemente conservada (punta deflecha), sugiriendo que la biogénesis del A y de laTP está severamente afectada. Se observó la pre-sencia de TP y acrosina en las células germinalesdurante los primeros estadios de la espermatogéne-sis evidenciándose una hipoplasia acrosomal, y



Figura 4. Morfología de espermatozoides de hombres normales y paciente con globozoospermia provenientes de eyaculado.En la Figura 4A se observa la localización de la TP (rojo), formando la capa subacrosomal en espermatozoides normales. También seobserva la presencia del acrosoma mediante el empleo de anticuerpos anti-acrosina (verde) y el ADN en azul. En la Figura 4A’ se obser-va la localización específica de la TP en la región apical de la cabeza del espermatozoide; capa subacrosomal, región ecuatorial y capapost-acrosomal. Al estudiar el acrosoma en estos espermatozoides puede apreciarse al mismo completamente formado en la región api-cal de la cabeza (Figura 4A’’). En la imagen de la ICQ de espermatozoides de eyaculado del paciente con globozoospermia (Figura 4B)se evidencia la ausencia de la TP en la posición esperada (comparar con 4A´). En el inserto se observa una imagen del microscopioóptico que muestra la morfología de la cabeza de los espermatozoides de eyaculado del paciente globozoospérmico. En la Figura 4B’se detalla el recuadro de la Figura 4B, en el cual se observa la presencia de TP en espermátides redondas y una estructura tipo acro-soma disociado (Aumento 60X y 100X).

pudiéndose también observar que el A se separadel núcleo de la espermátide. Posteriormente, enlas espermátides elongadas que todavía no perdie-ron su A, se ven proteínas de la TP migrando juntocon la manchette durante la formación del cuerporesidual. También observamos A disociados en lamuestra de la biopsia testicular y en eyaculado,indicando que el A posiblemente se disocie duran-te la espermatogénesis por causa de la pérdida dela TP. Las proteínas de la TP podrían tener unafunción en la estabilización de las membranas enla región ecuatorial, previniendo la vesiculizacióndurante la reacción acrosomal. La TP es una

estructura clave para la función de moldeado de lacabeza del espermatozoide, y está involucrada enla asociación estable entre la membrana nuclear yla membrana interna acrosomal o con la membra-na plasmática. Sin embargo, el mecanismo involu-crado en la asociación de proteínas con la TP aúnno se conoce. Una de las características de las pro-teínas de la TP podría relacionarse con la interac-ción proteína-proteína, funcionando como“cemento” entre el núcleo y el A. En este caso, lasproteínas de la TP estarían anclando el A alnúcleo, otorgando una adecuada diferenciaciónestructural y una estructura protectora rígida para



por la constante contribución intelectual y entregade anticuerpos anti teca perinuclear. A los médicosdel Staff de CEGyR y al Dr. Brugo Olmedo por sucuriosidad para el estudio del material.

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el núcleo espermático durante la maduración delespermatozoide y la fecundación. Estas proteínas dela TP estarían contribuyendo con moléculas de seña-lización durante el proceso de fecundación, impor-tantes para disparar la activación oocitaria y el desa-rrollo embrionario temprano (Sutovsky y col., 2003).

La microscopía de epifluorescencia fue unaherramienta de gran valor, particularmente luegodel estudio de estos patrones en el espermatozoideentero, y la ME proveyó una herramienta clave en elestudio de la organización ultraestructural.

El estudio ultraestructural confirmó lasserias alteraciones en el tamaño y ubicación acro-somal, con ausencia del mismo en muchos esper-matozoides maduros. Si bien en algunos casoscomunicados de globozoospermia el mecanismosería la falta de desarrollo del A por una falla delAparato de Golgi de formarlo, en el caso que nosocupa pareciera ser que la falta de A se origina poruna falla del Aparato de Golgi de la espermátidede colocarse en el polo cefálico del núcleo y desa-rrollar allí un A normal, como lo demuestran nues-tras observaciones de A bien desarrollados obser-vados en ubicaciones alejadas del núcleo, libres enel citoplasma residual que es separado del esper-matozoide poco antes de la espermiación (Chemes2000, Chemes y Rawe, 2003). Estas alteracionesmuy posiblemente se deben a las anormalidades dedesarrollo de la teca perinuclear, que normalmentefuncionaría como un elemento de anclaje del acro-soma sobre la membrana nuclear.

Es de hacer notar que cuando se producenestas alteraciones pueden resultar no solo globoci-tos sin A o con A pequeño, sino formas ovaladas,con relativa conservación de la forma de la cabeza,pero desprovistas de A y TP. Esta posibilidad es departicular importancia cuando se seleccionanespermatozoides para microinyección, ya que laforma ovalada de la cabeza no garantiza la presen-cia de A y TP. Esta situación debe alertar a quienselecciona los espermatozoides para microinyec-ción, pues la presencia del A y la TP no sólo esnecesaria para la penetración en el ovocito (noimportante en el caso del ICSI pues la penetraciónse asegura por la microinyección), sino porqueestas estructuras son necesarias para una normalactivación ovocitaria. Es posible que las fallas deICSI comunicadas en casos de patologías acroso-males se deban a una anormal activación del ovo-cito por las razones antes expuestas.

AgradecimientosEspercial agradecimientos al Dr. Peter

Sutovsky (EEUU) y Dr. Richard Oko (Canadá)

Saegre Vol XIII - Nº2_2006 08/07/06 10:32 AM 5


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PROGRAMACIÓN NUTRICIONAL MATERNA DEL DESARROLLO DEL TEJIDOADIPOSO FETAL: CONSECUENCIAS A LARGO PLAZO PARA

LA OBESIDAD POSTERIOR.

(Maternal Nutricional Programming of Fetal Adipose Tissue Development: Long-TermConsequences for Later Obestity)

Budge H, Gnanalingham MG, Gardner DS, Mostyn A, Stephenson T, Symonds MECentre for Reproduction and Early Life, Institute of Clinical Research, University of

Nottingham, United KingdomBirth Defects Research (Part C) 2005;75:193-9

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Como la obesidad ha llegado a niveles epi-démicos en los Estados Unidos, hay una urgentenecesidad de comprender las vías de desarrollo deesta circunstancia. La obesidad aumenta el riesgode hipertensión y diabetes, síntomas que se estánviendo con una incidencia mayor en niños. El desa-rrollo de los adipositos comienza en la vida fetal y,en contraste con todos los demás tejidos cuyo cre-cimiento cesa en la vida juvenil tardía, tienen lacapacidad de crecimiento ilimitado. En los indivi-duos normales y sanos, el aumento con la edad dela masa adiposa esta acompañado por un aumen-to paralelo de la sensibilidad al cortisol, e.g.,

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