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i

Kaliana Sitonio Eça

“Desenvolvimento de coberturas e filmes de pectina

incorporados de extratos de frutas: Estudo da estabilidade

e difusão de nutrientes, efeito fotoprotetor e antioxidante

quando aplicado em alimentos”

"Development of pectin coatings and films incorporated

with fruit extracts: Evaluation of stability and nu trients

diffusion, photooxidation, and antioxidant effect on food"

CAMPINAS

2015

iii

Universidade Estadual de Campinas

Faculdade de Engenharia de Alimentos

Kaliana Sitonio Eça

“Desenvolvimento de coberturas e filmes de pectina incorporados de

extratos de frutas: Estudo da estabilidade e difusão de nutrientes, efeito

fotoprotetor e antioxidante quando aplicado em alimentos”

"Development of pectin coatings and films incorporated with fruit extracts:

Evaluation of stability and nutrients diffusion, photooxidation, and

antioxidant effect on food"

Tese apresentada à Faculdade de Engenharia de Alimentos da

Universidade Estadual de Campinas, como parte dos requisitos

exigidos para a obtenção do título de Doutora em Engenharia de

Alimentos.

Thesis presented to the Faculty of Food Engeneering of the

University of Campinas in partial fulfillment of the requirements

for the degree of Doctor in Food Engeneering.

Orientadora: Prof.ª Dra. Florencia Cecilia Menegalli

ESTE EXEMPLAR CORRESPONDE A VERSÃO FINAL TESE DEFENDIDA PELA ALUNA KALIANA SITONIO EÇA, E ORIENTADA PELA PROF(A). DR(A). FLORENCIA CECILIA MENEGALLI ________________________________________

Assinatura do Orientador

CAMPINAS

2015

iv

Ficha catalográfica Universidade Estadual de Campinas

Biblioteca da Faculdade de Engenharia de Alimentos Claudia Aparecida Romano - CRB 8/5816

Informações para Biblioteca Digital Título em outro idioma: Development of pectin coatings and films incorporated with fruit extracts : evaluation of stability and nutrients diffusion, photooxidation, and antioxidant effect on food Palavras-chave em inglês: Antioxidant activity Phenolic compounds Diffusion Kiwi Drying Área de concentração: Engenharia de Alimentos Titulação: Doutora em Engenharia de Alimentos Banca examinadora: Florencia Cecilia Menegalli [Orientador] Delia Rita Tapia Blácido Izabel Cristina Freitas Moraes Maria Aparecida Mauro Miriam Dupas Hubinger Data de defesa: 03-07-2015 Programa de Pós-Graduação: Engenharia de Alimentos

v

BANCA EXAMINADORA

______________________________________ Profa. Dra. Florencia Cecilia Menegalli

Orientadora

______________________________________ Profa. Dra. Delia Rita Tapia Blácido

Membro Titular Universidade de São Paulo

______________________________________ Profa. Dra. Izabel Cristina Freitas Moraes

Membro Titular Universidade de São Paulo

______________________________________ Profa. Dra. Maria Aparecida Mauro

Membro Titular Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho”

______________________________________ Profa. Dra. Miriam Dupas Hubinger

Membro Titular Universidade Estadual de Campinas

______________________________________ Prof. Dr. Carlos Raimundo Ferreira Grosso

Membro Suplente Universidade Estadual de Campinas

______________________________________ Profa. Dra. Carmem Cecilia Tadini

Membro Suplente Universidade de São Paulo

______________________________________ Profa. Dra. Leila Mendes Pereira Rodrigues

Membro Suplente Universidade Metodista de Piracicaba

vii

RESUMO GERAL

O objetivo do presente trabalho foi desenvolver revestimentos ativos de pectina incorporados

com extratos de frutas a fim de entender e avaliar a estabilidade e a difusão dos nutrientes

incorporados aos mesmos, assim como o seu efeito antioxidante quando aplicados em

alimentos. Na primeira etapa foram desenvolvidos filmes ativos de pectina. Extratos

alcoólicos e aquosos de acerola, caju, mamão, morango e pequi foram obtidos. Estes foram

caracterizados e selecionados de acordo com teores de vitamina C, carotenoides, antocianinas,

compostos fenólicos e atividades antioxidantes (ABTS, DPPH e FRAP). Como os extratos

alcoólicos de acerola, caju e morango foram os com maior recuperação de nutrientes e,

consequentemente, maiores atividades antioxidantes (969,0 ± 0,7, 163,6 ± 0,2 e 138,1 ± 0,5

mg de Trolox/g de extrato seco, respectivamente), eles foram incorporados aos filmes.

Também foi elaborada uma formulação com a mistura dos extratos. Os filmes foram avaliados

quanto às suas atividades antioxidantes, propriedades ópticas e pela capacidade de reter

nutrientes através de um estudo de estabilidade. Dentre os filmes estudados, o de acerola

possuiu a maior atividade antioxidante (36±2 µg de Trolox/g de filme seco) com um tempo de

meia vida de 99 dias. A segunda parte do trabalho avaliou a migração dos compostos fenólicos

(nutrientes majoritários) para meios simulantes de alimentos a fim de entender o

comportamento difusional desses compostos. Foram utilizados como simulantes líquidos, o

metanol e a água, e como sólidos, géis de gelatina (com e sem adição de celulose). Os filmes

foram aditivados com os extratos alcoólicos de fruta. Para os simulantes líquidos, o metanol

foi o mais efetivo na extração de compostos fenólicos, enquanto que para o simulante sólido

foram observadas maiores retenções para os filmes em contato com o gel contendo celulose

