Anestesia en el Animal de Laboratorio. Parte 2

Anestesia en el Animal de Laboratorio. Parte 2Centro de mvestigación. Hospital General Universitario de Valelicia

Este capítulo es una continuación de la línea que iniciamos en el Suplemento 4, sobre anestesia en los animales delaboratorio. Después de haber dado unas nociones generales sobre los distintos fármacos y la anestesisa en el conejo,ahora abordaremos los roedores que más se utilizan en experimentación, exponiendo de cada especie las posiblesopciones para la inducción de la anestesia. Hemos ido recogiendo de la distinta bibliografía todos los métodos existentesespecificando ventajas e inconvenientes, pero sin resaltar ninguno en particular que quedará en el juicio particular de cada

experimentador.

COBAYAExamen flsico. Se recomienda un examen físico

completo del animal antes de comenzar. Los promedios detemperatura, pulso y respiración deben ser de 38 °C, 280pulsaciones/min y 90 respiraciones/min, respectivamente.

Suministro de alimento yagua. Generalmente en elcaso de la utilización de éter, debe retirarse la comida du-rante al menos 12 h, antes de la inducción. Para la anes-tesia por barbitúrico no es necesario el ayuno. Si no exis-ten instrucciones al conn-ario, puede suminislrarse agua adlibitum.

Sujeci6n. Para sujetar incluso al animal más activo,se le coge con firmeza desde den-ás, rodeando el áreacervical con los dedos índice y pulgar. Los dedos restantesdeben estar deU"ás de las patas delanteras y deben usarsepara sujeción y apoyo. Este método es suficiente tanto pa-ra administración de un agente de anestesia por vía paren-teral como por inhalación:

Vía intravenosa o intraperitoneal- Pentobarbital S6di-co o Hexobarbital S6dico (anestesia)

El pentobarbital (25-40 mg/kg) puede adminisn-arseinttavenosamente, pero es más conveniente la ruta intra-peritoneal. El mantener el animal cabeza-abajo ayuda aevitar la inyección errónea en uno de los órganos abdo-minales. Se ha observado que el 20% de las inyeccionesperitoneales en los cobayas se hacen en los órganosabdominales en vez de la cavidad peritoneal y algunosanimales tardan 12 h en recuperarse. El nivel de anestesiadespués de la inyección intraperitoneal de 40 mg/kg depentobarbital puede ser imposible de pronosticar y algu-nos animales requieren un suplemento de morfina (1/16 -1/18 g sc) mientras ottos animales sufre.n una severa de-presión y requieren un analéptico antes de la realización dela traqueotomía, aplicándoles un respirador y administrán-doles oxígeno.

Normalmente, la anestesia quirúrgica actúa en 15 miny tiene una duración de una hora o más. Se ha atribuidouna mortalidad del 13% a la anestesia por pentobarbital enlos cobayas. La dosis letal de pentobarbital sódico queprovoca paro respiratorio en los cobayas, varía de 45 a 70mg/kg la cual es aproximadamente el doble de la dosispara la anestesia. Los cobayas jovenes son menos sensi-bles a los efectos depresivos del pentobarbital que losanimales mayores. Si un cobaya empieza a recuperarse delpentobarbital, puede administtarse éter, halotano o meto-xiflurano con máscara o cono. El potente efecto parasim-paticolítico de los barbitúricos ayuda a disminuir la se-creción de las mucosas y glándulas salivares con anterio-ridad a la administtación del éter O halotano.

Método FísicoHipnósis (preanestesia)La hipnósis puede utilizarse en los cobayas de la

misma fauna que en los conejos. La reserpina facilita elcomienzo del estado hipnótico debido a una disminuciónen la reacción del animal al estímulo externo.

Métodos ParenteralesPara la administración parenteral de los fármacos se

utiliza una jeringuilla hipodérmica de 1 mI o una de 2-3mI, acoplada a una aguja hipodérmica de 2.5 cm, delcalibre 22-20.

Via intramuscular y subcutánea -SuIfato de Atropina

(preaneslesia)La inyección subcutánea de atropina (0.1-0.2 mgjkg)

puede ser conveniente para controlar la salivación y lassecreciones respiratorias. Se administra 30 min antes de laadministración de anestesias inhalantes tales como el éter,pero se ha observado que, debido a la hipertensión, la atro-

Lugar de inyección:a. Subcutánea. En la punta del hombro.b. Intraperitoneal. Se introduce la aguja hipodérmicalateralmente a la línea media, próxima al vértice de lavejiga y dista! al hígado y al estómago.c. Intramuscular. En la parte lateral de las patas trase-ras.

36

Research In Surgery, Suplemento 5, Julio 1990

pina puede aumentar la hemorragia durante la inter-venci6n. Las dosis recomendadas de atropina para loscobayas son mayores que para otras especies. Las dosistóxicas de atropina dilatan los vasos cutáneos en ciertoslechos vasculares. Se ha descrito que el cobaya puedeexperimentar un espasmo laringeo si se le expone al éteren una cámara de anestesia sin premedicaci6n con atro-pina.

males bajo los efectos de la anestesia de COi no contieneningún contaminante químico que pudiera interferir en losprocedimientos de laboratorio posteriores. La inmovi-lización producida por la exposición al bióxido de cárbonopuede suplirse con otras anestesias intravenosas o in ha-latorias.

Vía intramuscular y subcutánea -Fentanil-Droperidol(Innovar-Vet) (preanestesia, anestesia y analgesia)

La administración de una combinación de droperidol(20 mg/ml) y fentanil (0.4 mg/ml) en la cantidad de 0.66ml/kg proporciona una anestesia adecuada para una laparo-tomía, mientras que la enucleación del ojo puede realizarseutilizando una dosis de 0.88 ml/kg. Los animales nopueden incorporarse en esta última dosis, hasta pasados120 mino La dosis letal es de aproximadamente 4.4ml/kg, dosis menores (0.08 ml/kg im) de estas combina-ciones se utilizan para procedimientos menores. Ademásde la muerte, se produce cojera y la automutilación en ellugar de la inyección intramuscular en el 33% de losanimales que recibieron 0.88 ml/kg, por lo tanto se hallegado a la conclusión de que esta dosis no debe utilizarseen los cobayas.

Vía intramuscular -Hidroclorato de Ketamina e Hidro-clorato de Xilacina (preanestesia. anestesia)

La administración intramuscular de ketamina (44mg¡kg) produce una anestesia adecuada para los proce-dimientos quirúrgicos menores, de una duración de 15-25min con la recuperación de los animales en un período de30-45 mino Es necesaria la administración de atropina parainhibir la salivación. Las dosis recomendadas varían deuna dosis mínima de 22 mg¡kg como sedante, hasta 250mg/kg para la anestesia. La ketamina es menos efectivaen los cobayas que en los monos, gatos y otros animalesdebido a que producen una analgesia pobre aún después dedosis altas (200-250 mg¡kg). La ketamina no debe uti-lizarse como único agente anestésico en procedimientos decirugía mayor como la cirugía ortopédica que se asociancon un proceso de notable dolor.

