universidade estadual de campinas faculdade ......resumo o peróxido de hidrogênio é o principal...
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MARÍLIA ZECZKOWSKI
EFEITO DE DIFERENTES MEIOS DE ARMAZENAMENTO
NA RESISTÊNCIA DE UNIÃO DE DENTES CLAREADOS:
estudo in vitro vs. in situ
EFFECT OF DIFFERENT STORAGE MEDIA ON BOND
STRENGTH OF BLEACHED TEETH: in vitro study vs. in
situ
PIRACICABA
2019
UNIVERSIDADE ESTADUAL DE CAMPINAS
FACULDADE DE ODONTOLOGIA DE PIRACICABA
ESTE EXEMPLAR CORRESPONDE À VERSÃO
FINAL DA TESE DEFENDIDA PELA ALUNA
MARÍLIA ZECZKOWSKI E ORIENTADA
PELO PROFA. DRA. DÉBORA ALVES NUNES LEITE LIMA
MARÍLIA ZECZKOWSKI
EFEITO DE DIFERENTES MEIOS DE ARMAZENAMENTO
NA RESISTÊNCIA DE UNIÃO DE DENTES CLAREADOS:
estudo in vitro vs. in situ
EFFECT OF DIFFERENT STORAGE MEDIA ON BOND
STRENGTH OF BLEACHED TEETH: in vitro study vs. in
situ
Tese apresentada à Faculdade de Odontologia de Piracicaba da Universidade Estadual de Campinas como parte dos requisitos exigidos para a obtenção do título de Doutora em Clínica Odontológica, na Área de Dentística.
Thesis presented to the Piracicaba Dental School of the University of Campinas in partial fulfillment of the requirements for the degree of Doctor in Clinical Dentistry, in Restorative Dentistry area.
Orientadora: Profa. Dra. Débora Alves Nunes Leite Lima
PIRACICABA
2019
Identificação e informações acadêmicas e profissionais da aluna
- Orcid: https://orcid.org/0000-0002-8108-057X
- Currículo Lattes: http://lattes.cnpq.br/6319225370191791
DEDICATÓRIA
A minha amada família, mãe, pai e irmãs.
AGRADECIMENTOS
O presente trabalho foi realizado com apoio da Conselho Nacional de
Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq), processo nº 141318/20155.
A Deus por conduzir meus passos durante toda a minha trajetória na pós-graduação,
amparar minhas angustias nos momentos de dificuldade e por colocar pessoas maravilhosas
na minha na minha vida, as quais foram essenciais para a concretização deste sonho.
A querida Profa. Dra. Débora Alves Nunes Leite Lima, a qual considero como uma
benção tê-la tido como orientadora, por ter conduzido todo meu aprendizado na pós-
graduação, por me amparar e não me deixar desistir nos momentos onde tudo parecia ter se
perdido, por ter contribuído tanto para minha evolução tanto profissional, como também
pessoal. Agradeço também pelo compartilhar de conhecimento, por ter me apoiado e
incentivado para o início da atividade docente, assim como também pela compreensão na
divisão do meu tempo entre a pós-graduação e as atividades como professora. E agradeço
ainda, por ter disponibilizado seu tempo, para a conclusão desta etapa, mesmo estando
afastada, por estar em um período tão especial de sua vida.
A Faculdade de Odontologia de Piracicaba da Universidade Estadual de Campinas,
nas pessoas do diretor Prof. Dr. Francisco Haiter Neto, e do diretor associado Prof. Dr. Flávio
Henrique Baggio Aguiar, a qual proporcionou meu crescimento profissional e científico.
A Profa. Dra. Profa. Karina Gonzales Silvério Ruiz, Coordenadora Geral do Programa
de Pós-graduação da FOP/UNICAMP.
Ao Prof. Dr. Valentim Adelino Ricardo Barão, Coordenador do Programa de Pós-
graduação em Clínica Odontológica.
Ao Prof. Dr. Flávio Henrique Baggio Aguiar, por ser um exemplo de pessoa e
profissional pelo qual tenho grande admiração, eu agradeço pelos bons momentos, por
sempre ter uma palavra amiga e de conforto, por todas as conversas, pelo apoio com a ida ao
IADR, por ter sido minha banca avaliadora de mestrado e principalmente por todo o
aprendizado durante os anos de pós-graduação.
A Profa. Dra. Giselle Maria Marchi Baron, por toda doçura que sempre me tratou,
pelas palavras serenas e de apoio, por todo conhecimento compartilhado, por ser uma
mulher, mãe e profissional exemplar, a qual tenho como inspiração e por ter se disponibilizado
e contribuído com a minha banca de qualificação.
Ao Prof. Dr. Luís Alexandre Maffei Sartini Paulillo, por toda atenção, respeito,
exigências, risadas e conversas na sala que compartilhava com a minha orientadora. Agradeço
também por você ter sido aquele que ensinou de “maneira excêntrica”, que por um momento
nos deixava com raiva, mas que só depois percebíamos que era com esse seu jeito de ensinar,
que iriámos adquirir os ensinamentos e lições da vida acadêmica que vão além de conteúdo
científico. Agradeço por ter tido a honra de ser sua aluna. A dentística não é a mesma sem
você.
A Profa. Dra. Gláucia Mara Bovi Ambrosano, da disciplina de Bioestatística da
FOP/UNICAMP, pela execução das análises estatísticas deste e outros trabalhos
Aos professores da área de Dentística, Prof. Dr. Luís Roberto Marcondes Martins, Prof.
Dr. Marcello Gianinni, Profa. Dra. Vanessa Cavalli Gobbo pelos ensinamentos concedidos
durante a pós-Graduação.
A Profa. Dra. Lívia Maria Andaló Tenuta, pelo compartilhamento de conhecimento,
pelo auxílio no desenvolvimento da metodologia deste trabalho e por ter aberto as portas do
laboratório de Cariologia.
Ao Prof. Dr. Américo Bortolazzo Correr, pela contribuição tanto na banca de
qualificação do mestrado, como também na de doutorado.
A Profa. Dra. Renata Corrêa Pascotto, pelo exemplo de profissional, por me inspirar a
seguir carreira docente e pelo compartilhar de conhecimento.
A Profa. Dra. Carina Gisele Costa Bispo, por me incentivar a fazer a pós-graduação, por
todos os ensinamentos, pelas conversas amigáveis e por ter impulsionado minha trajetória
profissional.
A Dra. Juliana do Carmo Públio, pela amizade verdadeira e sincera, pela companhia
durante a pós-graduação, pelas palavras de apoio e abraços de conforto nos momentos mais
angustiantes, e pela disponibilidade e contribuição com minha banca de qualificação de
doutorado.
Ao Dr. Henrique Heringer Vieira pelos ensinamentos compartilhados com a
metodologia da pesquisa.
A Raíssa Manoel Garcia, por ter trabalhado junto comigo, sempre de maneira tão
sorridente, com um alto astral contagiante, sou imensamente grata por sua colaboração e
apoio, que foram imprescindíveis para a realização da pesquisa.
A aluna de doutorado Laura Nobre Ferraz Jardim, por todos os bons momentos e por
toda ajuda prestada para a realização da pesquisa.
Agradeço imensamente aos voluntários da pesquisa por toda disponibilidade,
colaboração e dedicação com o estudo.
Ao Adriano Luís Martins, do Departamento de Microscopia Eletrônica de Varredura da
FOP/UNICAMP, por toda a paciência em me ensinar a trabalhar no microscópio, e por todo
auxílio na obtenção de imagens deste e de outros trabalhos.
As áreas de Materiais Dentários na pessoa do Prof. Dr. Américo Bortolazzo Correr e de
Cariologia na pessoa da Profa. Dra. Cinthia Pereira Machado Tabchoury, pela disponibilidade
para utilização de equipamento que foram essenciais para a pesquisa.
Aos funcionários das áreas de Cariologia, José Alfredo da Silva e Waldemiro Vieira, da
área de Materiais Dentários, Selma Aparecida Barbosa Segalla e Marcos Blanco Cangiani e a
ex-secretária da área de dentística Mônica Barnabé por todo o auxílio para a realização da
pesquisa.
Ao Laboratório de Radiobiologia e Ambiente do Centro de Energia Nuclear na
Agricultura (CENA/USP), em nome da pessoa do Prof. Dr. Valter Arthur, por permitir a
utilização do equipamento Gammacell-220, para a esterilização das amostras utilizadas na
pesquisa.
A minha mãe Gleimara Regina Ferreira Zuniga, por todo seu amor, por todo o esforço
para que eu sempre tivesse uma educação de qualidade, pelo apoio em todas as minhas
decisões e por todas as atitudes que teve para me transformar na pessoa que sou hoje.
Ao meu pai Hélio Luís Zeczkowski, por todo seu amor, carinho e abraços
reconfortantes, por ter me incentivado a buscar uma vida melhor, por apoiar o meu
crescimento profissional, por sempre me escutar, amparar e ter uma palavra de conforto nos
momentos difíceis.
A minha “boadrasta” Ana Lívia Paese Zeczkowski, por ter me acolhido como filha em
sua casa, por todo cuidado e carinho comigo e por todo o amparo para a realização dessa tese.
As minhas irmãs queridas, Esther Zuniga Guedes de Castro Lira, Vitória Zeczkowski,
Gabriela Zuniga Guedes de Castro Lira, Clara Zuniga Guedes de Castro Lira e Lia Zeczkowski,
por me incentivarem a ser uma pessoa melhor, por todo o carinho, risadas, apoio e
compreensão com a distância nos momentos que estou fisicamente distante, vocês sempre
tornam meus dias mais leves e cada uma tem um espaço especial no meu coração.
A minha avó, Tomes Terezinha Zeczkowski, por todo carinho e contribuição na minha
vida.
A minha amiga, Isabel Ferreira Barbosa, que entrou na jornada da pós-graduação junto
comigo, eu agradeço por ter me mostrado uma vida mais divertida, pelos diversos bons
momentos, pelas lições aprendidas, pela amizade e pelo companheirismo.
As amigas Marina Moreno e Renally Wanderley, por terem participado dos momentos
mais divertidos da pós-graduação, por todas as conversas reflexivas comendo coxinha da
Assagio, pela amizade, incentivo e apoio.