(retenções entre 41 % e 45%) devido à maior resistência mecânica causada pela adição da

fibra de celulose. Na terceira etapa do trabalho, foram preparadas coberturas de pectina, de

acordo com as formulações testadas para os filmes na primeira parte do trabalho. Estas

coberturas foram aplicadas a fatias de kiwi previamente ao processo de secagem. O estudo

avaliou a influência das coberturas aditivadas sobre as características químicas e físicas do

kiwi, após o processo de secagem e ao longo do armazenamento. As influências das coberturas

nas isotermas de sorção e sobre as cinéticas de secagem também foram avaliadas. A aplicação

das coberturas contendo antioxidantes contribuiu para minimizar os efeitos indesejáveis da

oxidação de nutrientes sem influenciar no processo difusional da água, além de promover uma

viii

melhoria da manutenção das características de qualidade dos kiwis ao longo da estocagem por

31 dias. No geral, os resultados revelaram que a incorporação de extratos de frutas nos

revestimentos de pectina, potencialmente, produz filmes e coberturas ativos, podendo ser

utilizados para diferentes aplicações em produtos alimentares. Além de atuar como barreira

anti-oxidante, podem conferir nutrientes aos produtos em questão.

Palavras-chave: Atividade antioxidante, compostos fenólicos, difusão, kiwi, secagem.

ix

ABSTRACT

This study aimed to develop pectin films and coatings incorporated with fruit extracts,

evaluate the stability and diffusion of nutrients in these films and coatings, and understand the

antioxidant effect of fruit extracts on food. The first stage of the study consisted in developing

active pectin films. Evaluation of the alcoholic and aqueous extracts of five fruits (acerola,

cashew, papaya, strawberry, and pequi) in terms of nutrient content (vitamin C, carotenoids,

anthocyanins, and phenolic compounds) and antioxidant capacity (ABTS, DPPH, and FRAP)

showed that the alcoholic extracts of acerola, cashew, and strawberry promoted the highest

recovery of nutrients and, consequently, higher antioxidant activity (969.0 ± 0.7, 163.6 ± 0.2

and 138.1 ± 0.5 mg Trolox /g of dry extract, respectively) which justified their incorporation

in the films. Next, a formulation with a mixture of these alcoholic extracts was prepared. The

resulting films were assessed in terms of their antioxidant activity, optical properties, and

ability to retain nutrients along a stability study. The film incorporated with acerola extract

had the highest antioxidant capacity (36 ± 2 µg of Trolox/g of dry film); its half-life was 99

days. In an attempt to understand the diffusion behavior of nutrients, the second part of this

study investigated how phenolic compounds (major nutrients) migrated from films

incorporated with alcoholic fruit extracts to different food simulants. Methanol and water

served as liquid simulants; gelatin gels with and without cellulose were the solid simulants. In

the case of liquid simulant systems, methanol extracted phenolic compounds more effectively

than water. As for solid simulant systems, films in contact with the gel containing cellulose,

which had increased mechanical strength, retained the nutrients more satisfactorily (retentions

between 41% and 45%). The third stage of this work dealt with the preparation of pectin

coatings using the formulation previously tested for the films. These coatings were then

applied to kiwi by immersing kiwi slices in the filmogenic solution prior to the drying process.

The influence of these coatings on the chemical and physical characteristics, sorption

isotherms, and drying kinetics of kiwi was evaluated after drying and during storage. Coatings

containing antioxidants significantly minimized the oxidation of nutrients without affecting

water diffusion during the drying process; these coatings maintained the characteristics of kiwi

for 31 days. Overall, incorporation of fruit extracts into pectin films and coatings could add

active nutrients and become an alternative antioxidant barrier in food products.

Key words: Antioxidant activity, phenolic compounds, diffusion, kiwi, drying.