Máscara, cono o cámara de anestesia. o ruta endo-traqueal- Eter. Halotano. Metoxifluorano, (anestesia)

El éter puede administrarse con efectividad para losprocedimientos de larga o corta duración, o puede utili-zarse para potenciar los efectos de la anestesia por pento-barbital, peroero hay que tener en cuenta las compli-caciones respiratorias que ocasiona. Debe retirarse lacomida durante 12 h Y los ojos deben estar protegidos conuna pomada oftalmológica.

Con la utilización del éter, inicialmente el animalempezará a torcerse "en protesta" y entonces se tranqui-lizará durante 5 ó 7 min para volver a torcerse; no debenconfundirse estos movimientos con una disminución delnivel de la anestesia. Tal suposición podría dar comoresultado la administración de una sobredosis que causaríauna fatalidad irreversible. Durante la inducción temprana,los reflejos de la extremidad tienen muy poco significadoen la determinación del nivel de anestesia. Para evitar laeventración del contenido abdominal, se debe esperar hastaque el animal cese de torcerse o moverse y hasta que larespiración se regularice antes de entrar en la cavidadperitoneal. Una dosis inicial de sulfato de atropina quizásevite la dehiscencia.

Se recomienda la administración de sulfato de atropina(0.1-0.2 mg/kg) antes de la exposición al éter, lo cualestimula una secreción copiosa de la mucosa bucal ynasofaríngea en esta especie. Se cree que esta secrecióncontribuye a los problemas respiratorios posteriores. Seha atribuído una mortalidad del 8% a la anestesia por éteren el cobaya.

La necesidad de administrar atropina es menor antes deusar el halotano e inexistente para la utilización de meto-xiflurano, puesto que este agente no causa una salivaciónexcesiva. Se sugiere el uso de un cono nasal para metoxi-flurano, debido a su baja volatilidad. Ocasionalmente, seproducen movimientos de "retorcimiento" en los ani-males. Primero, una de las patas traseras inicia un movi-miento ondulado que puede extenderse al resto del cuerpo;ésto no significa que se recupere el conocimiento, ni tam-poco hace falta una cantidad superior de anestesia. Elaumento de la concentración de la anestesia podría pro-vocar un paro respiratorio, lo cual sin ventilación artifi-cial, va seguido rápidamente por un paro cardiáco. Se haobservado que la premedicación con sulfato de atropinareduce la incidencia de movimientos de ondulación. Lainducción es lenta, o sea, de 4-8 min con metoxiflurano.Puede rebajarse el tiempo de inducción con la admi-nistración inicial de CO2, pero ésto presenta riesgos parael animal. Las concentraciones de 3.0 a 3.5% de meto-xiflurano pueden necesitar de 20 a 30 min para anestesiarlos cobayas, pero el uso de metoxiflurano sólo tiene unamortalidad del 2%.

Vía intramuscular. subcutánea e intrapentonea/- Hidro-ciDrato de Meperidina (preanestesia y analgesia)

La rneperidina (2 rngjkg irn) es de utilidad como anal-gésico o preanestesia antes de la administración de pento-barbital (30 rngjkg im). En este caso, la duración del efec-to se aumenta considerablemente.

Métodos por InhalaciónCámara de anestesia- Bióxido de Carbono {anestesia}El bióxido de carbono se utiliza para proporcionar

períodos cortos de anestesia con el objeto de extraer sangredel corazón, poner inyecciones o realizar diagnósticos cor-tos. La anestesia general tarda aproximadamente de 10 a20 s y dura unos 45 s; aumenta el rendimiento de sangredel cobaya que se está desangrando. En un grupo de 1460cobayas que se anestesiaron por este método, sólo hubouna muerte. Otra ventaja es que la sangre extraída de ani-

37

Anestesia en el Animal de Laboratorio. Parte 2

La b"áquea del cobaya es relativamente pequefia y dedificil acceso, puede realizarse la intubación endotraqueal,y manteniendo a los cobayas bajo anestesia controlada conmetoxiflW'anO durante 4-6 h. Se han utilizado una variedadde sistemas abiertos, semi-cerrados y cen-ados con o sinun tubo endotraqueal o traqueostomía. Las necesidades deoxígeno del animal deben considerarse con todos los sis-temas, así como la baja volatilidad del metoxiflurano atemperatura ambiente. Los cobayas suelen recuperarse delmetoxiflurano en 30-90 min después del cese de laanestesia. La nefrotoxicidad que se asocia al uso de meto-xiflurano en el hombre no se ha observado en el cobaya.

El halotano es efectivo en los cobayas con unaconcentración de inducción del 3 al 5% y mantenimientodel 0.75 al 1.50%. La necrosis hepática se produce con laadministración repetida de halotano a los cobayas.

Vio inlravenosa. subcutánea. inlraperiloneal -Penlo-barbital Sódico. Secobarbilal Sódico y Tiopentolal Sódico(anestesia)

La ruta intraperitoneal es la más conveniente para laadministración de pentobarbital y otros barbitúricos, perose deben tomar precauciones, pues los hámsters sondifíciles de sujetar y más agresivos que las ratas y ratones.Se ha sugerido la administración de pentobarbital (50-90mg¡1cg. 10 mg/ml) para la anestesia quirúrgica de 15-17mino En el caso de utilizarse una solución concentrada(60 mg/ml) se recomienda 90 mgjkg. La dosis mínimaletal (DLso) de pentobarbital es de 135 a 150 mg¡1cg.

La vía intravenosa a través de la vena lateral de la patatrasera se utiliza para administrar pentobarbital (30mg/kg) y tiopental (20 mg¡1cg) a los hámsters. Un aparatoespecial para sujetar los animales facilita la inyecciónintravenosa en la vena safena, o puede utilizarse la expo-sición al bióxido de cárbono para inmovilizar el animal.

Via subcutánea o intramuscular -Sulfato de Morfina(preanestesia)

Se ha observado que el sulfato de morfina en dosis tanaltas como 150 mg/kg por inyección intramuscular,subcutánea e inlrnperitoneal produce analgesia sin nalt:osiso depresión respiratoria aparente. Esto parece aplicarseúnicamente a los hámsters. No se recomienda droperidolni fentanil para hamsters ya que producen signos en elsistema nervioso central.