A amiga Mariana Dias Flor, por todos os bons momentos compartilhados, por sempre
tem uma palavra de amiga, pelo todo o apoio durante o meu doutorado.
A amiga que me foi dada no período que estive na Uningá, Ludmila Manetti, pela
amizade verdadeira, por todos os ensinamentos dados no início da docência, por todo
cuidado, amparo e bons momentos na fase que vivi entre Maringá e Piracicaba, por todas as
caronas e conversas na caminhonete, por todo incentivo e apoio para a finalização de mais
uma etapa na minha vida.
A Danielle Ferreira, irmã de orientação, a quem tive o prazer de conhecer melhor na
fase final do meu doutorado e que tenho grande admiração pela pessoa que é, agradeço pelas
palavras gentis para a finalização da pesquisa e pelo apoio dado na realização da qualificação.
A todos os alunos de mestrado e doutorado da área de dentística, por todos os bons
momentos compartilhados e palavras de apoio.
A Direção do Centro Universitário Luterano de Palmas (CEULP/ULBRA), em nome do
Reitor Adriano Chiarani da Silva, e a Coordenação do Curso de Odontologia do CEULP/ULBRA,
em nome da Profa. Dra. Micheline Pimentel Ribeiro Cavalcante pela compreensão aos
períodos que me ausentei da instituição para me dedicar as atividades da pós-graduação.
Aos professores do curso de Odontologia CEULP/ULBRA, Josleidany Borges da Silva,
Marcelo Lima, Danilo Flamini Oliveira, Yamba Carla Lara Pereira, Fernanda Tonial, Rodrigo
Ventura Rodrigues, Luciana Marquez, pela convivência, bons momentos, conversas, tapiocas
no final de tarde, por todo apoio e principalmente por suprirem minha ausência nos
momentos que me não pude estar presente em sala de aula ou em clínica, por estar me
dedicando as atividades da pós-graduação.
E a todos(as) que direta ou indiretamente estiveram comigo, me auxiliando e
amparando durante toda a minha trajetória na pós-graduação na FOP/UNICAMP, eu os
agradeço imensamente, pois conquistas não são atingidas sozinhas, e sim através de apoio e
presença das pessoas que nos querem bem.
RESUMO
O peróxido de hidrogênio é o principal princípio ativo dos géis clareadores. Ele se
dissocia em radicais livres, os quais fazem a quebra das moléculas cromógenas no interior da
estrutura dental, tornando os dentes mais claros. O tratamento clareador é um procedimento
eficaz e seguro, entretanto pode apresentar alguns efeitos adversos, como a redução na
resistência adesiva ao esmalte e dentina. Contudo, há algumas divergências na literatura com
relação a ocorrência desse efeito adverso, podendo essas divergências estarem relacionadas
a metodologias dos estudos, como por exemplo o meio de armazenamento das amostras.
Desta forma, o objetivo desse estudo foi avaliar a influência de diferentes meios de
armazenamento, in vitro e in situ, na resistência de união ao esmalte e a dentina de dentes
bovinos, após o tratamento clareador. Cento e sessenta amostras dentais foram
confeccionadas e divididas em 10 grupos (n=16) de acordo com o meio de armazenamento e
substrato dental para realizar a adesão, esmalte (e) ou dentina (d). Grupo controle: amostras
não clareadas e armazenadas em água purificada (Ce/Cd) e os grupos clareados armazenados
em diferentes meios, água purificada (PWe/PWd), saliva artificial (ASe/ASd), saliva natural
(NSe/NSd) e in situ (ISe/ISd). As amostras foram submetidas aos seus respectivos meios de
armazenamento 24h antes do tratamento clareador. Após esse período, o clareamento dental
foi realizado com peróxido de hidrogênio a 35%, com três aplicações de 15min de gel clareador
em esmalte. Após o procedimento clareador, as amostras retornaram para os meios de
armazenamento de acordo com o grupo e permaneceram por mais 24h. Na sequência, os
grupos destinados para a adesão em dentina (Cd, PWd, ASd, NSd, ISd) tiveram a superfície de
esmalte removida e o tecido dentinário foi exposto. Foram realizados dois pilares de resina
composta, na superfície de esmalte e de dentina. Esses pilares foram submetidos ao teste de
microcisalhamento, em máquina de ensaio universal até ocorrer a sua falha e os valores
máximos de força foram obtidos. Os padrões de fratura foram analisados em Microscopia
Eletrônica de Varredura (MEV), e classificados em falhas adesivas, coesivas e mistas. Os dados
de resistência de união por microcisalhamento (mSBS) foram submetidos a análise de
variância “one-way” (ANOVA) e teste de Tukey. Os dados de padrão de fratura foram
analisados pelo teste do qui-quadrado (=5%). Com relação a resistência de união ao esmalte,
ISe apresentou os menores valores de mSBS, diferindo estatisticamente dos outros grupos.
Ce, PWe, ASe, NSe que não diferiram entre si. Na resistência de união a dentina, não
ocorreram diferenças entre os grupos. O padrão de fratura mais predominante em esmalte
foram as falhas adesivas, e em dentina foram as falhas mistas. As condições de
armazenamento influenciaram na resistência adesiva em esmalte, o grupo de armazenamento
in situ apresentou menor resistência de união ao esmalte, e os grupos de armazenamento in
vitro mostraram resultados semelhantes entre os grupos clareados e o grupo controle. A
resistência adesiva em dentina e o padrão de fratura em esmalte e dentina não foram
influenciados pelas condições de armazenamento.
Palavras-chave: Clareamento dental; Resistência ao cisalhamento; Peróxido de
hidrogênio.
ABSTRACT
Hydrogen peroxide is the main active principle of bleaching gels. It dissociates into free
radicals, which break the chromogenic molecules inside the tooth structure, making the teeth
lighter. Bleaching treatment is an effective and safe procedure, however it may present some
adverse effects, such as the decrease in bond strength to enamel and dentin. Nevertheless,
there are some divergences in the literature regarding the occurrence of this adverse effect,
these divergences may be related to methodologies of the studies, such as the storage
medium of the samples. Thus, the objective of this study was to evaluate the influence of
different storage media, in vitro and in situ, on the bond strength to the enamel and dentin of
bovine teeth, after bleaching treatment. One hundred and sixty dental samples were prepared
and divided into 10 groups (n=16) according to the storage medium and dental substrate for
bond strenght, enamel (e) or dentin (d). Control group: unbleached samples stored in purified
water (Ce/Cd) and bleached groups stored in different storage media: purified water
(PWe/PWd), artificial saliva (ASe/ASd), natural saliva (NSe/NSd) and in situ (ISe/ISd). The
samples were submitted to their respective storage media 24h before the bleaching
treatment. After this period, the tooth bleaching was carried out with 35% hydrogen peroxide,
with three applications of 15min of the bleaching gel on enamel. After the bleaching
procedure, the samples returned to the storage media according to the group and remained
further 24h. Subsequently, the groups intended for adhesion in dentin (Cd, PWd, ASd, NSd,
ISd) had the enamel surface removed and exposure of the dentin tissue. Two composite resin
pillars were made on the enamel and dentin surfaces. This pillars were submitted to the micro-
shear test in a universal test machine until their failure occurred and the maximum strength
values were obtained. The failure mode were analyzed in Scanning Electron Microscopy
(SEM), and classified into adhesive, cohesive and mixed faults. Microshear bond strength data
(mSBS) were submitted to analysis of variance one-way (ANOVA) and Tukey’s test. The failure
mode data were analyzed by the chi-square test (=5%). Regarding the enamel bond strength,
ISe presented the lowest values of mSBS, differing statistically from the other groups. Ce, PWe,
ASe, NSe, that did not differ from each other. There were no differences between the storage
groups in mSBS on dentin. The most prevalent failure mode in enamel were adhesive failures,
and in dentin were mixed failure. Storage conditions influenced enamel bond strength, the in
situ storage group presented lower enamel bond strength, and in vitro storage groups showed
similar results between the bleached groups and the control group. The dentin bond strength
and the enamel and dentin failure mode were not influenced by the storage conditions.
Key-words: Tooth bleaching; Shear Strength; Hydrogen Peroxide
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO 16
2 ARTIGO: EFFECT OF DIFFERENT STORAGE MEDIA ON BOND STRENGTH
OF BLEACHED TEETH: in vitro study vs. in situ 21
3 CONCLUSÃO 42
REFERÊNCIAS 43
APÊNDICE 1 – Metodologia Ilustrada 49
ANEXOS
ANEXO 1 – Certificado do comitê de ética em pesquisa 64
ANEXO 2 - Relatório de verificação de originalidade e prevenção de
plágio 65
ANEXO 3 - Comprovante de submissão do artigo 66
16
1 INTRODUÇÃO
O clareamento dental é considerado um tratamento simples, eficiente, quanto a
mudança da cor dos dentes, e conservador, visto que não há o desgaste das estruturas dentais
(1,2). Ele ainda pode ser realizado como parte de um tratamento reabilitador estético, no qual
visa-se num primeiro momento clarear e/ou homogeneizar a cor dos dentes, antes da
confecção de restaurações estéticas, sejam elas em resina composta ou cerâmica (3,4).
Para o clareamento de dentes vitais pelo cirurgião-dentista existem duas abordagens,
o clareamento de consultório, o clareamento caseiro. (5). Na primeira abordagem o
clareamento é realizado no consultório Odontológico. O Cirurgião-dentista aplica na superfície
dental altas concentrações de gel clareador por sessão, sendo normalmente realizado de duas
a quatro sessões de clareamento para se atingir o resultado esperado (6–8). O clareamento
caseiro é realizado pelo paciente, com o acompanhamento do Cirurgião-dentista, para isso,
são confeccionadas moldeiras individuais na qual o paciente irá aplicar o gel clareador em
baixas concentrações e a utilizará diariamente por um período de 30min até quatro horas,
durante aproximadamente duas a quatro semanas (6,7,9).
O agente clareador responsável por tornar os dentes mais brancos é o peróxido de
hidrogênio, sendo ele na sua forma pura, ou liberado através de reações químicas pelo
peróxido de carbamida. O peróxido de hidrogênio é uma molécula de baixo peso molecular
que consegue penetrar pela estrutura dental, e tem a capacidade que formar radicais livres,
como o peridroxil e hidroxil. Essas moléculas de radicais livres, através de reações de
oxirredução, quebram as moléculas extensas dos cromógenos presentes no interior do dente,
resultando em moléculas menores de cromógenos, permitindo assim a aparência mais clara
dos dentes (8,10–13).