xi

SUMÁRIO

RESUMO GERAL vii

ABSTRACT ix

LISTA DE FIGURAS xxi

LISTA DE TABELAS xxiii

LISTA DE QUADROS xxvii

CAPÍTULO 1 - Introdução geral 1

1.Introdução geral 3

2.Referências bibliográficas 7

CAPÍTULO 2 - Revisão Bibliográfica 9

1. Revisão bibliográfica 11

1.1. Extratos naturais de frutas 11

1.2. Compostos fenólicos 12

1.3. Vitamina C 12

1.4. Carotenoides 13

1.5. Atividade antioxidante 13

1.6. Filmes e coberturas comestíveis 15

1.7. Polissacarídeos e pectina 16

1.8. Novas tendências para coberturas e filmes 18

1.8.1. Adição de compostos em micro e nano escala 18

1.8.2. Estruturas multicamadas 20

xii

1.8.3. Difusividade e capacidade de retenção de compostos 21

1.8.4. Aplicação de coberturas em vegetais previamente a secagem 22

2. Referências bibliográficas 24

CAPÍTULO 3 - Edible films and coatings containing antioxidants 33

Summary 35

Resumo 35

1. Introduction 36

2. Antioxidants: compounds, action mechanisms, and assays 37

3. Application of antioxidant films and coatings 39

3.1. Pure compounds 39

3.2. Essential oils 46

3.3. Extracts 53

4. Conclusion 58

5. References 59

CAPÍTULO 4 - Development of active films from pectin and fruit extracts: light

protection, antioxidant capacity, and compounds stability 67

Abstract 69

1. Introduction 70

2. Material and methods 72

2.1. Extract: preparation and characterization 72

2.1.1. Fruit extraction 72

2.1.2. Total carotenoids determination 72

2.1.3. Total anthocyanins determination 73

xiii

2.1.4. Ascorbic acid determination –HPLC methodology 73

2.1.5. Total phenolic compounds determination 74

2.1.6. Antioxidant capacity determination 75

2.2. Pectin films: preparation, characterization, and stability 75

2.2.1. Pectin films containing fruit extracts 76

2.2.2. Film thickness 76

2.2.3. Moisture content 76

2.2.4. Color 77

2.2.5. Light transmission and transparency 77

2.2.6. Biocompounds content 77

2.3. Biocompounds stability in the pectin films 78

2.4. Statistical analysis 78

3. Results and discussion 79

3.1. Extracts characterization 79

3.2. Biodegradable films characterization 84

3.2.1. Film physical properties 84

3.2.2. Optical parameters and light transmission 84

3.2.3. Biocompounds in pectin films 87

3.2.4. Stability of biocompounds in pectin films 88

4. Conclusions 92

5. Acknowledgements 92

6. References 93

xiv

CAPÍTULO 5- Active packaging films: characterization and release of phenolic

compounds to food simulant 97

Abstract 99

1. Introduction 100

2. Material and methods 102

2.1. Preparation of the fruit extract 102

2.2. Preparation of pectin films incorporated with fruit extract 102

2.3. Film characterization 103

2.3.1. Film thickness and density 103

2.3.2. Moisture content 103

2.3.3. Water solubility 103

2.3.4. Color parameters and opacity 104

2.3.5. Scanning electron microscopy (SEM) 104

2.3.6. Atomic force microscopy (AFM) 105

2.3.7. Determination of total phenolic compounds 105

2.4. Kinetics of phenolic compounds release in food simulants 105

2.4.1. Liquid food simulants 106

2.4.2. Solid food simulants 106

2.4.2.1. Calculation of diffusion of phenolic compounds 107

2.5. Statistical analysis 108

3. Results and discussion 109

3.1. Characterization of the films 109

3.2. Release study 114

4. Conclusion 120

5. Acknowledgements 120

xv

6. References 121

CAPÍTULO 6- Aplicação de coberturas aditivadas com extratos bioativos, antes da

secagem, para preservação dos nutrientes do kiwi 123

Resumo 125

1. Introdução 126

2. Material e métodos 128

2.1. Material 128

2.2. Métodos 128

2.2.1. Obtenção dos extratos 128

2.2.2. Elaboração das coberturas e formulações estudadas 128

2.2.3. Preparação dos kiwis e aplicação das coberturas 131

2.2.4. Isotermas de sorção 132

2.2.5. Secagem 134

2.2.6. Determinações analíticas 136

2.2.6.1. Umidade 136

2.2.6.2. Cinzas 136

2.2.6.3. Proteínas 136

2.2.6.4. Lipídeos 136

2.2.6.5. Fibra total, solúvel e insolúvel 136

2.2.6.6. Determinação de compostos fenólicos totais 137

2.2.6.7. Determinação de vitamina C 137

2.2.6.8. Atividade antioxidante 137

2.2.6.9. Cor 138

2.2.7.Estudo de estabilidade 138

xvi

2.2.8. Propriedades mecânicas 138

2.2.9. Análise estatística 139

3. Resultados e discursão 140

3.1. Caracterização da matéria-prima 140

3.2. Curvas das isotermas de sorção 140

3.3. Secagem 148

3.4. Caracterização da cobertura 154

3.5. Avaliação das fatias de kiwi após o processo de secagem 155

3.5.1. Propriedades óticas 155

3.5.2. Determinação de vitamina C, compostos fenólicos e atividade antioxidante

(DPPH) 158

3.5.3. Estabilidade ao longo armazenamento 164

4. Conclusão 174

5. Referências bibliográficas 175

CAPÍTULO 7- Conclusões gerais 181

1. Conclusões gerais 183

APÊNDICES 185

Apêndice A 187

Apêndice B 191

ANEXOS 193

xvii

Dedico a minha tese as mulheres da

minha vida, Artemízia, Karla e Suzana.

Exemplos de força, fé e determinação!

xix

AGRADECIMENTOS

A minha mãe, Karla, por ter me mostrado o melhor caminho, por acreditar mais em mim

do que eu mesma, por ter me ensinado a ser forte, por suas palavras de sabedoria e amor, e,

principalmente, por ser presente mesmo na ausência.

Ao meu pai, Duarte, por ter me ensinado a ser uma pessoa integra e forte, sem perder a

doçura. Por seus beijos carinhosos e por suas palavras de incentivo, sempre tão tocantes.

A minha irmã, Suzana, por fazer muitas vezes o papel de mãe, por ser sempre tão disposta

a me ajudar, por me ensinar tanto sobre a vida, e, principalmente, por ter cuidado de todos por

mim, fazendo sempre o papel que deveria ter sido meu, sem me cobrar nada em troca. Por seu

amor tão intenso e verdadeiro.

A minha avó, Artemízia, por ser minha fortaleza, meu porto seguro, por ser o reflexo

singelo e amoroso da minha mãe.

A todos os meus familiares, por toda a dedicação, amor, compreensão, incentivo e,

principalmente, pela torcida sempre muito forte. Por me fazerem acreditar nos meus sonhos e por

estarem sempre do meu lado para tudo. Tenho muita sorte de ter vocês sempre por perto.

A minha amiga, Thereza, agora minha comadre (rsrs), pelas alegrias compartilhadas, por

dias tão felizes juntas e por ser muito mais que uma simples amiga.

A minha amiga, Mariana, por toda força e incentivo, por sempre me estimular a ir em

frente e fazer sempre o meu melhor, por ser um exemplo de obstinação, disposição e coragem.

Muito obrigada pelos fins de semana sacrificados de trabalho e pelos momentos alegria

compartilhados. Sem suas “piadas” e “histórias” meu doutorado não seria o mesmo.

A meu amigo Rafael, por ter me emprestado a Mari vários dias, pelos vídeos cômicos e

momentos de descontração compartilhados, pelos jantares, noites de cerveja, pelas viagens,

passeios e conversas sem fim (literalmente...rsrs).