HAMSTERExamen físico. La temperatura, pulso y respiración

normal de los hámsters deben ser 37 °C, 101 pulsa-ciones/min y 74 respiraciones/min, respectivamente. Elhámster se libra relativamente, de la multitud de enfer-medades que infectan otros pequeiios animales roedores delaboratorio; pueden, sin embargo, sufrir neumonía.

Alimentaci6n y suministro de agua. No es necesarioretener la comida antes de la inducción. Puede suminis-trarse el agua ad libitum si no existen instrucciones alrespecto.

Manejo y sujeci6n preliminar. Se coge el hámster porla nuca con los dedos índice y pulgar, empezará a me-nearse y intentará escapar. Las hembras que han criadorecientemente, o los machos maduros provenientes de lamisma jaula deben manipularse con precuación, puestoque si no se manejan con cierta frecuencia, tienden amorder.

Método por InhalaciónMáscara, cono o cámara de anestesia- Eter, Ha/otano

y Meloxij1uorano (anestesia)Se recomienda la atropina (0.2-0.5 mgikg sc) antes de

la aplicación de anestesia por éter o halotano. Las técnicasde anestesia que conllevan el uso de halotano y metoxi-fIurano como se describe parn ratas y ratones también sonde utilidad parn los hámsters. Estas incluyen el uso decámaras. conos y máscaras de anestesia.

El éter se administra hasta la efectividad para proce-dimientos de corta o larga duración.

Respuesta reflejo a la anestesiaEl método más práctico para evaluar los distintos

grados de la anestesia en este animal es notlir si existe unapérdida del reflejo en la retracción de la extremidad seguidade la relajación de los músculos abdominales.

Métodos ParenteralesPara la administración parenteral de un fármaco

anestésico se puede utilizar uná jeringuilla hipodérmica de1 mI o una de 2 mI con una aguja hipodérmica de 1.8 cmdel calibre 24-22.

Lugar de la inyecci6n:a. Subcutánea. Sujetando el hámster en cualquiera delas dos manos, se introduce la aguja en sentido cranealdebajo de la piel en dirección lateral a la línea mediaentre el ombligo y el tendón prepúbico.b. Intraperitoneal. De manera similar al anterior, peromás profundamente, teniendo cuidado de no introducirla aguja en el hígado o el estómago.

RATONEl ratón sigue siendo el animal más difícil para el

logro de una verdadera anestesia quirúrgica sin que seproduzca la muerte. Aparte de las sobredosis de anestesia,quizás las causas más comunes de los fallos sean unaexcesiva pérdida de calor y la hipotermia (relacionada conla alta proporción de superficie:masa) y las rápidasalteraciones de intercambios de gases (relacionadas con lasaltas velocidades metabólicas y respiratorias). Adicio-nalmente, al ser tan estrecha la vía de ventilación, ésta seobstruye fácilmente con las excesivas secreciones oacumulaciones de saliva de la faringe.

Vfa intramuscu/ar o intraperitonea/ -Hidroc/oruro deKetamina (preanestesia. anestesia)

Se utiliza la Ketamina (40-150 mg/kg im ó 100-200mg/kg ip) como preanestesia o anestesia en hamsters,pero para la analgesia y la relajación muscular es pocoefectiva. La administración concurrente de xilacina (10mg/kg) mejora el grado de relajación y analgesia. Laduración de la anestesia varía de 30 min a 1 h según ladosis.

38

Research In Surgery, Suplemento 5, Julio 1990

Otros problemas se experimentan debido al pequeñotamaño de estos animales.

La notable variedad de respuestas a los fánnacos que seasocian con sexo, cepa, edad, peso, y estado de nutrici6ndel animal aumenta el riesgo de una sobredosis.

Examen jtsico. La temperatura, pulso y respiraci6ndeben ser de 37.5 °C, 600 pulsaciones/min y 163 respira-ciones/min, respectivamente. Los investigadores que con-templan la utilizaci6n de anestesia con ratones debenasegurarse de que los ratones estén libres de salmonella,catarro infeccioso, o neumonía viral.

Alimentación y suministro de agua. No es necesarioretener la comida antes de la inducci6n. El agua puedesuministrarse ad libitum si no existen instrucciones alcontrario.

Manejo preliminar y sujeción. Se debe levantar losratones de su caja sujetando la base de la cola entre losdedos índice y pulgar y transfiriéndolo inmediatamente ala reja de la parte superior de la jaula o una superficieentelada. Cuando intente escapar, se coge el ratón por lanuca con los dedos índice y pulgar, se expone la cola entrelos dedos anular y meñique y se presenta para la inyecci6nip en posici6n decúbito supino Si la cola se coge por lapunta, es probable que el rat6n trepe por su propia cola ymuerda al trabajador. Es preferible un pequeño contenedorcilíndrico de plástico transparente, que tiene acoplado untirador a un lado para ajustar según la medida del animal,y una ventanilla al otro para permitir acceso a la cola.

El mantenimiento de una vía de ventilación sin obs-trucciones y la buena oxigenación es la siguiente preo-cupación principal del anestesista. Esto se logra con laadministración de atropina a 0.04 mg/kg sc, la aspiraciónfaríngea con catéteres finos de polietileno, la insuflaciónpor catéter oral con una alta concentración de 02 y unsuministro de 02 a las cámaras de inducción y recupera-ción, y tumbando los ratones de lado con el cuello exten-dido para lograr la mínima resistencia expiratoria al flujolaminar.

Lugar de la inyección:a. Subcutánea. Sujetando el ratón en cualquiera de lasdos manos, se introduce la aguja cranealmente debajode la piel por lo menos 1 cm en dirección lateral a lalínea media entre el ombligo y el tendón prepúbico.b. Intraperitoneal. De manera similar al lugar anterior,pero más profundamente, teniendo cuidado de nointroducir la aguja en el hígado o el estómago, estándoel ratón en posición decúbito supino con la cabezaligeramente hacia abajo.c. Intravenosa. Se realiza por una vena lateral de lacola o por la vena metatarsiana dorsal utilizando agu-jas de 10 x 0.40 ó 0.35 mm (calibre 27 ó28).La cola del ratón es un órgano tennorregulador, sen-