Apesar do tratamento clareador ser considerado eficiente e conservador (1,14,15),
tem sido relatado alguns efeitos adversos sobre a estrutura dentária (12) e materiais
restauradores (16,17). Tais efeitos podem estar associados com o valor de pH, o efeito
oxidativo do peróxido de hidrogênio ou a composição dos agentes clareadores (18–20). Com
relação os efeitos adversos na estrutura dental, foram relatadas alterações na morfologia do
esmalte (20–22), aumento da rugosidade (23), redução da dureza (20,24–26) e alteração na
composição química das estruturas dentais (27,28).
17
Além dos efeitos adversos que podem ocorrer na estrutura dental, existe também uma
preocupação com os procedimentos adesivos realizados em esmalte e dentina após o
tratamento clareador. Estudos mostram uma resistência adesiva ao cisalhamento e tração
reduzida, quando materiais restauradores são aplicados em esmalte e/ou dentina logo após
o clareamento dental (3,16,29–32). A principal causa para a redução na resistência de união
das restaurações realizadas após o clareamento é a permanência dos radicais livres
provenientes do peróxido de hidrogênio na estrutura dental, que inibem parcialmente a
polimerização dos materiais resinosos e consequentemente causam um baixo grau de
conversão (16,33). Outras possíveis causas são as alterações estruturais, como, reduções do
conteúdo mineral de cálcio e fosfato do dente, ou alterações na matriz orgânica de esmalte e
dentina em função do efeito oxidante do peróxido de hidrogênio, e ainda são relatadas como
causa, alterações morfológicas nos cristais de esmalte mais superficial (16,32–34).
O comprometimento da adesão após o clareamento dental, foi relatado em alguns
estudos, os quais relatam, um menor grau de conversão de adesivos sobre dentina clareada
(35), com prejuízo a formação de camada híbrida, com tags de resinas reduzidos em dentina
(36) e em esmalte (37), e aumento da microinfiltração (38). Com relação a resistência a adesão
após o clareamento, estudos mostram uma redução da resistência adesiva ao esmalte
clareado seja pela técnica de consultório (32,39–45) ou pela técnica caseira (3,30,46–48),
como também uma redução na resistência de união a dentina após o clareamento (29,31,49).
Entretanto, outros estudos não constataram tal redução na resistência de união após o
clareamento em esmalte com a técnica caseira (5,7,50–54) ou pela técnica de consultório
(5,50,54–56) ou ainda com relação a adesão em dentina (57,58).
Ter o conhecimento acerca dos efeitos do clareamento na união entre materiais
restauradores e dente é essencial, visto que em muitos casos há a necessidade de realização
de procedimentos restauradores após o clareamento dental, em função de o paciente
apresentar restaurações pré-existentes ao tratamento clareador, que após o clareamento se
tornam evidentes (53). Ou ainda, quando o tratamento clareador é parte de um tratamento
estético maior que envolve reabilitações com procedimentos adesivos. Desta forma, para se
obter uma adesão adequada após o tratamento clareador, tem sido relatado o uso de agentes
remineralizantes com o tratamento clareador, a fim de evitar tais alterações na morfologia
da estrutura dental (33,59); assim como, o uso de agentes antioxidantes aplicados após o
18
clareamento e previamente ao procedimento restaurador, com o intuito de remover os
radicais de oxigênio residuais (31,44,45,47,60,61).
Para evitar ainda, os efeitos adversos do tratamento clareador na adesão à estrutura
dental, tem sido indicado pela literatura, aguardar um período após o clareamento para que
as restaurações sejam realizadas. Esse tempo é recomendado para que os radicais oxigênio
residuais sejam eliminados completamente do dente. Os estudos indicam que após um
período, a resistência de união não é mais afetada pelo clareamento, e esse tempo pode variar
de 24 horas (50,51,53,62–65) sete dias (29,31,43,48,62), catorze dias (57,66) e até vinte e um
dias (30), segundo os estudos. Tal inconsistência entre os achados científicos sobre a
resistência de união após o clareamento pode ser em função da metodologia do estudo.
Quase que a totalidade desses estudos foram realizados in vitro, com o meio de
armazenamento variando entre água destilada (42,47,55,61–64), saliva artificial (29–
31,44,48,50,51,54,56–58,65,66), umidade relativa (45,53,60), solução salina (67), com
pouquíssimos estudos sendo realizados in situ (7,43,49,68) e apenas um estudo foi realizado
ex vivo com dentes clareados e depois extraídos (52).
Tais estudos realizados in vitro desconsideram a saliva, sendo esta um importante fator
presente na cavidade bucal e que pode influenciar nos resultadosdos estudos. A saliva é
composta por água, componentes orgânicos e inorgânicos, sendo esses componentes os
principais responsáveis pelas diversas funções da saliva (69,70) A parte inorgânica da saliva é
constituída principalmente por cálcio e fosfato que atuam na manutenção da integridade
mineral do dente e o bicarbonato que age no tamponamento salivar (70,71). A parte orgânica
da saliva é composta principalmente por proteínas, glicoproteínas e enzimas como, proteínas
ricas em prolina, cistatina, mucinas, histainas, estaterrina, lizozina, lactoferrina, amilase e
peroxidase (69,71).
Sabendo que diversas propriedades e funções da saliva são feitas por sua composição
orgânica, pode-se destacar a função desses componentes presentes nessa composição. A
mucina dá a característica de viscosidade da saliva, atua na lubrificação da cavidade bucal e
participa na formação da película adquirida do esmalte (PAE). As proteínas ricas em prolina
são proteínas multifuncionais que se ligam a hidroxiapatita e participam da PAE. A estaterrina
atua como lubrificante dos dentes, é responsável por manter a saliva supersaturada em cálcio
e fosfato e se liga à hidroxiapaita e inibe a precipitação e crescimento espontâneo de cálcio e
19
fosfato na superfície dental. Além disso, ela é o maior componente da película adquira (69,71).
A histatina também participam da película adquirida e possui propriedades anti-
desmineralizantes quando fosforiladas (70). A peroxidase salivar, que além de ser uma enzima
com propriedades antimicrobianas através da redução de tiocianato é um potente
antioxidante natural, que catalisa a redução do peróxido de hidrogênio, protegendo os tecidos
bucais de sua toxicidade, causada pelos radicais livres (72).
Desta forma, os componentes orgânicos e inorgânicos juntos podem prevenir a
desmineralização ou favorecer a remineralização dos tecidos dentais através de diferentes
maneiras, como: a diluição e o tamponamento de substâncias ácidas, através das
propriedades de suas proteínas, e por ser supersaturada em componentes minerais como
cálcio, fosfato e a através da película adquirida formada sobre os dentes (70,73,74). A atuação
da película adquirida se dá por ela formar uma barreira semipermeável sobre o esmalte e
evitar o contato direto da superfície dental com produtos que possam afetar o conteúdo
mineral do dente (16,73)
Para se utilizar a saliva humana nas pesquisas sem ser em experimentos in vivo,
dispositivos intrabucais podem ser utilizados por voluntários dentro da cavidade bucal. Sendo
este, um estudo do tipo in situ, que representa um estágio intermediário entre os
experimentos de laboratório e os ensaios clínicos. Este tipo de estudo permite uma maior
proximidade com a realidade clínica em função de manter as amostras do estudo na cavidade
bucal, e preservar a precisão das análises laboratoriais, pois são realizadas fora da cavidade
bucal (75). No entanto, esse tipo de estudo depende muito da colaboração dos voluntários
quanto a utilização dos dispositivos intrabucais, e em seguir as instruções do estudo
corretamente, para não gerar, assim, um erro no experimento.
Um outro método em que se pode ter a ação da saliva humana nos estudos é utilizá-la
como um meio de armazenamento nos estudos in vitro. Para isso, a saliva é coletada através
de doação de voluntários e após sua coleta é realizado o processamento da mesma. Esse
processamento da saliva humana consiste em centrifuga-la para decantação de detritos
celulares e agregados supramoleculares de alto peso molecular (76), e após o conteúdo salivar
sobrenadante é filtrado com filtros para esterilização de soluções, para que as proteínas
salivares não sofram degradação pelas proteases bacterianas (77). Após todo o
20
processamento, a saliva está livre de contaminante e pode ser utilizada como uma solução de
armazenamento de amostras durante experimentos in vitro (78).
Desta forma, levando em consideração as divergências de achados na literatura quanto
a resistência adesiva após o clareamento dental, a importância que as propriedades salivares
podem apresentar frente aos efeitos adversos do clareamento e a necessidade de estudos
onde a saliva humana é utilizada como meio de armazenamento in vitro, justifica-se a análise
da resistência de união após o clareamento dental, com as amostras mantidas em diferentes
meios de armazenamento. Assim, o objetivo desse estudo foi avaliar a resistência de união
por teste de microcisalhamento e padrão de fratura de esmalte e dentina de dentes
submetidos ao clareamento dental de consultório com peroxido de hidrogênio a 35%, sendo
as amostras armazenadas em água purificada, saliva artificial, saliva natural e in situ.
21
2 ARTIGO
EFFECT OF DIFFERENT STORAGE MEDIA ON BOND STRENGTH OF BLEACHED TEETH: in vitro study vs. in situ
Marília Zeczkowski, Laura Nobre Ferraz Jardim, Raíssa Manoel Garcia, Gláucia Maria Bovi
Ambrosano, Flávio Henrique Baggio Aguiar, Débora Alves Nunes Leite Lima.
ABSTRACT
The aim of this study was to evaluate the influence of different storage media (SM) on
enamel and dentin bond strength (BS) after bleaching. One hundred and sixty bovine dental
samples were divided into 10 groups (n=16) according to the SM and dental substrate for bond
strenght, enamel (e) or dentin (d). The control group (C): unbleached samples stored in
purified water (Ce/Cd) and the bleached groups stored in different storage media: purified
water (PWe/PWd), artificial saliva (ASe/ASd), natural saliva (NSe/NSd) and in situ (ISe/ISd).