A meu amigo, Renato, por ser sempre tão companheiro, por te me incentivado sempre em

todas minhas decisões, por ter me dado mais uma amiga, a Celina, por vocês terem aproveitado

comigo os únicos dias de chuva do ano em João Pessoa.

Aos meus amigos, Michely e Abel, por terem se tornado meus irmãos de coração, por

terem feito os meus dias em Campinas muito mais divertidos e cheios de amor e carinho. Vocês já

fazem parte da família.

xx

A minhas amigas de coração, Zil, Paty, Claudinha e Vanessinha, por sempre

transformarem o meu dia de trabalho em um momento de alegria e diversão. Por toda ajuda

profissional e pessoal. Pelos cafés, almoços e sobras de kiwis compartilhados. Vocês fazem parte

da minha história.

A todos os meus amigos que me incentivaram e apoiaram em todos os momentos de

dificuldades e desafios que surgiram ao longo desse período. São tantas pessoas, tão especiais, que

seria preciso, pelo menos, mais uma página na tese para citar todos.

A professora Florencia, por ter sido muito mais que uma orientadora, por ter me ensinado,

do seu jeito singular, a seguir sempre firme e obstinada para cumprir minhas metas, pelas

conversas e risadas sempre tão confortantes e revigorantes, por está sempre de portas abertas

(literalmente) para me ouvir, por ter me tratado muito vezes como filha, pelo carinho e dedicação,

sem igual.

A professora Marleny Saldaña, por está sempre disposta a me ajudar em qualquer

adversidade,por ter me proporcionado uma oportunidade única de crescimento profissional e

pessoal através do meu período de estudos no Canadá.

A todos os meus international friends, pela paciência, atenção e carinho. Por serem tão

maravilhosos, pelo apoio sem igual, cada um do seu jeito e com um toque cultural único. Espero

revê-los em breve! I Miss you, guys!

Aos membros da banca examinadora, pelas observações e contribuições dadas que

enriqueceram notavelmente este trabalho.

A CAPES pela concessão da bolsa de doutorado, a bolsa de doutorado sanduíche e pelo

apoio financeiro para realização da minha tese.

A Univerisdade de Alberta pela oportunidade de realização do projeto de doutorado

sanduíche.

A UNICAMP, e em especial a Faculdade de Engenharia de Alimentos, pela possibilidade

de crescimento pessoal, através da realização da minha tese de doutorado.

Enfim, a todos que colaboraram para o desenvolvimento deste trabalho, que acreditaram

em mim e que participaram da minha caminhada.

Muito Obrigada!

xxi

LISTA DE FIGURAS

CAPÍTULO 2

Figura 1. Estrutura da pectina 16

CAPÍTULO 4

Figure 1. Light transmission of pectin films 86

Figure 2. Percentage of (A) phenolic compounds, (B) vitamin C, and (C) antioxidant activity

loss during 90 days storage for the pectin films containing: acerola, cashew, strawberry,

and a mixture of fruit extracts 89

CAPÍTULO 5

Figure 1. Film-gel system used in the release study 107

Figure 2. Scanning electron micrographs of the surface and cross-section of the prepared

pectin films: (A) Control pectin film and pectin film incorporated with (B) acerola, (C) cashew

apple, (D) papaya, (E) strawberry, and (F) pequi extract 112

Figure 3. Atomic force micrographs and surface roughness of the prepared pectin films: (A)

Control pectin film and pectin film incorporated with (B) acerola, (C) cashew apple, (D)

papaya, (E) strawberry, and (F) pequi extract 113

Figure 4. Release kinetics of phenolic compounds into the liquid food simulants (A) water and

(B) metanol, in the case of pectin films incorporated with acelora; cashew apple;

papaya; strawberry and ӿ pequi 114

Figure 5. Release kinetics of phenolic compounds from pectin films incorporated with fruit

extracts to solid food simulants: (1) gel and (2) gel with cellulose. Content of phenolic

compounds content in (A) and (B) pectin film and (C) and (D) food simulant gels 117

xxii

CAPÍTULO 6

Figura 1: Etapas do processo experimental 129

Figura 2: Isotermas de dessorção do kiwi para as formulações F1, F2 e F3, nas temperaturas de

30, 50 e 60°C, ajustadas pelo modelo de GAB 146

Figura 3: Isotermas de dessorção do kiwi para as formulações F4, F5, F6 e F7, nas

temperaturas de 30, 50 e 60°C, ajustadas pelo modelo de GAB 147

Figura 4: Cinéticas de secagem do kiwi a 50 °C (A) e 60 °C (B) das sete formulações

estudadas 149

Figura 5: Percentual de retenção de compostos fitoquímicos nas amostras de kiwi submetidos

aos processos de secagem a 50 e 60 oC 160

Figura 6: Percentual de retenção de atividade antioxidante nas amostras de kiwi submetidos

aos processos de secagem a 50 e 60 oC 163

Figura 7: Curva do conteúdo de vitamina C, compostos fenólicos e atividade antioxidante ao

longo de.31 dias de estocagem 166

Figura 8: Parâmetros de cor (L*, a* e b*) das superfícies do kiwi ao longo da

estocagem 170

Figura 9: Força necessária à deformação das amostras de kiwi ao longo do período de

estocagem 172

CAPÍTULO 7

Figura A1. Processo de preparação dos extratos de fruta 195

Figura A2. Fotos dos extratos de frutas 196

Figura A3. Processo de preparação dos filmes 197

Figura A4. Fotografias dos filmes controle e aditivados de extratos de frutas 198

Figura B1. Isotermas de dessorção do kiwi para as sete formulações propostas a 30 °C (A),