sible a la humedad y la temperatura. Las venas ventro-laterales de la cola se hacen visibles al doblar la cola porel dedo índice y sujetándola con el dedo pulgar. El punza-miento de la vena de la cola se simplifica con una suje-ción adecuada, calentando el ratón entero por medio de unalámpara e introduciendo la cola en agua caliente a unatemperatura de 40-50 °C, durante 1-2 min antes del primerintento. Las agujas pueden fijarse envolviendo la cola conesparadrapo. En los casos en los que sea importanteasegurar que se inyecten volúmenes exactos de líquido pormedio iv, se pueden introducir las agujas después de laexposición quirúrgica de la vena bajo lente de aumento yatándolas en el sitio deseado por medio de ligaduras.Pueden ponerse entonces inyecciones secuenciales duranteun período de varias horas. La vena metatarsiana dorsalpuede apreciarse claramente si se recorta el pelo y selimpia con alcohol, y se facilita la entrada si se realizabajo lente de aumento. Se introduce en la vena una agujadel número 25 al 27 acoplada a una jeringuilla de 1 mI o auna microjeringuilla. Nonnalmente el primer intento sehace en la parte distal de la cola para poder hacer unsegundo intento más cranealmente. Un catéter O tubo depolictileno, fino y flexible, puede acoplarse a una agujadel 22 para la perfusión o posterior inyección. No serealiza ningún intento de extraer sangre, sin embargo, elanestesista debe procurar no inyectar aire en la vena, yaque los ratones son sensibles a las embolias de aire y 0.1mI de aire puede matar un ratón.

Método FísicoHipoternúa (anestesia)Se ha utilizado la hipotermia antes de efectuar la

timectomía en ratones neonatos libres de génnenes. Estose lleva a cabo colocando el animal en una probeta selladaen la pared de la cámara de enfriamiento de plexiglas, quedebe estar forrada con fibra de vidrio y llenado con hieloseco. El ratón experimenta un paro respiratorio, pero latécnica permite la cirugía durante unos 6 mino De 1500ratones que fueron timectomizados, la mortalidad rondabael 3%, pero las madres mataron un tercio de los neonatosintervenidos. Los animales neonatos también puedencolocarse en una bandeja de cubos de hielo en un con-gelador hasta que cese la respiración y pierden su coloridorosado. Esto ocurre en un plazo de 6 a 12 min y el proce-dimiento quirúrgico debe realizarse en el plazo de 3 min omenos, lo cual suele ser satisfactorio para gonadectomía,timectomía y nefrectomía. De 150 intervenciones, sólodos muertes fueron atribuídas directamente a la anestesia.

Métodos ParenteralesPara la administración parenteral de un fármaco

anestésico, se utiliza una jeringuilla hipodérmica de 1 mIo una de 2 mI con una aguja hipodérmica de 0.48-0.72 cmdel calibre 25-22.

Notas Generales. Debe cuidarse al máximo el mante-nimiento del calor corporal en un animal tan pequefto.Esto puede lograrse situando una almohadilla calientedebajo del animal y lámparas de calor por encima, cui-dando también que el calor no sea excesivo.

Vía inlraVenOsa -A/faxalona-a/fadolona, MelOhexilO-na, Tiopenlona y Penlobarbilona

La alfaxalona-alfadolona se administra (20 mg/kg iv)por inyección lenta (0.3 mI de una dilución al 1/10 delpreparado comercial) induce una anestesia profunda conanalgesia y buena relajación en 10 seg. El efecto máximose mantiene durante 5-8 min, la duración del sueño es de

39

Anestesia en el Animal de Laboratorio. Parte 2

susceptibles a los barbitúricos que las hembras, mientraslos ratones Swiss-Webster duermen más tiempo que lasratones hembras con la misma dosis de pentobarbital.

La cantidad de pentobarbital necesaria para inducir laanestesia quirúrgica en ratones (60-90 mg/kg) es muchomás alta que los niveles de anestesia equivalentes paraperros y gatos, la cual es de 30-35 mg/kg. La anestesiaquirúrgica se produce unos 5-10 min después de lainyección intraperitoneal y dura unos 20-30 mino Paraprocedimientos más largos, es decir, 40-50 min una dosisintraperitoneal de 50 mg/kg puede seguirse de una dosissubcutánea de 25 mg/kg). Las dosis más pequeftas, esdecir, 40-60 mg/kg de pentobarbital se utilizan con fre-cuencia, pero éstas se suelen usar para estudiar los efectosde los fármacos, la deshidratación, etc. en el tiempo deinconsciencia, pérdida de reflejo recuperativo y otrasvariables.

En un trabajo, 80 mg/kg produjo la anestesiaquirúrgica en el 30% de los animales con el 0% demortalidad, mientras 90 mg/kg produjo la anestesia en el80% con una mortalidad del 20%. El suplir la anestesia depentobarbital ligera con éter, halotano o metoxifluranocontribuye a la reducción de la alta mortalidad por una se-gunda inyección de pentobarbital. La temperatura corporalnormal debe mantenerse durante la recuperación.

Los animales neo natos (de 1-4 días) pueden anes-tesiarse durante aproximadamente 1 h con la administra-ción intraperitoneal de 5 mg/kg de pentobarbital. Con elobjeto de evitar la filtración a través de la fina paredabdominal, la aguja se introduce subcutáneamente aliadode las costillas, a través del diafragma hasta la cavidadperitoneal.

un promedio de 10 min y el tiempo de recuperación totales de 20-30 mino Incrementos adicionales (6 mg/kg iv)pueden administrarse a intervalos de 15 min a través deuna canalización en la vena de la cola o vía la venayugular cateterizada para períodos largos de anestesia esta-ble. Hasta ahora sólo se va intentado mantener la anes-tesia en los ratones para períodos de hasta 4 h sin observarefectos acwnulativos o tolerancia en este tiempo.

La metohexitona a 6 mg/kg por inyección iv lentainduce la anestesia en 10 s; esta dura de 3-4 min y larecuperación completa tarda unos 50 mino Se observacierta acumulación si se administran inyecciones sucesi-vas para prolongar el período de anestesia.

La tiopentona (30-40 mg/kg iv) por inyección lentainduce una anestesia quirúrgica ligera en 10-15 s y tieneuna duración de 10-12 mino Con este agente la acu-mulación es notable y no deben utilizarse dosis sucesivaspara prolongar la anestesia.

La pentobarbitona debe ser de reciente preparación a 5mg/ml en solución salina templada para obtener la máxi-ma constancia en la respuesta. La dosificación varíadebido a tantos factores que cuando sea factible debe anes-tesiarse un grupo de prueba antes de cada experimento. Enpruebas toxicológicas en las que se administre un agentepara anestesiar ratones, un grupo control debe recibir lamisma dosis de pentobarbitona que los grupos que seestán evaluando.