The samples were submitted to their respective SM for 24h before and after bleaching. The
bleaching gel of 35% hydrogen peroxide was applied on enamel during 45min. The samples
for dentin bond strength, had the enamel surface removed. Two composite resin pillars were
performed on enamel and dentin. The restorations were submitted to microshear bond
strength (mSBS) test until failure occurred. The failure mode (FM) were analyzed in Scanning
Electron Microscopy (SEM). mSBS data were submitted to analysis of variance one-way
(ANOVA) and Tukey’s test. The FM data were analyzed by the chi-square test (=5%).
Regarding the enamel mSBS, ISe presented lower values, differing statistically from the other
groups. Ce, PWe, ASe, NSe did not differ from each other. mSBS in dentin and the FM did not
show diferences between groups. SM influenced enamel BS, where in situ storage presented
lower bond strength on enamel and in vitro storage showed similar results between bleached
and control groups. The dentin BS was not influenced by SM.
Key-words: Tooth Bleaching, Shear Strength, Hydrogen Peroxide.
22
INTRODUTION
Tooth bleaching is an esthetic treatment that has an increased demand in dental
offices. This treatment is performed on those patients who wish a brighter smile or can be
performed as part of an oral esthetic rehabilitation treatment (1–4). The bleaching treatment
is carried out through hydrogen peroxide, which breaks down into oxygen free radicals
perhydroxyl and hydroxyl, which in breaks the chromogenic molecules inside the tooth (1,5–
8).
The efficacy of dental bleaching has been proven by several studies. However, some
adverse effects related to the bleaching technique have also been reported, such as increased
surface roughness, reduction of enamel hardness, and alteration of the chemical composition
of dental tissues (6,9,10). Another reported adverse effect caused by tooth bleaching is the
reduction of bond strength to dental substrates (3,11–15).
This can occur due to the permanence of the free radicals from the hydrogen peroxide
into tooth structure, which inhibits the polymerization of the resinous materials which causes
a low degree of polymerization conversion, thus contributing to a low value in bond strength
(14,16). The reduction of bond strength may also occur due to changes in the mineral content
or in the organic matrix of the enamel and dentin, as a result of the oxidizing effect of the
hydrogen peroxide (17,18). And it may also be due to morphological changes in the more
superficial enamel prisms (14,16).
However, there are some studies that have evaluated bond strength after tooth
bleaching and have not reported reduction of bond strength after the bleaching treatment
(19–23). Such inconsistency among the studies may be related to the way these studies
evaluate bond strength after bleaching, with regard to the storage medium. That is, the
different storage media used in the studies and the ratio of time which the bleached tooth
structure remains in the storage media, from the end of the bleaching treatment to the
confection of the restauration.
This storage after bleaching is crucial since soon after tooth bleaching the teeth must
be hydrated by the saliva which enables the means for the recovery of the dental structure
(24). However, the effect of natural saliva has not been considered in most studies, since these
studies use distilled water or artificial saliva as storage media.
23
Since there are limited information regarding the effect of saliva after tooth bleaching,
by a few of in situ studies, wicth none of then have considerind the period of 24h storage for
analisys for bond strength. And that until now, there have been no studies that used natural
saliva with in vitro research. The objective of this study was to evaluate the bond strength and
failure mode of enamel and dentin of bleached teeth, submitted to different storage media,
in vitro storage (distilled water, artificial saliva and natural saliva) and in situ storage. The null
hypotheses were: (1) the different storage media would not affect bond strength on enamel
and dentin of bleached tooth; and (2) the different storage media would not affect the failure
mode on enamel and dentin of bleached tooth.
MATERIALS AND METHODS
This study was approved by the Institutional Ethics Committee (CAAE
30684914.8.0000.5418).
Sample size calculation
A pilot study was conducted to obtain information for sample size. This calculation was
performed in the GPower program, considering the study design, with a level of significance
of 0.05, the power of study was at least 0.80 and large effect size. The minimum of
experimental units per group were 16, totaling 160 experimental units.
Sample preparation
Bovine incisors were collected, disinfected, and stored in a 0.1% thymol-buffered
solution and distilled water. The crown was separated from the root using a double-faced
diamond disc (KG Sorensen Ind. Com Ltda, Barueri, SP, Brazil). Enamel-dentin blocks (5mm x
5mm) were obtained from the buccal surface, using a diamond cutting disc (4” × 012 × ½,
Buehler, Illinois, USA) coupled to a metallographic saw (Isomet 1000; Buehler, Lake Buff, IL,
USA). Enamel and dentin thickness were standardized in 1mm. The dentin surface was
planned, and the enamel was ground and polished with silicon carbide paper discs (600, 1200,
and 2000 – Norton Saint Gobain, Guarulhos, SP, Brazil). All specimens were immersed in
distilled water and ultrasonicated for 10min to remove both residual particles and the smear
layer. All samples were isolated with acid-resistant varnish (OPI Nail Lacquer, Calabasas, CA,
USA), except for the polished enamel area.
24
The dental blocks were sterilized with gamma radiation at Gammacell 220 (Atomic
Energy of Canada Limited – Ottawa, Canada) with a dose of 0.179 kgy/h, for 88 hours and 27
minutes of irradiation, the total dose was 15 kgy and then the samples were stored in sterilized
distilled water and refrigerated at 4◦C awaiting use.
In situ aspects
Sixteen healthy adult volunteers (8 males, 8 females aged 23-29 years) took part of the
study after signing an informed consent form as volunteers. The inclusion criteria were
absence of dental caries and/or periodontal disease, normal saliva flow. The exclusion criteria
were prostheses in mouth, use of orthodontic appliances, use of drugs that affect salivary flow
and smokers. A private full-arch maxillary impression was obtained from each participant,
and a stone cast mold was made based on this impression. Maxillary intraoral appliances were
made with acrylic resin containing niches of 5x5mm dimensions. The maxillary intraoral
appliances contained two niches for each sample, one for the enamel and the other for dentin
bond strength test. All specimens on the maxillary intraoral appliances were fixed using sticky
wax (ASFER – Chemical Industry Ltda, São Caetano do Sul, SP, Brazil).
Saliva obtention
The artificial saliva was manipulated by the measurement and addition of the
components, following such formulation, 1.5mmol/L Ca, 0.9 mmol/L P, 150 mmol/L KCl, 0.1
mol/L Tris buffer, pH 7.0 (25).
The natural saliva was provided by the volunteers, that made the donation early in the
morning (8:00 am), before breakfast and without any oral hygiene. The volunteers chew a
paraffin wax (Parafilm M, American National Can- Chicago, IL). to stimulate the salivary flow.
The stimulated saliva was collected in falcon tubes retained inside a cup filled with ice. The
donated saliva was centrifugation at 3.800g for 10 min at 4oC (JOUAN MR23i Benchtop High
Speed Centrifuge Thermo Scientific MR23i, Waltham, MA, USA) for for waste decanting. Then,
the saliva supernatant was sterilized by filtration with filter membrane, pore size of 0.22 µm
in vacuum filtration systems (TPP Rapid Filtermax Vacuum Filtration Systems,
Switzerland)(26). All the processed saliva was divided into aliquots at the amount of 2 mL/daily
of saliva per sample, being immediately frozen (-80 ◦C) awaiting use.
25
Pre-bleaching preparation
The dental blocks were randomly divided into ten groups according to storage
conditions and dental substrate for adhesion, enamel (e) or dentin (d) (n=16): control groups,
were stored in purified water without bleaching treatment (Ce and Cd), and the bleached
groups were stored in different conditions, that is purified water (PWe and PWd), artificial
saliva (ASe and ASd), natural saliva (NSe and NSd) and in situ (ISe and ISd). The samples were
kept in each storage condition for one day before the bleaching treatment (Figure 1). As for
the in situ group, the samples were cleaned with water and a gauze during the intraoral
exposure period. The palatal devices were removed at meal times, being stored in humid
environment to exclude the effects of food components on the pellicle development. Each
volunteer was provided with a soft tooth brush (Oral B Indicatior 30 Soft – Seropédica, RJ,
Brazil) and toothpaste (Colgate Protection Maximum Anti-Caries, São Bernardo do Campo, SP,
Brazil) to standardize the usual dental brushing.
All the study specimens remained in their storage condition groups for twenty-four-
hours, after which period tooth bleaching was carried out.
Bleaching procedure
The in-office bleaching treatment was performed one day after storage. The samples
were taken out from the storage media and air-dried. Bleaching gel hydrogen peroxide 35%
(HP) (Whiteness HP MAXX; FGM Odontology Products, Brazil) was applied, on enamel surface,
three times during 15 min, totalizing 45 min of bleaching treatment, following the
manufacturer's instructions. Next, the bleaching gel was removed from the specimens with
flexible plastic cotton tipped rods, they were washed thoroughly with water, dried with
absorbent paper, and returned to their corresponding storage media group. The specimes of
the in vitro groups were stored in 2ml of storage solution (PW, AS, NS), at 37 oC. For the in situ
group, the maxillary intraoral appliances returned in the volunteers’ oral cavities after the
bleaching.
26
Figure 1: Flowchart of the study design.
Microshear Bond Strength Test
The composite resin pillars were performed twenty-four hours after bleaching. The
samples were removed from their storage conditions, dried with absorbent paper, and
embedded in self-curing polystyrene resin cylinders (2.0 cm diameter by 2.0 cm high). The
samples for the analysis in dentin had the enamel surface removed and the smear layer was
standardized with water-cooled silicon carbide paper discs #600 (Norton Saint Gobain,
Guarulhos, SP, Brazil).