50 °C (B) e 60 °C (C) 199

xxiii

LISTA DE TABELAS

CAPÍTULO 3

Table 1: Coating and films incorporated with pure compounds 40

Table 2: Coating and films incorporated with essential oil 48

Table 3: Coatings and films incorporated with extracts 54

CAPÍTULO 4

Table 1. Phenolic compounds, vitamin C, anthocyanin, and carotenoids contents and

antioxidant activity of the fruit extracts 80

Table 2. Identification and quantification of total phenolic compounds in the investigated fruit

extracts by HPLC 82

Table 3. Thickness, moisture content, color parameters, and transparency of the prepared

pectin films 85

Table 4. Antioxidant content of pectin films 87

Table 5. Phytochemical compounds content in the films (mg/g of dry pectin films) 88

Table 6. Kinetic parameters for the antioxidant activity degradation in pectin films 91

CAPÍTULO 5

Table 1. Thickness, density, solubility, and moisture content of pectin films incorporated with

different fruit extracts 110

Table 2. Color parameters and opacity of pectin films 110

Table 3. Percentage of phenolic compounds retention and partition coefficient of pectin films

containing different fruit extracts at the end of the release kinetics experiment 116

Table 4. Diffusivity coefficients (m2.s-1) of phenolic compounds in pectin films incorporated

with different fruit extracts and in solid food simulants 106

xxiv

CAPÍTULO 6

Tabela 1: Formulações das coberturas de pectina 131

Tabela 2: Umidades relativas das soluções salinas utilizadas para a isoterma sorção nas

temperaturas de 30, 50 e 60 ºC 132

Tabela 3: Características químicas do kiwi in natura em base seca 140

Tabela 4: Valores experimentais de umidade de equilíbrio (Xeq (g/g matéria seca)) para as

formulações estudadas em diferentes temperaturas de processo 142

Tabela 5: Parâmetros de ajuste das isotermas de sorção ajustados pelo modelo de GAB e os

coeficientes de determinação de ajuste (R2) 145

Tabela 6: Parâmetros do modelo de Page e coeficiente de determinação para cada ensaio de

secagem à 50 e 60°C 151

Tabela 7: Valores de difusividade efetiva estimados pelo modelo de Fick e coeficiente de

determinação (R2) para as fatias de kiwi 153

Tabela 8: Conteúdo de compostos fitoquímicos e atividade antioxidante das

coberturas 154

Tabela 9: Parâmetros de cor para as formulações de kiwi antes e depois da secagem 157

Tabela 10: Conteúdo de compostos fenólicos e vitamina C das amostras antes e após a

secagem a 50 e 60ºC 159

Tabela 11: Atividade antioxidante (DPPH) das amostras de kiwi antes e após a secagem a 50 e

60 ºC 163

Tabela 12: Conteúdo de vitamina C (mg aa/g kiwi seco) durante o armazenamento 167

Tabela 13: Conteúdo de compostos fenólicos (µg GAE/g kiwi seco) durante o

armazenamento 167

Tabela 14: Atividade antioxidante (mg Trolox/g kiwi seco) durante o armazenamento 167

Tabela 15. Parâmetros de cor (L*, a* e b*) para as formulações de kiwi durante a

estocagem 171

xxv

Tabela 16: Força necessária à deformação das amostras de kiwi ao longo do período de

estocagem 172

xxvii

LISTA DE QUADROS

Quadro B1. Fotos das fatias de kiwi antes e após a secagem para as duas temperaturas de

processo (50 e 60 oC) 200

xxviii

1

CAPÍTULO 1

Introdução geral

3

1. Introdução geral

Frutas geralmente são processadas devido à sua sazonalidade e alta perecibilidade.

Além disso, os produtos processados (sucos, geléias, compotas e frutas secas) desempenham

um papel econômico importante por diminuir as perdas por deterioração além de promover um

aumento do valor agregado dos produtos. Considerando que a principal causa da deterioração

das frutas é o elevado conteúdo de água livre presente nas mesmas, a secagem convectiva se

torna uma alternativa de processamento e tem, por consequência, o aumento da vida de

prateleira do produto.

O grande inconveniente relacionado a este tipo de processamento é o alto nível de

degradação por oxidação, visto que os nutrientes pertencentes às frutas são, em sua maioria,

compostos sensíveis ao oxigênio e a temperatura. Ao se considerar os diversos pontos

positivos do consumo deste tipo de produto, juntamente com a alta demanda do mercado por

produtos de elevado potencial nutricional, e as consequências negativas inerentes a este

método de processamento, surge a necessidade de investimentos em idéias que promovam um

melhoramento do mesmo a fim de se obter produtos de alta concentração de nutrientes.

Numerosas pesquisas em ciência e tecnologia de alimentos estão focadas no

desenvolvimento e aprimoramento de métodos e técnicas de preservação. O objetivo principal

desta área é a obtenção de produtos sensorialmente atrativos, microbiologicamente estáveis e

com elevado conteúdo nutricional. A utilização de coberturas e filmes com propriedades

funcionais é uma tecnologia em ascensão nesta área e também vem sendo aplicada com

sucesso a frutas ou a alimentos com alta perecibilidade, como os minimamente processados, a

fim de lhes proporcionar uma maior estabilidade ao longo do armazenamento.

Dentre os compostos naturais comumente incorporados a estes revestimentos,

destacam-se os extratos de frutas (AKHTAR et al., 2012, SUPAPVANICH et al., 2012). O

interesse por estes antioxidantes naturais cresce consideravelmente como uma alternativa

interessante para substituição dos antioxidantes sintéticos, tradicionalmente utilizados,

principalmente devido a forte relação entre o consumo de compostos naturais, através da

ingestão de alimentos, como frutas, vegetais e cereais, e a saúde humana (HARRISON &

MAY, 2009; ALI et al., 2008; LIU, 2003; KAUR and KAPOOR, 2001; SCALBERT &

WILLIAMSON, 2000). Os beneficios obtidos do consumo destes produtos têm sido atribuídos

4

diretamente ao elevado conteúdo de vitaminas, carotenoides, compostos fenólicos dentre

outros compostos fitoquímicos (BAGCHI, 2000).