Unos 40 mg/kg ip deben producir la narcosis basa!,pero la anestesia quirúrgica puede requerir dosis de 50-90mg/kg ip. La narcosis se desarrolla en 5-7 min y se man-tiene un efecto máximo de meseta durante 20-40 min; eltiempo de sueno es de aproximadamente 120 min, mien-tras el tiempo de recuperación total puede ser de 6-24 h.La necesidad de evitar la pérdida de calor es de particularimportancia con el uso de pentobarbitona, y el Ü2 sumi-nistrado bien de forma local al individuo o a la incubadorade recuperación en el caso de grupos, es obligatorio si losratones se han anestesiado profundamente.

Vía inlravenosa -Penlobarbilal Sódico. Tiamilal Só-diGO y Tiopenlal Sódico (aneslesia)

El pentobarbital puede administrarse por la vena de lacola La cantidad de pentobarbital necesaria varía de 35 a70 mg/kg según el sexo, la cepa, etc.

La dosis intravenosa de tiamilal o tiopental es de 25-50 mg/kg. Existe poca ventaja en el uso de estos fárma-cos, ya que la duración de la anestesia después del pento-barbital es de unos minutos solamente. Es costumbre di-luir el pentobarbital y otros fármacos parenterales al 1:10con una solución salina fisiológica o con agua destiladaantes de inyectarse.

Vía inlraperiloneal. subcutánea e inlramuscular -Malealo de Acelilpromacina. HidrocloralO de Clorpro-macina e Hidrocloralo de Promacina (preaneSlesia)

La clorpromacina se administra antes de la anestesiapara aIargar el período de anestesia y reducir la moI1Jllidadque se ha observado después de la inyección intraperi-toneaI de una dosis estándar de pentobarbitaI. Grandes do-sis de clorpromacina (50 mg/kg im) seguidas de la admi-nistración intraperitoneal de pentobarbitaI (50 mg/kg)inducen la anestesia quirúrgica durante 22 min en el 80%de los animales, y el 87% están vivos aI cabo de una se-mana. Dosis más pequeñas de clorpromacina (5-10mg/kg) administradas subcutáneamente son efectivas ymenos irritantes.

El acetilpromacina (0.75 mg/kg im) se ha combinadocon ketamina y xilacina. También puede administrarse lapromacina con la ketamina.

Otros utilizan tribromoetanol a 125 mg/kg ip, ysugieren que una solución al 0.25% no era viscera-irritante e inducía una anestesia muy aceptable, mientrasuna solución al 2.50 % provocaba adherencias fibrosasentre estómago, hígado y bazo. Se encontró que este fár-maco inducía una excelente anestesia quirúrgica en los ra-tones a 125 mg/kg ip, pero algunos grupos y cepasmorían de complicaciones intestinales mientras otras no.

Vía intraperitoneal- Pentobarbital Sódico (anestesia)Esta vía de administración es la de uso más frecuente.

aunque las grandes variaciones entre los diferentes ratonesy cepas hacen que sea mucho más arriesgado que la rutaintravenosa. La necesidad de una extrema precaución enextrapolar datos de un especie a otra se demuestra al com-parar la duración del sueno de ratas y ratones bajo la anes-tesia por pentobarbital. Los ratones machos son menos

40

Research In Surgery. Suplemento 5. Julio 1990

Vía intraperitoneal e intramuscular -Fenlanil-Drope-ridol (Innovar-Vet), Hidroclorato de Meperidina, Su/fatode Morfina e Hidroclorato de Xilacina (preaneslesia.anestesia)

La premedicaci6n con meperidina (20 y 40 mg/kg ip)y morfina (5 y 10 mg/kg ip) 15 min antes de pentobar-bital (50 mg/kg) en los ratones, prolonga los efectos delbarbitúrico. De manera similar, la rneperidina (20 rng/kg)y la rnorfma (5 mg/kg) convierten una dosis subefectivade pentobarbital en efectiva. La administraci6n crónica demeperidina durante varias semanas no influye significa-tivamente en las respuestas a los barbitúricos.

Se han logrado períodos cortos de anestesia con lainhalación del CÜ2 en aire, mientras que otros recomien-dan una mezcla de CÜ2:Ü2 (1: 1) para la anestesia de hasta10 min, subrayando la conveniencia de este método parael punzamiento cardíaco ya que se estimulan la respiracióny el retorno venal al corazón; algunos opinan que no esrecomendable tiempos tan largos.

Se han descrito varios circuitos y aparatos para laanestesia de los ratones por inhalación. El bajo coste, lasencillez, la posibilidad de lograr concentrados de anestesiade agentes volátiles a flujos bajos de gas, y la necesidad deanestesiar grupos de ratones simultáneamente, han sidolos requerimientos más ventajosos de tales conjuntos. Lascaracterísticas que consideramos precisas en una cámara deinducción son una plataforma perforada y una reja entre elanimal y el agente volátil para evitar quemaduras decontacto de la piel o las mucosas, una entrada parapermitir el suministro de Ü2, CO2:02 (1:1), N20:02 uotras mezclas gaseosas de anestesias si se requieren, y unescape para el aire expirado a fin de evitar una acumula-ción de CÜ2 alrededor del animal.

Puede preferirse el uso de bióxido de carbono al éter,halotano O metoxiflurano, puesto que produce cambiosmínimos en la glucosa de la sangre y otras variables.

Máscara. Cono o Cámara de Anestesia -Cloroformo(anestesia)

Merece especial consideración el uso del cloroformopara la anestesia o la eutanasia. Se ha observado quevarias cepas de ratón, es decir, A, C3H, C3Hf, DBA yHR son susceptibles al envenenamiento involuntario porel cloroformo. La exposición durante 2 a 3 h produce le-siones renales en todos los machos pero en ninguna hem-bra. Algunos animales mueren poco después de la expo-sición, mientras otros mueren al cabo de varios meses. Eluso o el almacenamiento del cloroformo en un área en laque los ratones pueden estar en contacto directo o indi-rec~, demuestra una tremenda negligencia. El cloroformo,el halotano, el tricloroetileno y el etil éter son hepato-tóxicos en los ratones por administración esofogeal. Elcloroformo es el más tóxico, pero todos los agentesproducen algún grado de toxicidad a las 72 h de la expo-sición. Algunos consideran que bajo ninguna circuns-tancia debe utilizarse el cloroformo en laboratorios para laanestesia o eutanasia de roedores. Este no sólo es unagente hepatotóxico, sino que se ha demostrado que laspartículas minúsculas del ambiente afectan seriamente lasfunciones reproductorns del ratón macho.