Adhesive tape (Scotch® Super 33+™ Vinyl Electrical Tape; 3M, Sumaré, SP - Brazil) with
two circular holes was positioned on the enamel or dentin surfaces. The demarcated area was
etched with 35% phosphoric acid for 30 or 15s (Ultra Etch; Ultradent Products Inc, South
Jordan, UT, USA), on the enamel and dentin surfaces respectively, rinsed with water and dried
with cotton balls. The adhesive Adper Single Bond 2 (3M ESPE Dental Products, St Paul, MN,
USA) was applied on the demarcated bonding areas in a thin layer following the manufacture
instructions. Then a matrix of perforated pasta (Bucatini No 9; Barilla do Brasil; São Paulo, SP,
Brazil) with a 1mm in height and 1.2mm in internal diameter was placed on the prepared
adhesion area. The photoactivation of the adhesive was performed using a third-generation
24h
24h 24h 24h 24h 24h
160 Dental Specimens
Purified Water Natural Saliva In Situ
ENAMEL BONDING
PWe (n=16)
DENTIN BONDING
PWd (n=16)
Artificial Saliva Purified Water
ENAMEL BONDING
NSe (n=16)
DENTIN BONDING
NSd (n=16)
ENAMEL BONDING
ASe (n=16)
DENTIN BONDING
ASd (n=16)
ENAMEL BONDING
ISe (n=16)
DENTIN BONDING
ISd (n=16)
ENAMEL BONDING
Ce (n=16)
DENTIN BONDING
Cd (n=16)
No bleaching treatment
Bleaching Treatment
Bleaching Treatment
Bleaching Treatment
Bleaching Treatment
Purified Water Natural Saliva In Situ Artificial Saliva Purified Water
24h 24h 24h 24h
27
LED source (Valo Cordless; Ultradent Products Inc, South Jordan, UT, USA) at a power density
of 1000 mW/cm2 for 10s.
The reason for using this matrix is because it gelatinizes when it absorbs water, thus
causing no tension during its removal (27). Next, the matrix was filled in with flowable
composite resin (Filtek Z350XT Flowable; A2 shade, 3M ESPE Dental Products, St Paul, MN,
USA) followed by photoactivation. Two composite resin pillars were bonded to each surface,
and the adhesive tape used for the area delimitation, was sectioned and removed.
All the restored samples were stored in water for 24h prior to the bond strength test.
The microshear test was carried out using the universal testing machine (Instron, Norwood,
MA - USA). The embedded specimens were placed in the jig in such a way that the surface was
parallel to the machine's line of travel. A thin stainless-steel wire loop (0.35 mm diameter) was
placed around the resin composite cylinder at the adhesive interface, and a load was applied
at a crosshead speed of 1.0 mm/min until bond failure.
The failure load (N) of each specimen was converted to MPa by dividing it by the
bonded surface area (mm2) (22) and the bond strength value of each sample was obtained by
the average of the two resin pillars.
Failure mode analysis
After the microshear test, the samples were removed from the embedded cylinders
with a double-faced diamond disc (KG Sorensen Ind. Com Ltda, Barueri, SP, Brazil), immersed
in distilled water and ultrasonicated. The samples were dehydrated by immersion in different
degrees of alcohol concentrations (50%, 75%, 90% and 100%) fixed with double-sided carbon
tape on stubs, and sputter-coated with gold for the scanning electron microscope (JEOL JSM-
5600 LV, Tokyo, Japan) analysis. The bond failure mode was analyzed by photomicrography
with 55x of magnification and then classified in percentages, namely 1) cohesive: when the
failures occur on enamel/dentin or on composite resin; 2) adhesive: represents failures on the
interface adhesive; 3) mixed: a combination of adhesive and cohesive failure.
Statistical analysis
The data from microshear bond strength (mSBS) test were analyzed using analysis of
variance one-way (ANOVA) and Tukey’s test. The failure mode data were analyzed by the chi-
28
square test. All the analyses were carried out at 5% significance level using SAS statistical
software.
RESULTS
Table 1 presents the means and standard deviations of the microshear bond strength
values in each experimental group. One-way ANOVA showed statistically significant
differences only in enamel bond strength, in which the in situ storage exhibited the lowest
mean of mSBS (11.41 ± 2.97 MPa). On dentin bond strength no difference was found between
the diffetent storage media.
Table 1: Means of shear bond strengths (Standard deviation) of each group.
Group Enamel Dentin
Control 16.95 (4.58) a 13.62 (3.94) a Purifed Water 17.31(3.98) a 11.90 (2.59) a Artificial Saliva 19.20 (3.91) a 11.73(3.76) a Natural Saliva 20.35 (3.45) a 13.98 (3.99) a
In situ 11.41 (2.97) b 12.00 (3.35) a
p-value <0,0001 0,2333
Means followed by different letters vertically show statistical difference (p ≤ 0.05).
In general, the failure modes of enamel fracture were predominantly adhesive (56%),
followed by mixed failure (40%). As for the dentin, mixed failure (55%) was predominant,
followed by adhesive failure (31.43%).
The comparison of failure mode on enamel among groups showed that the
bleached group storage in purifed water presented more adhesive failure (67.86%), whereas
the group storage in natural saliva presented mixed failure (54.17%) (Figure 2). The
distribution of failure mode on dentin showed a predominance of mixed failure in all groups,
excepted the PW, which exhibited the predominance of cohesive failure. (Figure 3).
29
Figure 2: Failure mode distribution on enamel (p=0,3319).
Figure 3: Failure mode distribution on dentin (p =0,0102).
The Figures 4 and 5 show some examples of all failure mode on enamel and on dentin,
respectively.
0% 10% 20% 30% 40% 50% 60% 70% 80% 90% 100%
Control
Purifed Water
Artificial Saliva
Natural Saliva
In Situ
Enamel - Failure Mode Distribution
Adhesive Coehsive Mixed
0% 10% 20% 30% 40% 50% 60% 70% 80% 90% 100%
Control
Purifed Water
Artificial Saliva
Natural Saliva
In Situ
Dentin - Failure Mode Distribution
Adhesive Cohesive Mixed
30
Figure 4: Photomicrographs of enamel fracture patterns; A-B: adhesive failures; C-D:
cohesive failures; E-F: mixed failure.
Figure 5: Photomicrographs of dentin fracture patterns; A-B: adhesive failures; C-D: cohesive
failures; E-F: mixed failure.
C
A B
F E
D
A B
C
F E
D
31
DISCUSSION
Based on the current analyses, the first null hypothesis tested, that the the different
storage media would not affect bond strength on enamel and dentin of bleached tooth, was
parcially rejected, since the in situ enamel bond strength was lower than the other groups.
Regardless the storage solution, the results of the study did not observe a decrease in
enamel bond strength of the bleached samples stored in vitro for 24 hours after bleaching.
The storage media used in vitro were purified water and artificial saliva since these are the
storage solutions most used in researches (11,12,28–31). Nevertheless, these media are
limited considering the simulation of clinical reality, because they do not take into account the
properties of natural saliva. The water as storage media, only maintains the samples in
humidity. And although the artificial saliva, keep the samples humid with main mineral
components of the saliva, this kind of storage midea does not present the salivary organic
components responsible for several functions which may assist in the recovery of the dental
structure after the bleaching treatment (24).
Thus, in order to have a better approximation of this study with clinical reality, the use
of natural saliva was considered using in vitro and in situ methodology. The use of natural
saliva in the in vitro methodology is justified by the fact that it is a biological storage solution
which offers the organic and mineral properties of saliva (32). Thus, this saliva it is processed
according to the following purposes, the centrifuging it is for decantation of cell debris and
high molecular weight supramolecular aggregates (33) and after the salivary supernatant of
the certrifigation is sterilization by filtertation for so that the salivary proteins are not
degraded by bacterial proteases (34). After all processing, saliva is free of contaminant and
can be used as a sample storage solution during in vitro experiments (35). Which when used
under laboratorial conditions, enable a better control over the study, once the experiment is
conducted extra buccal and does not present as much dependence on the volunteers
collaboration. In this way, storage in natural saliva provides moisture, mineral and organic
content to the tooth structures (34).
32
Before the bleaching procedures, the samples were stored in their respective storage
media. This measure was adopted for the accommodation of the samples in their respective
media (purified water, artificial saliva, natural saliva and in situ) and especially for the
formation of the acquired pellicle through the adsorption of salivary proteins on the enamel
surface (32,34,35) of NS and IS groups. After the storage, the samples were submitted to
dental bleaching with hydrogen peroxide. Then after the bleaching treatment the samples
returned to the storage conditions and remaining there for a further 24 h before restorations
were made. This storage time after dental bleaching is important because the samples
become dehydrated during the procedure and require rehydration (36). In this way, the
adhesion was performed only after 24h the bleaching treatment. This period was crucial for
the rehydration of the samples and to analyze the influence of the storage media.
The most of in vitro studies which reports a decrease in bond strength after tooth
bleaching is studies that perform the restorations immediately after the bleaching procedure,
using either water during the experiment (28,29,37,38), or artificial saliva as storage media
(39). However, performing the restorations immediately after bleaching is a conduct away
from the clinical reality, since the dental structure presents dehydrated (24). Nevertheless,
studies that reported reduction of bond strength immediately after bleaching, but also
evaluated the bond strength after stored samples on distillated water for at least 24h, showed
that samples stored in this media, during this period, had similar results to the control group,
without bleaching (40–42). In addition, these studies related that the bond strength after one
day of in vitro storage is similar to that samples stored for periods of 7 days (40,41).
In addition, studies that used artificial saliva as a storage media, and evaluated the
bond strength one day after bleaching, obtained similar bond strength between the bleached
groups and the control group without bleaching (23,43). In this way, these studies corroborate
with the results found in the present study. Also, in the results of the present study, the
storage group in natural saliva showed no differences in bond strength in the control group.
Nevertheless, there is no report in the literature regarding bond strength after bleaching with
storage in natural saliva.
The results of this study showed that the only group that presented lower bond
strength to bleached enamel was the in situ storage group. Although this group was stored in
33
the oral cavity, the contact with the saliva may was not enough to reverse the adverse effect
of a decrease in bond strength after bleaching.
The most accepted mechanism for the reduction in bond strength is the theory of
inhibition by oxygen (44). Oxygen free radicals from the degradation of hydrogen peroxide
cross the enamel prisms and can penetrate on the dental structure, affecting the formation of
resin tags and the polymerization of resinous monomers through a free radical mechanism
(22,44).
And the fact that in situ group was the only one that presented reduction on enamel
bond strength, may be related to the design of the methodology. In situ studies are an
intermediate between in vitro and in vivo studies, because they allow some clinical variables
to be reproduced (45). However, they can present other characteristics that can influenced
the study results like, the localization of the intraoral appliances. The maxillary devices are
more subject to minor salivary protection because they are not so close to the salivary ducts,
in addition they are subject to abrasive action of the tongue (33).