A adição destes compostos aos revestimentos busca proporcionar um incremento na

sua função protetora, ao conferir benefícios adicionais ao produto recoberto, de forma direta

(enriquecendo nutricionalmente o produto, pela difusão de compostos) ou de forma indireta

(pela proteção superficial contra processos oxidativos).

Uma vertente desta tecnologia baseia-se na associação destes revestimentos a outros

processos de conservação de alimentos, como é o caso da secagem convectiva. Nesse

contexto, o grupo de pesquisa de filmes e coberturas comestíveis do Departamento de

Engenharia de Alimentos (DEA/FEA/UNICAMP) vem desenvolvendo pesquisas que tratam

da incorporação de compostos ativos a filmes e coberturas a fim de contribuir e melhor

entender o comportamento da associação destes dois métodos de presevação na qualidade

nutricional de frutas (SARTORI, 2014; GONÇALVES, 2010; EIK, 2008)

Em trabalho recente, Gonçalves (2010) observou que a aplicação de coberturas de

pectina e de alginato aditivadas com ácido ascórbico, ácido cítrico e suco de uva à fatias de

carambola previamente ao processo de secagem, promoveu uma proteção adicional ao

produto, de forma a impedir a degradação de parte considerável dos compostos fenólicos,

carotenoides e vitamina C da fruta. Sartori (2014) obteve resultados mais elucidativos

relacionados ao perfil difusional e sobre o comportamento de liberação de ácido ascórbico

microencapsulado adicionado a filmes de amido.

Baseados em experiências prévias do grupo de pesquisa, diante dos resultados obtidos

e dos objetivos traçados, este estudo pretendeu pesquisar mais profundamente a ação

antioxidante dos compostos fitoquímicos adicionados a coberturas e filmes de pectina. O

objetivo principal foi desenvolver coberturas e filmes comestíveis a partir de pectina de baixo

grau de metoxilação, aditivados com extratos de frutas, a fim de estudar a estabilidade dos

compostos fitoquímicos e a sua difusão para diferentes meios de dissipação, além de avaliar o

efeito fotoprotetor e antioxidante, quando aplicado em alimentos.

Extratos de frutas (acerola, caju, mamão, morango e pequi) foram os compostos

antioxidantes estudados. Filmes de pectina de baixo grau de metoxilação aditivados com estes

antioxidantes naturais foram desenvolvidos e avaliados quanto à estabilidade dos compostos

5

fitoquímicos, ao efeito protetor contra a fotooxidação, à capacidade antioxidante e à

capacidade de retenção destes fitoquímicos frente a diferentes simulantes de alimentos. Uma

vez entendido o mecanismo de difusão destes compostos no filme, este foi aplicado sob a

forma de cobertura a fatias de kiwi, para avaliar o efeito protetor da aplicação da mesma

durante o processo de secagem e ao longo do período de armazenamento do produto

processado.

Sendo assim, considerando os objetivos traçados, este trabalho foi dividido em sete

capítulos descritos a seguir, a fim de atingir os objetivos específicos.

• Capítulo 1: Introdução geral e objetivos.

O capítulo 1 apresenta uma breve introdução do tema e os objetivos propostos para

realização deste trabalho.

• Capítulo 2: Revisão bibliográfica.

Este capítulo apresenta uma breve revisão bibliográfica sobre os principais assuntos

abordados neste trabalho.

• Capítulo 3: “Edible films and coatings containing antioxidants – a review”

Neste capítulo é apresentado um artigo de revisão “Edible films and coatings

containing antioxidants – a review” publicado na revista Brazilian Journal and Food

Technology (Campinas, v. 17, n. 2, p. 1-15, abr./jun. 2014), que trata da incorporação de

compostos ativos em filmes e coberturas para diferentes finalidades na indústria de alimentos.

• Capítulo 4: “Development of active films from pectin and fruit extracts: light

protection, antioxidant capacity, and compounds stability”

Neste capítulo foi investigado o desenvolvimento de filmes ativos de pectina

incorporados com extratos de frutas. Ele reporta as metodologias utilizadas para obtenção,

caracterização e os critérios de avaliação dos extratos e dos filmes aditivados. Ainda, foi

verificada a capacidade dos filmes aditivados de reter estes compostos ativos através de um

estudo de tempo de meia vida, ao longo de 90 dias de armazenamento. Os resultados desta

etapa foram submetidos à revista Journal of Food Science.

6

• Capítulo 5: “Active packaging films: characterization and release of phenolic

compounds to food simulant”

Este capítulo teve por objetivo avaliar os mecanismos de difusão dos compostos

fitoquímicos incorporados aos filmes para diferentes meios (sólido e líquido). Para isto, além

da imersão em água e metanol, foram propostos sistemas modelos de géis de gelatina, os quais

foram colocados em contato direto com os filmes aditivados e, a partir disto, uma cinética de

liberação foi avaliada. Análises na microestrutura dos filmes foram realizadas com o intuito de

verificar as relações entre a estrutura dos filmes e os mecanismos difusionais. Os resultados

desta etapa foram submetidos à revista LWT- Food Science and Technology.