Vía intramuscular. intraperitoneal e intravenosa -Hidroclorato de Ketamina (preanestesia-aneslesia)

Se recomienda un amplio espectro de dosis para lapreanestesia (22-50 mg/kg) y la anestesia (50-400 mg/kg)por las rutas intraperitoneal, intravenosa e intramuscular.La atropina (0.04 mg/kg im) seguida de la ketamina (44mg/kg im) induce la catalepsis con la anestesia quirúrgicaque permite el punzamiento del sinus orbital, la exposi-ción de las venas y la laparotomía. La recuperación ocurreen un período de 15-30 mino La ketamina (22-44 mg/kg)puede combinarse con la acetilpromacina (0.75 mg/kg) yxilacina (2.50 mg/kg) para la inyección intramuscular. Lacombinación de la ketamina (80 mg/kg im) y la xilacina(16 mg/kg im) induce un excelente efecto sedante yrelajante, pero la analgesia es inadecuada para la cirugíamayor. Cuando estos dos agentes se aumentan al nivelletal (la ketamina, 200 mg/kg im y xilacina, 16 mg/kgim) el grado de analgesia sigue siendo inadecuado antes dela muerte.

Algunos utilizan ketamina a 44 mg/kg im para ra-tones y afmnaron lograr la anestesia quirúrgica, recupe-rándose los animales en 15-30 mino Sin embargo, se hapodido conseguir una anestesia satisfactoria con estefármaco administrado a dosis que variaban de 20-300mg/kg im o ip, ni siquiera al administrarlo con xilacina odiazepam. De no ser que hubiera una marcada variación derespuesta a la ketamina en los ratones, es difícil de enten-der esta disparidad de resultados.

Métodos por InhalaciónLos agentes volátiles y los gases pueden suministrarse

a ratones en cámaras de inducción o por conos nasalescone(:tados a los gases fluidos, estando el agente volátildentro mismo del cono o por catéteres de insuflación quelleven las mezclas a la faringe o a una traqueostomía.Cuando sea posible, debe utilizarse un vaporizador de dise-i\o adecuado, y debe considerarse un respirador para roe-dores en el caso de una anestesia prolongada. Máscara. cono o cámara de anestesia -Eter, Halolano.

Metoxiflurano (anestesia)Estos agentes se utilizan con frecuencia para inducir la

anestesia por medio de una cámara o cono.Tradicionalmente, se ha utilizado el éter para la

anestesia por inhalación en los ratones. Su ventaja es lade tener un coste bajo y de ser muy sencillo. Sin em-bargo, se han subrayado los inconvenientes de la reacciónde las vías respiratorias a semejante agente irritante, y lainducción de excesivas secreciones mucosas, edemas pul-monares y la obstrucción de las vías de ventilación. Algu:-

Cámara de anestesia -Bi6xido de Carbono con o sinox(geno (anestesia)

CO2:02 (1 :1) premezc/ado es útil para la inducciónrápida de anestesia en segundos dentro de una cámara y esadecuado para vacunas opunzamiento cardíaco. No se debeintentar su mantenimiento durante más de 2 mino Losratones pierden el conocimiento en 10-15 S.

41

Anestesia en el Animal de Laboratorio. Parte 2

nalmente, el metoxiflurano no es explosivo y es relativa-mene seguro para el hombre.

El halotano con 02 require más cuidado por parte delanestesista, y no es segura la inducción de un grupo deratones a la vez. No obstante, la inducción rápida y suaveen 1-2 min, las excelentes condiciones quirúrgicas que seobtienen y la recuperación rápida (2-3 min), lo conviertenen un agente muy valioso cuando se vaporiza en equiposde un diseño adecuado.

También se ha utilizado el halotano en los ratonespero con un éxito parcial, solamente, hay muy poco mar-gen de seguridad para los métodos sencillos de admi-nistración y en el caso de no haber un ayudante, no seráposible un control preciso ni siquiera con el equipamientomás sofisticado.

Respuesta de renejo a la anestesiaCon la administración del éter, el ratón a menudo

lamerá sus palas delanteras o parecern lavarse la cara antesde entrar en el estado dc inconsciencia.

El ratón tiene una capacidad pulmonar muy pequeña,lo cual significa que se logra la anestesia ligera muyrnpidamente, y en consecuencia se requiere recargar lamáscara del éter si hiciera falta anestesia adicional. Elreflejo de pedal se utiliza para indicar los varios niveles dela anestesia.

La ausencia de retracción de la pata ttasera en respuestaal punzamicnto de la almohadilla dactilar del pie, laausencia del reflejo comeal o el reflejo de pinzamiento dela cola son índices útiles de la anestesia quirúrgica. Lapérdida de reflejo en el pie puede producirse antes de lapérdida del reflejo comeal. También pueden utilizarse lasvenas metalarsales.

nos opinan que este agente es "totalmente inadecuado"para los ratones puesto que, además, es difícil mantenerun nivel constante de anestesia quinírgica.

Los ratones salivan cuando se les exponen al éter, deno ser que esté precedido por la administración de atropina(0.04 mg/kg sc o im). Para procedimientos cortos comola venipuntura, el éter puede utilizarse con seguridad enuna capucha ventilada sin la premedicación con atropina.El éter causa una pérdida del reflejo comeal antes de lapérdida de la capacidad retráctil del pie. Los ratones tienenlos pulmones pequei\os, lo cual explica la rápida in-ducción y recuperación.

El éter mantiene un lugar de utilidad en la anestesia deratones a pesar de los inconvenientes ya descritos. Eseconómico y puede usarse en los recipientes más sencillosen el caso de la falta de otros métodos. No obstante, paraevitar que se utilicen concentraciones de éter innecesaria-mente altas, deben rociarse volúmenes medidos (2-4 mI)dentro del recipiente.

El metoxiflurano con 02 o aire es el mejor agentevolátil para la inhalación sea cual sea el método de aplica-ción. En estudios comparativos entre el halotano. el me-toxiflurano y el éter, el metoxiflurano es el más adecuado.La inducción es rápida (1-3 min) si se introducen los ra-tones en una cámara en la que se ha evaporado metoxiflu-rano en una gasa (0.5-1.0 mI en una cámara de-ll duranteunos 10 min a temperatura ambiente). Siempre que semantenga la temperatura corporal existe poco peligro dematar a los ratones con este agente incluso durante perío-dos prolongados de anestesia. La recuperación es suave,pero el período hasta la recuperación completa puede sermuy prolongado (hasta 24 h), según la duración de la ad-ministración. Se necesitan para la anestesia flujos de gasde 100-500 mVmin con concentraciones del 0.5-2.0 %.

Los animales están inducidos en 45-90 s dentro de unbote de cristal y mantenidos pasando aire encima del me-toxiflurano a un embudo de plástico cuyo borde se harecortado para acoplarse a la cabeza del animal. Es mejorel oxígeno que el aire ambiental, si estuviera disponible.Puede utilizarse el número de respiraciones para controlarel nivel de anestesia en los sistemas abienos. Si hubieramenos de 60 respiraciones/min la concentración debe dis-minuirse. Inicialmente, puede esperarse una mortalidad dehasta el 50% cuando se realiza cirugía en ratones utili-zándose técnicas simples de anestesia. Esta puede reducirseconsiderablemente conforme se perfeccionen las técnicasde anestesia y cirugía.