Furthermore, hydrogen peroxide is a very soluble molecule, which in aqueous solution
dissociates in water and oxygen (46,47), thus may be the factor that have contributed to the
lower bond strength to the enamel of the group IS, which was the only group that was not
immersed in solution like the other groups. This immersion in water, artificial saliva or natural
saliva may have caused the solubilization of the remaining hydrogen peroxide molecules in
the in vitro storage samples. Or the immersion on the in vitro solutions may have cause the
lixiviation of the residual hydrogen peroxide, as observed in other study (48). And all these
factors may have contributed to ensuring that adhesion of in vitro groups was not impaired.
Despite the factors, in this type of study presents the action of saliva and thermal and
chemical variations of the oral cavity and the and the results obtained are more likely to report
what occurs in clinical reality (49).
Other in situ studies reported a reduction on the bond strength after bleaching with
hydrogen peroxide, when the analysis was realized immediately after bleaching. In addition
was related that the await a period of seven days was enough to restore the values of adhesion
of the enamel after the bleaching treatmen, and this values were similar to the values of the
34
groups without bleaching (50,51). However, none of these studies evaluated bond strength
24h after bleaching.
Thus, the fact that the in situ group exhibited a lower bond strength corroborates with
the hypothesis that oxygen free radicals affect the polymerization of resinous materials and
that the decrease in bond strength would not be related to the demineralization caused by
the bleaching gel. Because a previous study with similar methodology observed that, when
the samples are bleached and stored in pufifed water, a reduction in surface hardness occurs,
after bleaching (26). On the other hand, in the present study the bleached group and stored
in purified water did not show a decrease in bond strength, even though they may have
undergone some surface demineralization.
As regards dentin adhesion after bleaching, several studies reported reduction in
dentin bond strength after tooth bleaching in in vitro (52–54) and in situ (50), which is in
contrast with the results of the present study, thay did not observe reduction of dentin bond
strength. However, it is worth mentioning that in studies that show a decrease in dentin bond
strength, the bleaching agent has been applied directly to this dental tissue, which may cause
an increased effect of the bleaching gel.
Additionally, the clinical application of bleaching gel directly on the dentin, may cause
higher sensibility (55). For this reason, this study opted to perform dental bleaching on the
enamel, followed by the removal of the enamel and exposure of the dentin, in order to
simulate a cavity preparation. A similar dentin bond strength analysis was performed, the
bleaching gel was applied on enamel and the adhesive procedures were performed on the
adjacent dentin after 24h (55). The results of this study showed no difference between the
bleached and control groups, thus corroborating with the results obtained in this study. Or
the oxygen free radicals may have been leached, due to the enamel wear under refrigeration
in water, to reach the dentin. And the non-reduction in bond strength may have been due to
a lower concentration of free radicals from the hydrogen peroxide in the dentin tissue, which
was not able to influence the polymerization of the resinous monomers on this tissue (55).
For a more accurate evaluation, the failure mode were analyzed by scanning electron
microscopy (56). And the second null hypothesis that different storage media would not affect
the failure mode on enamel and dentin of bleached tooth, was accepted. In general, the most
35
observed enamel failure mode was adhesive, as observed in other studies (22,42,57–59).
Although there were no statistically significant differences among the groups, there was a
greater predominance of adhesive failures in the bleached groups stored in purifed water and
in situ. On the other hand, cohesive defects in enamel were only observed in groups with
mineral content, natural and artificial saliva and in the control group, suggesting a better
adhesion in these groups, as was also observed by Hussain, 2010.
The dentin failure mode presented a lower rate of adhesive fractures compared to
enamel failure, and a greater occurrence of mixed and cohesive failures. This is perhaps due
to the fact that shear bond tests present a non-uniform generated stress distribution in the
adhesion area, which can directly affect the failure mode. This stress occurs at the interface,
where large tensile forces are generated at the time of sample detachment. This stress can be
transferred to the dentin and cause it to be removed (56). This fact may explain why there
was a less occurrence of dentin adhesive failures, and more mixed and cohesive defects, which
are those in which there total or partial dentin removal in the adhesion area.
Thus, assuming that the in situ studies have greater similarity to clinical reality, the
bond strength to enamel is affected by tooth bleaching. Moreover, the study methodology
with respect to the storage medium of the samples can affect the results of the bond strength
tests after bleaching, since the immersion of the in vitro storage samples may cause the
solubilization and/or leaching of the peroxide hydrogen.
CONCLUSIONS
- The storage media influenced the bond strength of the bleached enamel; the in vitro
storage shows similar results among the bleached groups and the control group and in situ
storage show the lowest bond strength.
- For in situ group, the time of 24 hours was not enough to reverse the effects of tooth
bleaching on enamel, since this group showed the lowest bond strength;
- Adhesion in dentin was not influenced for the in-office bleaching, independent of the
storage media.
- The storage media did not influence the failure mode of enamel and dentin after
tooth bleaching.
36
ACKNOWLEDGEMENTS
The authors would like to thank Dr. Lívia Maria Andaló Tenuta for the contribution with
the development of the study methodology, and the authors gratefully acknowledge the
support provided by CNPq - Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico
(141318/2015-5).
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3 CONCLUSÃO
- O meio de armazenamento influenciou a resistência de união do esmalte clareado,
sendo que nos grupos de armazenamento in vitro não houve diferenças entre as amostras
clareadas e não clareadas.
- As amostras armazenadas in situ, apresentaram menor resistência de união ao
esmalte clareado. Desta forma o tempo de armazenamento na cavidade bucal por 24h não foi
suficiente para reverter os efeitos do clareamento dental com relação a resistência de união
ao esmalte.
- A adesão na dentina não foi influenciada pelo clareamento de consultório,
independente do meio de armazenamento.
- Os meios de armazenamento não influenciaram no padrão de fratura de restaurações
em esmalte e dentina de dentes clareados
43
* De acordo com as normas da UNICAMP/FOP, baseadas na padronização do International Committee of Medical Journal Editors - Vancouver Group. Abreviatura dos periódicos em conformidade com o PubMed
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component layer. Colloids Surfaces B Biointerfaces. 2010;77(1):31–9.
77. Zeng Q, Zheng L, Zhou J, Xiao H, Zheng J, Zhou Z. Effect of alcohol stimulation
on salivary pellicle formation on human tooth enamel surface and its lubricating
performance. J Mech Behav Biomed Mater. 2017; 75:567–73.
78. Zeczkowski M, Tenuta LMA, Ambrosano GMB, Aguiar FHB, Lima DANL. Effect of
different storage conditions on the physical properties of bleached enamel: An in vitro
vs. in situ study. J Dent. 2015;43(9).
49
APÊNDICE 1
METODOLOGIA ILUSTRADA
DELINEAMENTO EXPERIMENTAL
Unidades experimentais: 160 fragmentos de dentes bovinos (n=16)
Fatores em estudo:
I – Armazenamento
• Água purificada
• Saliva artificial
• Saliva natural
• In situ
II – Substrato dental
• Esmalte
• Dentina
Variável resposta:
• Resistência de união por microcisalhamento (MPa)
• Padrão de fratura por microscopia eletrônica de varredura
PREPARO DAS AMOSTRAS
Incisivos foram extraídos de mandíbulas bovinas, adquiridas junto ao frigorífico
(Angelelli, Piracicaba, SP, Brasil). Após sua obtenção, os dentes foram armazenados em
solução aquosa de timol a 0,1%, tamponado (Labsynth, Diadema, SP, Brasil). Com
lâminas de bisturi (Solidor, Lamedid, Guarulhos, SP) foi realizada raspagem dos restos
de tecido periodontal e ósseo dos dentes extraídos. Que também foram submetidos à
profilaxia com taça de borracha e escovas tipo Robinson (Microdont, Camanducaia, SP,
Brasil), acoplados ao contra-ângulo em baixa rotação (KaVo do Brasil Ind. Com. Ltda;
Joinville, SC, Brasil), utilizando uma pasta feita com pedra-pomes e água (Figura 1A). Os
dentes limpos foram analisados com lupas de aumento, para detecção de trincas,
fraturas, pigmentações, entre outros defeitos, que, quando encontrados, esses dentes
eram descartados.
Os dentes selecionados tiveram a separação da coroa da a porção radicular,
realizado com discos diamantados dupla face (KG Sorensen, Ind. Com. Ltda, Barueri, SP,
50
Brasil) acoplados a micromotor em peça reta (Figura 1B) (KaVo do Brasil Ind. Com. Ltda;
Joinville, SC, Brasil), sob constante irrigação com água. Foi feita a remoção da polpa
dental do interior da câmara pulpar com o auxílio de limas endodônticas.
Figura 1: A: Incisivo bovino extraído após limpeza; B: Coroa dental após separação da raiz, com cera pegajosa, cera utilizade e placa de acrílico; C: Coroa dental fixada com cera pegajosa em placa de acrílico.
As coroas dentais foram fixadas com cera pegajosa (Asfer Indústria Química Ltda,
São Caetano do Sul, SP, Brasil) em placas de acrílico (Figura 1C) e colocadas em uma
cortadeira metalográfica (Isomet 1000, Buehler, Illinois, EUA), na qual foram realizados
cortes na porção coronária, nos sentidos mésio-distal e inciso-cervical com disco
diamantado de alta concentração (4” × 012 × ½, Buehler, Illinois, EUA), para a obtenção
dos fragmentos com área de superfície de 25mm2 (fragmentos de 5x5mm,
aproximadamente) (Figura 2).
Figura 2: Cortes realizados na coroa do incisivo bovino em cortadeira metalográfica e fragmento dental obtido.
Os blocos dentais obtidos foram então fixados com cola quente em discos de
acrílico, de maneira que a superfície da amostra ficasse paralela em relação à base dos
discos, permitindo um conjunto de paralelismo (amostra, disco acrílico e lixas) para a
planificação e regularização das superfícies do esmalte e dentina subjacente. Utilizando
uma Politriz giratória (Arotec Ind. Com., Cotia, SP, Brasil) (Figura 3A), sob constante
refrigeração com água, a dentina foi planificada com lixas de carbeto de silício 600-gritf
51
(Norton Saint Gobain, Guarulhos, SP, Brasil), mantendo pelo menos 1mm de espessura,
e o esmalte foi planificado com lixas de carbeto de silício 600-, 1200-, 2500-grit (Norton
Saint Gobain, Guarulhos, SP, Brasil) (Figura 3B), padronizando a sua altura em 1mm.