• Capítulo 6: “Aplicação de coberturas aditivadas com extratos bioativos, antes da

secagem, para preservação dos nutrientes do kiwi”

Este capítulo propôs a aplicação de coberturas de pectina contendo extratos de frutas

sobre fatias de kiwi, previamente à secagem, a fim de investigar a influência das mesmas

sobre a manutenção das propriedades nutricionais do kiwi. Também foram feitos estudos das

cinéticas de secagem para determinação da difusividade efetiva, além da determinação de

isotermas de sorção. Os resultados desta etapa serão submetidos à revista Journal of Food

Engineering.

• Capítulo 7: Conclusões gerais.

7

2. Referências bibliográficas

ALI, S.S.; KASOJU, N.; LUTHRA, A.; SINGH, A.; SHARANABASAVA, H., SAHU, A.

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of HPMC Films Functionalized with Natural Plant Extract. Carbohydrate Polymers,

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secagem de frutas. Dissertação de Mestrado. Faculdade de Engenharia de Alimentos.

UNICAMP, 2008.

GONÇALVES, J. A. (2010). Secagem de carambolas (Averrhoa carambola l.):

desenvolvimento e aplicação de coberturas comestíveis aditivadas com agentes

antioxidantes naturais para conservação de suas propriedades funcionais. Dissertação de

mestrado. Faculdade de Engenharia de Alimentos. UNICAMP, 2010.

HARRISON, F. E. AND MAY, J. M. Vitamin C function in the brain: vital role of the

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KAUR, C., AND KAPOOR, H. C. Antioxidant in fruitd and vegetables – The millennium’s

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LIU, R. H. Health benefits of fruit and vegetables are from additive and synergistic

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517S−520S, 2003.

8

SARTORI, T. (2014). Incorporação de antioxidante microencapsulado em filme de amido

de banana verde. Dissertação de Mestrado. Faculdade de Engenharia de Alimentos.

UNICAMP, 2014.

SCALBERT, A. AND WILLIAMSON, G. Dietary intake and bioavailability of polyphenols.

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SUPAPVANICH, S.; PRATHAAN, P.; TEPSORN, R. Browning Inhibition in Fresh-Cut Rose

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Fruit Extract. Postharvest Biology and Technology, Amsterdam, v. 73, p. 46-49, 2012.

9

CAPÍTULO 2

Revisão Bibliográfica

11

1. Revisão bibliográfica

1.1 Extratos naturais de frutas

Um dos alimentos essenciais para uma alimentação saudável são as frutas. Elas são

importantes na dieta humana devido a sua composição rica em compostos bioativos, dentre os

quais podemos citar o ácido ascórbico, os compostos fenólicos e os carotenoides como os mais

importantes. Observa-se também que o consumo de frutas está fortemente relacionado à

prevenção de doenças degenerativas, (FESKANICH et al., 2000) e este fato, tem impulsionado

o aumento do seu consumo.

Por serem fontes de micronutrientes, com funções antioxidantes importantes,

tecnologias que envolvem este produto vêm sendo bastante estudadas. Uma área importante e

que está relacionada a este contexto é a que estuda os métodos de extração para obtenção de

produtos ricos em compostos bioativos através da utilização de solventes orgânicos. Os

extratos obtidos por esses métodos se destacam por serem fontes confiáveis de antioxidantes

naturais, obtidos por uma tecnologia simples e de baixo custo (LAPORNIK et al, 2005;

SPIGNO et al., 2007).

A aplicação destes extratos naturais abrange campos diversificados da indústria, que

vão desde alimentos, no melhoramento nutricional de sopas e iogurtes (LLORACH et al.,

2005; KARAASLAN et al., 2011), até a indústria farmacêutica, para aplicação em cosméticos

(KIS, 2007). A tecnologia de filmes e coberturas também vem sendo favorecida pelo uso de

aditivos naturais, os quais são incorporados à solução matriz, a fim de aumentar a

funcionalidade da mesma, ao conferir características antioxidantes, e em alguns casos,

antimicrobianas (PASTOR et al., 2011, NORAJIT et al., 2010).

Tendo em vista a crescente busca por produtos naturais, extratos naturais obtidos por

métodos convencionais de extração sólido-líquido se sobressaem aos que aditivos sintéticos,

pelo fato de que os primeiros, dependendo do tipo de solvente, geram um produto final

formado por uma mistura de compostos bioativos com características lipofílicas e hidrofílicas,

tais como os compostos fenólicos (flavonóides, ácidos fenólicos) e carotenoides. Já os aditivos

sintéticos, obtidos por síntese química, são caracterizados por terem em sua composição

apenas o composto puro e isolado. Este fato ressalta a importância do estudo dos métodos de

12

extração, visto que o efeito antioxidante destes compostos bioativos pode ser potencializado

pelos efeito sinergístico dos mesmos (CHISTÉ et al., 2013).

1.2 Compostos fenólicos

Os compostos fenólicos são formados no metabolismo secundário dos vegetais e estão

envolvidos em várias de suas funções biológicas, tais como: propriedades sensoriais (cor,

aroma, sabor, adstringência), crescimento (processos germinativos da semente), defesas contra

pragas, entre outras. Apesar destes compostos não serem essenciais ao crescimento e

desenvolvimento dos seres humanos, numerosos estudos mostraram que estes têm ação anti-

carcinogênica (inibição do câncer de cólon, esôfago, pulmão, fígado, mama e pele), anti-

inflamatória, antialérgica e antitrombótica (MAZZA & GIRARD, 1998), além de diminuir os

riscos da aterosclerose, atuar na prevenção de doenças cardiovasculares e na absorção de

produtos tóxicos oriundos da peroxidação lipídica (CHIANG et al., 2004; GORELIK et al.,

2008).

O poder de bloqueio dos radicais livres pelos compostos fenólicos deve-se à sua

estrutura química, que é formada por pelo menos um anel aromático, ligado a uma ou mais

hidroxilas (BRAVO, 1998; HOLST & WILLIAMSON, 2008; LIU, 2007). Esta estrutura é

considerada ideal para a desativação de radicais livres (BARREIROS et al., 2006).