La mayoría de los investigadores están de acuerdo enque el metoxiflurano es el agente más seguro, bien porlos métodos sencillos de "open-drop" o con un aparatosofisticado. Se han citado varias ventajas; la anestesiaquirúrgica se mantiene fácilmente y es difícil ocasionar lamuerte del ratón, aun intencionadamente. El porcentaje desupervivencia posoperatoria es dellOO% sin evidencia delesión alguna en la autopsia. El largo tiempo de recu-peración, de 10-20 min, puede ser una ventaja puesto quepermite la cirugía en cabeza y cuello sin el estorbo demáscaras o tubos después de finalizarse la administración.Puede utilizarse además en aparatos económicos y com-pactos y pueden inducirse hasta 3 ratones a la vez. Fi-

RATAExamen ¡isico. Generalmente el investigador puede

determinar el estado de salud de la rata por su aspectofísico, aunque no se realice un examen físico profundo. Lamedia de temperatura, pulso y respiración de la rata debenser de 37 °C, 300 pulsaciones/min y 85 respiraciones/minrespectivamenle. Su pelaje debe ser brillante y suave, lapiel debe lener elasticidad, y el cuerpo debe estar fmne altaclO. Las enfermedades infecciosas que a veces ocurren enla rata de laboralorio Lienen una marcada influencia en losproccdimienlOs en los que esta indicada la aneslesia: fiebreparalifoidea, seudoluberculosis, otitis del oído medio, la-bcrintitis y neumonía. La neumonía es probablemente lacausa de morbilidad más corriente de la rata adulta.

Alimentación y suministro de agua. No es necesarioretener la comida antes de la inducción. Si no existen ins-trucciones al contrario el agua puede suministrarse adlibitum.

Manipulación y sujeción preliminar. Es aconsejableel uso de guanles proteclOres para el principiante con elfin de minimizar la posibilidad de heridas. Se cogen mejorsituando la palma de la mano encima de la espalda delanimal, doblando las patas delanteras debajo de la man-díbula con los dedos pulgar e índice, evitando apretar el

cuerpo.

42

Research In Surgery, Suplemento 5, Julio 1990

presión. Ni el tiarnilal (20 rng/kg iv) ni el tiopental (20rng/kg iv) se administran con frecuencia a las ratas.

Vfa inlraperitoneal- Hexobarbital Sódico. MetohexitalS6dico. Pentobarbital S6dico y Secobarbital S6dico(anestesia)

El pentobarbital, secobarbital, metohexital, hexo-barbital y otros barbitúricos se administran fácilmente alas ratas por la ruta intraperitoneal. Se requiere una can-tidad ligeramente mayor de pentobarbital (35-45 mg¡kg)por vía intraperitoneal que por. vía intravenosa, y larespuesta a la dosis fija es variable. La anestesia despuésde inyectar pentobarbital se produce en unos 5 a 15 mincon una duración de unos 30-45 mino La cantidad adi-cional del barbitúrico que debe administrarse, si la dosisinicial no fuese suficiente o si empezara a recuperarse elanimal, queda a juicio del trabajador, aunque se reco-mienda el 20-25% de la dosis original. La premedicaciónintramuscular con clorpromacina de mayor duración (1-2mg¡kg) disminuirá.la dosis y prolongará el período deanestesia. Otros fármacos, tales como el cloramfenicol,también prolongan la acción anestésica del pentobarbitalen las ratas. La dosis anestésica de hexobarbital es de 100mg¡kg si se administra por vía intraperitoneal, mientras ladosis recomendada de metohexital es de 95 mg¡kg por lamisma ruta.

Métodos ParenteralesLugares de inyecci6n :a. Subcutáneamente. En la punta del hombro ososteniendo la rata en una de las manos se introduce laaguja en sentido craneal debajo de la piel por lo menos2.5 cm lateralmente a la línea media entre el ombligoy el tendón prepúbico.b. Intraperitoneal. Similar al lugar anterior, pero másprofundamente, y en cuyo caso debe tomarse la pre-caución de evitar la inserción de la aguja en el hígadoo estómago.c. Endovenosa. La vena tarsal recurrente del tercciolateral inferior de la tibia.Para la administración parenteral de los fármacos se

utiliza una jeringuilla hipodérmica de 1 mI o una de 2-3mI acoplada a una aguja hipüdérmica de 2.5 cm del calibre22-20.

Vía intravenosa o intraperitoneal- Hidrato de Cloral.Clorobutanol. Paraldehido. Tribromoetanol y Uretano(anestesia)

Ninguno de estos agentes ofrece ventaja sobre elpentobarbital sódico. La inyección intraperitoneal delhidrato de cloral se asocia con la peritonitis y posteriorileo adinámico y no debe utilizarse sólo en concen-traciones altas por esta vía para la anestesia general enratas. Parece que las ratas sean particularmente suscep-tibles al desarrollo de esta condición.

El uretano causa menos depresión cardíaca y res-piratoria que los barbitúricos y en dosis de 1000-1250mg/kg está indicado para la cirugía abdominal. Esteagente se reserva para procedimientos largos que no re-quieren la recuperación. La tráquea debe ser canalizadapara facilitar la ventilación.

Vía intramuscular o intraperitoneal -Tiamilal S6dicoy Tiopenlal Sódico (anestesia)

No se aconseja la ruta intraperitoneal para la admi-nistración de tiamilal (20-25 mg/kg) o tiopental (20-25mg/kg) en las ratas, puesto que se puede utilizar la venade la cola con más efectividad. Para fmes comparativos, ladosis letal media (DLSO) del tiopental por la ruta intra-pcriloneal en ratas de menos de 9 meses es de 125-130mg/kg, mientras que para los de 12 meses y más es de115-125 mg/kg. La dosis sugerida de tiopental por la rutaintramuscular es de 40 mg/kg.