Entre cada troca de lixa, as amostras foram submetidas à limpeza em cuba
ultrassônica (Ultracleaner 1450A/Unique – Marconi, Piracicaba, SP, Brasil) por 10min
(Figura 3C).
Figura 3: A: Politriz giratória; B: Lixas de Carbeto de Silício 600-,1200,2000-grit; C: Ultrassom; D: bloco planificado e isolado com verniz ácido resistente.
As amostras finalizadas tiveram as superfícies laterais e de dentina, recobertas
por verniz ácido resistente (OPI Nail Lacquer, Calabasas, CA, USA) (Figura 3D), e foram
esterilizadas por radiação Gamma no equipamento Gammacell 220 (Atomic Energy of
Canadá Limited, Ottawa, Canadá) disponível no Centro de Energia Nuclear na Agricultura
da Universidade de São Paulo (Piracicaba, SP, Brasil) (Figura 4), foi utilizado a dose de
radiação de 0,179 kg /h, durante 88h e 27min de irradiação, totalizando uma dose de 15
kgy. Após a esterilização, as amostras permaneceram armazenadas em água destilada
sob refrigeração até o seu uso.
Figura 4: Gammacell 220 Excel (Atomic Energy of Canadá Limited - Ottawa, Canadá).
52
CONFECÇÃO DO DISPOSITIVO INTRABUCAL
Dezesseis voluntários adultos saudáveis (8 homens, 8 mulheres entre 23 e 29
anos) participaram do estudo após assinarem o termo de consentimento livre e
esclarecido como voluntários. Os critérios de inclusão foram ausência de cárie dentária
e/ou doença periodontal, fluxo normal de saliva. Os critérios de exclusão foram próteses
na boca, uso de aparelhos ortodônticos, uso de drogas que afetam o fluxo salivar e
fumantes.
Desses voluntários, modelos de gesso (Durone IV, Dentsply Industria e Comércio,
Pirassununga, SP, Brasil) da arcada superior foram obtidos, através de uma moldagem
prévia com alginato (Avagel, Dentsply Industria e Comércio, Pirassununga, SP, Brasil).
Sobre esses modelos foram confeccionados dispositivos palatinos com resina acrílica
autopolimerizável incolor (VIPI Produtos Odontológicos, Pirassununga, SP, Brasil)
contendo dois nichos identificados, nos quais seriam posicionadas as amostras do
estudo (Figura 5A). Para a confecção desses nichos foram confeccionados cubos de
silicone de condensação do mesmo tamanho das amostras do estudo, os quais foram
posicionados na resina acrílica durante sua polimerização.
Figura 5: A: Dispositivo intrabucal; B: Kit fornecido ao voluntário da pesquisa.
Após a confecção dos dispositivos, os mesmos foram provados e ajustados em
cada voluntário e as amostras foram fixadas com cera pegajosa (ASFER – Industria
Química Ltda, São Caetano do Sul, SP, Brasil) dentro de cada nicho. Para cada voluntário
foi fornecido um kit com gazes (Cremer S.A, Blumenau, SC, Brasil), caixa de aparelho
ortodôntico e uma escova dental (Oral B Indicator 30 Macia, Seropédica, RJ - Brasil) com
dentifrício (Colgate Máxima Proteção Anti-Cáries, São Bernardo do Campo, SP - Brasil),
para padronização da higiene bucal dos voluntários no período da pesquisa. (Figura 5B).
Os voluntários foram instruidos a limpar as amostras com água e gaze durante o período
de exposição intraoral, e remover os dispositivos palatinos na hora das refeições, para
53
excluir os efeitos dos componentes alimentares no desenvolvimento da película,
devendo manter o dispositivo na caixa para aparelho ortodôntico com uma gaze úmida.
OBTENÇÃO DE SALIVA NATURAL
A saliva natural foi obtida através da doação pelos voluntários participantes da
pesquisa. A saliva foi estimulada mecanicamente pela mastigação de parafina (Parafilm
M, American National Can, Chicago, IL, EUA) e expectorada em tubos falcon 50mL (Cral
Artigos para Laboratório Ltda, Cotia, SP, Brasil) individuais mantidos em copos com gelo
(Figura 6A). As coletas de saliva sempre foram realizadas no mesmo horário pela manhã,
com os voluntários em jejum e sem nenhuma higienização bucal recente (Figura 6B) (1).
Figura 6: A: Tubo falcon em copo com gelo e Parafilm; B: Saliva coletada após estimulação mecânica.
As salivas coletadas foram misturadas e transferidas para tubos falcon 50mL de
centrifugação (Corning Inc, Corning, NY, EUA) (Figura 7A), e centrifugadas a 4oC durante
10min à uma carga de 3.800g (JOUAN MR23i Benchtop High Speed Centrifuge Thermo
Scientific MR23i, Waltham, MA, EUA) (Figura 7B). Após a centrifugação, o sobrenadante
(Figura 7C) foi esterilizado por filtragem com filtros de membrana com tamanho de poro
de 0,22 µm em sistema de filtração a vácuo (TPP Rapid Filtermax Vacuum Filtration
Systems, Suiça) (Figura 7D) e mantido em caixa de isopor com gelo (Figura 7E). Toda a
saliva processada foi dividida em alíquotas para uso diário (Figura 7F) e imediatamente
congeladas (-80 ◦C) (Figura 7G) até a sua utilização (1).
54
Figura 7: A: Saliva coletada; B: Centrífuga refrigerada; C: Saliva após a centrifugação
(observar a formação de precipitado e a saliva sobrenadante); D: Sistema de filtração a vácuo;
E: Filtragem sendo realizada com sistema de filtragem em caixa de isopor e gelo, e acoplado a
bomba a vácuo; F: Saliva após filtragem separada em alíquotas diárias (observar como a saliva
fica menos turva); G: saliva congelada.
MANIPULAÇÃO DA SALIVA ARTIFICIAL
A saliva artificial foi manipulada seguindo a fórmula abaixo (2):
- 1,5mmol/L Cálcio
- 0,9 mmol/L Fósforo
- 150mmol/L Cloreto de Potássio
- 0,1 mol/L Tris
Com um pH 7,0
Para a manipulação da saliva artificial, os produtos para a composição da fórmula
foram pesados em balança de precisão, ou mensurados com pipetas de precisão. Em um
Becker com água purificada, sobre um agitador magnético (Figura 8A), os produtos
foram adicionados um de cada vez (Figura 8B). Após a homogeneização de todos os
componentes, o pH foi regulado com ácido clorídrico para atingir o valor 7,0. O volume
final da solução foi calibrado utilizando um balão volumétrico.
55
Figura 8: A: Becker com água purificada, sobre um agitador magnético; B: componentes sendo despejados para manipulação de saliva artificial.
TRATAMENTO CLAREADOR
As amostras permaneceram um dia em suas respectivas condições de
armazenamento, água purificada, saliva artificial, saliva natural e condicionamento in
situ antes do tratamento clareador. Após um dia, os espécimes foram removidos de seus
meios de armazenamento, secos com jatos de ar, e colados sobre fitas adesivas que
estavam fixadas em placas de vidro (Figura 9A).
As amostras foram submetidas ao tratamento clareador com peróxido de hidrogênio
35% (Whiteness HP MAXX – FGM Produtos Odontológicos – Joinville, SC, Brasil), o gel
clareador foi manipulado segundo as recomendações do fabricante e aplicado sobre a
superfície de esmalte das amostras. Foram realizadas três aplicações de 15 min cada,
totalizando 45 min de clareamento dental (Figura 9B/C). Ao final do tempo de cada
aplicação o gel clareador foi removido com hastes flexíveis de algodão (Figura 9D-F),
após a última remoção de gel clareador, as amostras foram lavadas abundantemente
com água e secadas com papel absorvente e retornaram para sua condição de
armazenamento.
Os grupos in vitro (água destilada, saliva artificial ou saliva natural) foram mantidos
em estufa à temperatura de 37 oC ± 2, com 2mL de solução de armazenamento para
cada amostra, e as amostras in situ, retornaram à cavidade bucal dos voluntários.
56
Figura 9: A: amostras coladas com fita dupla-face sobre placa de vidro; B/C: gel clareador
aplicado sobre as amostras; D-F: remoção do gel clareador com hastes flexíveis de algodão.
OBTENÇÃO DA MATRIZ DE MACARRÃO
A matriz utilizada para a confecção das restaurações foi obtida através de cortes
em macarrão perfurado (Bucatini No 9 - Barilla do Brasil, São Paulo, SP, Brasil) (Figura
10A) (3). Cada macarrão foi quebrado em algumas partes, e esses fragmentos foram
colados com fita dupla-face em placas de acrílico. Essas placas foram levadas a
cortadeira metalográfica (Isomet 1000, Buehler, Illinois, EUA) onde foram realizados
cortes seriados de 1mm nos macarrões (Figura 10B), a partir dos cortes foram obtidas
as matrizes com 1mm de altura e 1,2mm de diâmetro interno para a confecção das
restaurações (Figura 10C).
Figura 10 A: macarrão perfurado; B: macarrão colado em fita dupla-face e fatiado em cortadeira metalográfica; C: matrizes de macarrão obtidas.
Esse tipo de matriz foi escolhido, em função do macarrão se gelatinizar com
absorção de água, facilitando sua remoção e evitando possíveis tensões sobre a
restauração no momento da remoção da matriz.
57
CONFECÇÃO DOS PILARES DE RESINA COMPOSTA
Após 24h do tratamento clareador foi dado inicio aos procedimentos adesivos
(Figura 11). As amostras foram removidas de sua condição de armazenamento, secadas
com papel absorvente e incluídas em resina de poliestireno. Para isso foram utilizadas
fatias de canos de PVC com 2cm de diâmetro, os quais receberam aplicação de vaselina
sólida em sua superfície interior, esses canos foram fixados em fitas dupla-face
(Adelbras Indústria e Comércio de Adesivos - Vinhedo, SP, Brasil) e a base dos canos
sobre a fita foram vedados com cera pegajosa.
Figura 11: Fluxograma do desenho do estudo
As amostras foram colocadas dentro de cada cano com a superfície de esmalte
voltadas para baixo, e a resina de poliestireno foi manipulada e despejada no interior de
cada cano. Após a polimerização da resina, as amostras estavam incluídas e foram
removidas dos canos (Figura 12A).
160 amostras dental
Água Purificada
Saliva Natural In Situ
ADESÃO EM
ESMALTE
PWe (n=16)
ADESÃO EM
DENTINA
PWd (n=16)
Saliva Artificial Água
Purificada
ADESÃO EM
ESMALTE
NSe (n=16)
ADESÃO EM
DENTINA
NSd (n=16)
ADESÃO EM
ESMALTE
ASe (n=16)
ADESÃO EM
DENTINA
ASd (n=16)
ADESÃO EM
ESMALTE
ISe (n=16)
ADESÃO EM
DENTINA
ISd (n=16)
ADESÃO EM
ESMALTE
Ce (n=16)
ADESÃO EM
DENTINA
Cd (n=16)
Sem Tratamento
Clareador Tratamento Clareador
Tratamento Clareador
Tratamento Clareador
Tratamento Clareador
Água Purificada
Saliva Natural In Situ Saliva Artificial Água
Purificada
58
Figura 12: amostras incluídas em resina de poliestireno, A: amostra para adesão em esmalte; B: amostra para adesão em dentina, a qual teve esmalte desgastado
Metade das amostras de cada grupo de estudo foram destinadas para a análise
da resistência de união sobre a dentina. Para isso essas amostras tiveram a superfície de
esmalte removida e a padronização de “smear layer” realizada (Figura 12B) com lixas de
carbeto de silício 600-grit (Norton Saint Gobain, Guarulhos, SP - Brasil) em politriz
giratória (Arotec Ind. Com., Cotia, SP, Brasil), sob constante irrigação com água.
Sobre as superfícies de esmalte ou dentina, foi fixada uma fita isolante colorida
(Fita Isolante 3M™ Imperial® Cores, 3M, Sumaré, SP, Brasil) contendo duas perfurações.
Essas perfurações foram padronizadas da seguinte forma: duas matrizes para a
confecção da restauração foram posicionadas sobre um fragmento da fita isolante
(Figura 13A), utilizando uma caneta de ponta fina, esse fragmento de fita recebeu as
marcações correspondentes ao orifício do interior de cada matriz (Figura 13B/C).
Utilizando um perfurador Ainsworth (Golgram, São Caetano do Sul, SP, Brasil), essas
marcações foram perfuradas (Figura 13D/E) e, na sequência foi conferido se a
perfuração obtida correspondia com o orifício interno das matrizes da restauração
(Figura 13F). Assim. esse pedaço de fita serviu como padrão para a marcação dos locais
de perfuração das fitas que seriam fixadas sobre as amostras.
Figura 13: A: matriz de macarrão posicionadas sobre a fita; B/C marcação da posição do orifício da matriz; D: perfuração da fita; E: fita perfurada; F: conferência da perfuração com o orifício da matriz.
59
Com a superfície de adesão isolada através da fita adesiva (Figura 14A), os
substratos dentais foram condicionados com ácido fosfórico (Ultra Etch; Ultradent
Products Inc, South Jordan, UT, EUA) (Figura 14B) durante 30s em esmalte ou 15s em
dentina, seguindo pela lavagem abundante pelo mesmo tempo de condicionamento
(Figura 14C). Na sequência as superfícies foram secadas com bolinhas de algodão (Figura
14D) e o adesivo Adper Single Bond 2 (3M ESPE, St Paul, MN, EUA) foi aplicado nas áreas
de adesão demarcadas, seguindo as instruções do fabricante (Figura 14E). Então, com o
auxílio de lupas de aumento, duas matrizes de macarrão perfurado foram colocadas
sobre o dente, de maneira a coincidir o orifício interno da matriz de macarrão com
superfície condicionada e exposta pela perfuração da fita (Figura 14F). Na sequência, foi
realizada a fotoativação do adesivo com o fotopolimerizador LED 3ª geração (Valo
Cordeless, Ultradent Produtos Odontológicos, South Jordan, UT, EUA) com a potência
de 1000 mW/cm2 durante 10 seg (Figura 14G/H).
Figura 14: A: Fita sobre o substrato dental isolando a área para adesão; B: condicionamento com ácido fosfórico; C: lavagem com água; D: secagem com bolinhas de algodão; E: aplicação do sistema adesivo; F: matrizes de macarrão posicionadas de maneira a
deixar exposta a área de adesão; G/H: fotoativação do adesivo.
As matrizes de macarrão foram preenchidas com resina fluída (Filtek Z350 XT,
cor A2, 3M ESPE, St Paul, MN, USA) com o auxílio da ponta dispensadora da mesma
60
(Figura 15A), que foi fotoativada durante 20seg com o fotopolimerizador Valo Cordeless
(Figura 15B/C).
Figura 15: Matriz de macarrão sendo preenchida com resina composta fluída; B/C: resina composta sendo fotoativada.
As amostras restauradas (Figura 16A) foram colocadas em recipientes com água,
para que a matriz de macarrão absorvesse a água e esta se gelatinizasse para facilitar
sua remoção (Figura 16B). Após um período, ao observar que o macarrão havia se
gelatinizado, as matrizes foram removidas, cuidadosamente, com auxílio de sonda
exploradora (Figura 16C/D). A fita isolante foi cortada com lâmina de bisturi (Lamedid,
Suzhou Kyuan Mediacal Apparatur, Beiqiao Town, Suzhou City, China) (Figura 16E) e
removida (Figura 16F). As restaurações obtidas (Figura 16G) foram analisadas com lupas
de aumento para verificar se nenhuma restauração apresentava defeitos.
Figura 16: A: restaurações confeccionadas dentro da matriz de macarrão; B: amostras dentro de um recipiente com água (observar a diferença entre uma amostra recém colocada em água e outra que já estava a mais tempo e o macarrão já havia se gelatinizado); C: matriz de macarrão gelatinizada e pronta para ser removida com sonda; D: visualização das restaurações confeccionas após a remoção da matriz de macarrão.; E: corte da fita isolante com lâmina de
bisturi; F: remoção da fita; G: aspecto final das restaurações realizadas.
61
TESTE DE MICROCISALHAMENTO
As amostras permaneceram um dia em água destilada até a realização da análise
de resistência de união, realizado através do teste de microcisalhamento na máquina de
ensaio universal Instron (Norwood, MA, EUA) (Figura 17).
Figura 17: Máquina de Ensaio Universal Instron.
As amostras incluídas e restauradas foram posicionadas e fixadas no dispositivo
de teste de maneira que a superfície da amostra permanecesse no mesmo plano da
trajetória de deslocamento da máquina de ensaio (Figura 18A). Um fio de aço fino
(0,35mm de diâmetro) foi posicionado ao redor da interface adesiva do cilindro de
resina composta (Figura 18B/C). Foi aplicada uma carga no sentido para deslocar a
restauração, a uma velocidade de 1,0mm/min, até o momento de quebra da
restauração do bloco dental. O valor máximo de força (N) obtido no momento da falha
de cada restauração foi registrado. Esse valor, posteriormente, foi convertido e MPa
dividindo o valor da força pela área de superfície aderida (mm2).
Figura 18: A: amostra posicionada e fixada no dispositivo de microcisalhamento; B/C: fio
de aço fino posicionado ao redor da interface adesiva.
62
ANÁLISE DO PADRÃO DE FRATURA
Após a quebra das restaurações, as amostras foram removidas da inclusão.
Foram realizados cortes na resina de poliestireno ao redor da amostra, utilizando discos
diamantados dupla-face (KG Sorensen, Ind. Com. Ltda, Barueri, SP, Brasil) acoplados a
peça reta e micromotor (Figura 19). As 160 amostras foram destacadas da inclusão e
receberam sua identificaçãod e grupo e numérica com lápis grafite em uma face lateral.
Figura 19: Amostras sendo removidas da inclusão.
Os espécimes foram então submetidos a banhos ultrassônicos em água destilada
para remover partículas provenientes do desgaste de sua superfície. Na sequência,
foram secados com papel absorvente e desidratados por imersão em concentrações
crescentes de álcool, 50%, 75%, 90%, e dois banhos consecutivos de 100%. As amostras
foram fixadas com fitas de carbono dupla-face em “stubs” de acrílico (Figura 20A) e
revestidas com ouro para análise em microscópio eletrônico de varredura (JEOL JSM-
5600 LV, Tóquio, Japão). (Figura 20B).
Figura 20: A: amostras fixadas com fitas de carbono em stubs; B: amostras revestidas por ouro
63
Para cada área de adesão foi obtida uma fotomicrografia em aumento de 55x em
microscópio eletrônico de varredura. As imagens foram depois analisadas e classificadas
de acordo com o tipo de falha que ocorreu em: adesiva, coesiva, mista.
Referências
1. Zeczkowski M, Tenuta LMA, Ambrosano GMB, Aguiar FHB, Lima DANL. Effect of
different storage conditions on the physical properties of bleached enamel: An
in vitro vs. in situ study. J Dent. 2015;43(9).
2. Queiroz CS, Hara AT, Paes Leme AF, Cury JA. pH-Cycling Models to Evaluate the
Effect of Low Fluoride Dentifrice on Enamel De- and Remineralization. Braz Dent
J. 2008;19(1):21–7.
3. Vieira HH, Catelan A, Lima DALN, Aguiar FHB, Giorgi MCM, Paulillo LAMS, et al.
Influence of matrix type on microshear bond strength test. Dent Cadmos.
2016;84(5):314–8.
64
ANEXO 1
CERTIFICADO DO COMITÊ DE ÉTICA
65
ANEXO 2
RELATÓRIO DE VERIFICAÇÃO DE ORIGINALIDADE E PREVENÇÃO DE PLÁGIO
EFEITO DE DIFERENTES MEIOS DE ARMAZENAMENTO NA RESISTÊNCIA DE UNIÃO
DE DENTES CLAREADOS: estudo in vitro vs. in situ. / EFFECT OF DIFFERENT STORAGE
MEDIA ON BOND STRENGTH OF BLEACHED TEETH: in vitro study vs. in situ.
66
ANEXO 3
COMPROVANTE DE SUBMISSÃO DO ARTIGO