V(a intravenosa -Hexobarbital S6dico. PentobarbitalS6dico. Secobarbital S6dico. Tiamilal Sódico y TiopentalSódico (anestesia)

Las venas metatarsaI. tarsal recurrente. safena y caudalson rutas adecuadas para la administración delpentobarbital sódico y otros barbitúricos. Existen dispo-siúvos adecuados para la sujeción del animal mientras sedilata la cola por inmersión en agua caliente. con laaplicación de xilacina. acetona. etc. Una dosis de pento-barbital (30-40 mgjkg) puede individualizarse y anes-tesiarse el animal hasta el grado deseado. Al igual que enotros animales pequeños. el agente de anestesia debediluirse al 1:10 con solución fisiológica o agua desúlada.El pentobarbital diluído (6 mg/ml) puede administrarsecon seguridad en dosis de 50 mgjkg. Factores tales comola edad. sexo. cepa. densidad de población. estado de nu-trición. sustancias existentes en el nido y la presencia deamoniaco influirán en la dosis definitiva de la anestesia.Las ratas hembras metabolizan algunos fármacos como elpentobarbital más despacio que los machos. Normalmen-te. los animales jóvenes requieren pentobarbitaladicional.

Existen ventiladores de pequeño tamaño para pro-porcionar la respiración artificial por medio de un tuboendotraqueal en casos de insuficiencia cardiáco o de-

Vía intramuscular y subcutánea -Droperidol-Fentanil(lnnovarvet) (preanestesia. anestesia y analgesia)

El droperidol y el fentanil (0.01-0.05 mI/loa g) son deutilidad para la sujeción, anestesia o analgesia. Si elanimal se moviera o se mostrara molesto, pueden suplirsecon éter, halolano o metoxiflurano.

Vía intramuscular. subcutánea y intraperitoneal -Hidroclorato de Ketamina (preanestesia y anestesia)

La ketamina (20-40 mg/kg im) induce un estadoparecido a la anestesia general durante 20-40 min en lasratas. Se requieren unos 10 min para lograr el efectomáximo, y las ratas se recuperan completamente en apro-ximadamente l-l(2h. La administración previa de atropina(0.04 mg/kg sc) contribuye a minimizar la salivación.Los tranquilizantes (acepromacina) o los narcóticos (me-peridina) pueden inyectarse simultáneamente de la mismajeringuilla para prolongar el período de la anestesia y/odisminuir el dolor. El grado de analgesia es variable, ynormalmente la relajación muscular es pobre. Se reco-mienda la administración de ketamina (60 mg/kg im)

43

Anestesia en el Animal de Laboratorio. Parte 2

seguido de pentobarbital (21 mg¡kg iv) para la anestesiade 1 h de duración. La ketamina debe combinarse con unanalgésico para procedimientos que sean largos y dolo-rosos.

Deben protegerse los ojo con una pomada oftal-mológica. Si el procedimiento puede realizarse delante deuna capucha, el escape de éter a la habitación se reduce almínimo. Una bureta de cristal de 25 mI con una llave depaso de Teflon puede utilizarse para suministrar 5-10gotas de éter para el mantenimiento de la anestesia en unsistema abierto. Se utiliza la intubación endotraqueal ouna traqueostomía con acoplamiento a un sistema cerradoo semi-cerrado. Las razones por las que resulta aceptableesta forma peligrosa de anestesia son los múltiplesinformes y precedentes para su uso en los procedimientosbásicos, tales como la medición de la tensión arterial enlas ratas.

Vía intramuscular y subcutánea -Hidroclorato deMeperidina. Sulfato de Morfina o Hidroclorato de Xilacina(preanestesia. analgesia)

Se utilizan la morfina (5 mg¡kg sc) y la meperidina(25-50 mg im sc) después de ciertos procedimientos quese asocian con el dolor. La xilacina (2.5 mg/kg) se utilizajunto con acetilpromacina (0.75 mg/kg) y ketamina (22-44 mg/kg).

Vía subcutánea, intramuscular o intraperitoneal -Su/fato de Atropina (preaneslesia)

Se administra la ab"Opina (0.04-0.10 mgjkg. sc) antesde la administración de la anestesia por éter. Puede admi-nistrarse con ketamina. halotano, droperidol y fentanil. opentobarbital. La rata hidroliza la atropina de formarápida.

Métodos por InhalaciónCámara de anestesia -Bi6xido de Cárbono con o sin

oxfgeno (anestesia)El bióxido de cárbono, sólo o mezclado con oxígeno,

es muy efectivo para períodos cortos de inmovilizaciónpara pennitir el sangrado retro-orbitaI, el punzaminetocardíaco, y la inducción de anestesia antes del mante-nimiento con balotano, etc.

Cámara. cono, máscara de anestesia. o intubaciónendotraqueal- Halotano y Metoxíflurano (anestesia)

Estos agentes se administran por medio de un cono omáscara. La administración de atropina disminuirá lasalivación, mientras que los tranquilizantes o analgésicosdisminuirán la dosis necesaria. El metoxiflurano induceuna buena relajación y analgesia para períodos extendidosde tiempo si.n efectos nocivos en las ralas salvajes. De losvarios centenares de ratas anestesiadas con este agente, nohubo ninguna muene. Puede practicarse la resuscitaciónsituando la punta de un tubo de goma por encima de lanariz y la boca del animal, y respirando suavemente por lapane opuesta.

El éter se administra sin dosis concreta hasta laefectividad para procedimientos de corta o larga duración.Para evitar que se seque y se irrite la córnea con lautilización del método de goteo, se aplica una pomadaoftalmológica en ambos ojos antes de la inducción.Cámara. cono, máscara de anestesia y intubación

endotraqueal- Eter (anestesia)La administración de atropina (0.04-0.10 mg/kg) antes

de la inducción en un recipiente de cristal y el mante-nimiento por medio de una máscara o cono pequeño seutiliza con éxito en las ratas.

Respuesta reflejo a la AnestesiaEl reflejo de pedal es el método ideal para indicar los

varios niveles de anestesia tanto para las anestesiasvolátiles como los no-volátiles.

BIBLIOGRAFIA

Saiz, L.; Garc(a de Osma, f.L. y Compaire, C. (eds.)(1983). 1dentiflCación, marca y transporte. En: Animales delaboratorio I (Producción, manejo y control sanitario).Madrid, Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias pp.147-161.

L. Gimeno FornerL. O. Gimeno Forner

D. Cejalvo LapeñaM A. Calvo BermúdezB. Bolant Hernández

J M. Uoris Carsí

Clifford, D. H. (1978). Preanesthesia, Anesthesia,Analgesia y Euthanasia. In: Fox, J. G.; Cohen, BJ. andLoew, F.M. (eds.). Laboratory Animal Medicine. New York,Academic Press, INC. pp. 536-548

Green, CJ. (ed.) (1982) General and balanced anesthesia.In: Animal anesthesia. London, Laboratory Animals, LTD.pp. 139-160

Harkness, J.E. and Wagner, J.E. (eds.) (1980). Capítulo 3Procedimientos clfnicos. En: Biologfa y clínica de conejos yroedores. Zaragoza, Editorial Acribia pp. 51-69.

44