A atividade antioxidante e o modo de ação dos compostos fenólicos, e em particular

dos flavonóides, depende de alguns fatores como: sua reatividade como agente doador de H+ e

de elétrons, sua reatividade frente a outros antioxidantes, a sua solubilidade e sua interação

com as membranas celulares. Os grupos hidroxila podem doar hidrogênio, estabilizando e

transformando o flavonóide, por exemplo, em uma molécula de radical mais estável (HEIM et

al., 2002).

1.3 Vitamina C

O ácido ascórbico é a principal forma biologicamente ativa da vitamina C. Ele é um

composto solúvel em água, facilmente oxidável, principalmente por íons metálicos, estável

apenas em pH ácido, foto e termosensível, entre outros. É um composto que possui diversas

funções biológicas e desempenha um papel importante como antioxidante, através da

13

prevenção de danos celulares causados por processos de oxidação. Além disto, é um

antioxidante que possui um papel importante na saúde humana. Vários estudos têm

demonstrado uma relação forte entre uma dieta rica em ácido ascórbico e prevenção de certos

tipos de câncer (MURAKAMI et al., 2015, REBEC et al., 2015, BLOCK, 1993).

Além de atuar na defesa do organismo, ele é importante antioxidante dos alimentos,

sendo muitas vezes associado à inibição de reações oxidativas e podendo ser utilizado para

determinação do grau de oxidação em frutas e hortaliças processadas (BRECHT et al., 2007).

1.4 Carotenoides

Os carotenoides são micronutrientes lipossolúveis e altamente instáveis à luz e à

temperaturas elevadas. Eles podem ser encontrados em muitas frutas e hortaliças, além de

diversos outros alimentos como gema de ovo, crustáceos cozidos e alguns peixes. São

responsáveis pela coloração de amarelo a vermelho, característica destes produtos

(RODRIGUEZ-AMAYA et al., 2008). Muitas vezes estes compostos são adicionados

propositalmente a diferentes produtos alimentares por proporcionar cor, contribuindo

positivamente no aspecto visual, atributo este de fundamental importância na aceitação e

escolha de um alimento por seus consumidores (CLYDESDALE, 1993).

Além do papel pigmentante importante, os alimentos ricos ou aditivados destes

compostos possuem alta atividade antioxidante, e atuam no fortalecimento do sistema

imunológico, por serem muitas vezes precursores de vitamina A, sendo assim considerados

compostos com propriedades funcionais (RODRIGUEZ-AMAYA et al., 2008). A atividade

antioxidante do carotenóide está relacionada a sua estrutura química (número de ligações

duplas conjugadas presentes na estrutura) e, além disto, pode apresentar alguns efeitos

sinergísticos com outros antioxidantes como a vitamina E ou C (STAHL & SIES, 2005).

1.5 Atividade antioxidante

O excesso de radicais livres no organismo, muitas vezes produzidos por reações

oxidativas inerentes aos processos metabólicos do organismo é combatido por antioxidantes

produzidos pelo corpo ou absorvidos por dieta alimentar. Eles protegem o sistema biológico

contra os efeitos nocivos de processos ou reações que possam causar oxidação excessiva

14

(KRINSKY, 1994). Vitaminas, minerais, pigmentos naturais e outros compostos vegetais são

conhecidos como antioxidantes, pois formam um conjunto de substâncias que agem

retardando alterações oxidativas.

Compostos antioxidantes provêem, em geral, a defesa primária ao corpo humano

mediante a eliminação dos radicais livres, os quais interferem no metabolismo. Estudos

relatam que várias doenças, tais como câncer, aterosclerose, diabetes, artrite e doenças do

coração, podem estar ligadas aos danos causados por formas de oxigênio extremamente

reativas, substâncias estas que também estão intimamente ligadas a processos responsáveis

pelo envelhecimento do corpo (AJILA et al., 2007). Produtos com atividade antioxidante são

utilizados, muitas vezes, adicionados a alimentos a fim de preservá-los através do

retardamento da deterioracão, rancidez e mudança de cor decorrentes da autoxidação. Fatores

como potencial nutricional e terapêutico, segurança, atoxidade, tolerância, entre outros,

contribuem para aumentar a preferência pelo uso de antioxidantes naturais aos sintéticos por

parte dos consumidores, ao se tratar de alimentos aditivados (AJILA et al., 2007).

O papel de alimentos antioxidantes na prevenção de certas doenças e sua ampla

utilização na indústria farmacêutica e de alimentos têm conduzido ao desenvolvimento de

vários métodos para determinação da atividade antioxidante. Os métodos são classificados

segundo suas ações, como: ORAC e TRAP (captura do radical peroxila); FRAP e CUPRAC

(poder de redução do metal); Método de Desoxirribose (captura do radical hidroxila); ABTS e

DPPH (captura do radical orgânico); TBARS, oxidação do LDL e co-oxidação do β-caroteno

(quantificação de produtos formados durante a peroxidação de lipídeos); etc (ARUOMA,

2003; SANCHEZ-MORENO, 2002; FRANKEL & MEYER, 2000) . Dentre estes, os mais

utilizados atualmente são: ABTS, FRAP, DPPH e ORAC (PASTOR, 2013; LINO, 2012;

PASTOR et al., 2011; NORAJIT, 2010; PEREZ-JIMENEZ & SAURA-CALIXTO, 2006).

Um dos métodos mais utilizados para medir a atividade antioxidante é através da

captura do radical 2,2-azinobis (3-etilbenzotiazolina-6-ácido sulfônico) (ABTS), que pode ser

gerado por meio de uma reação química, eletroquímica ou enzimática. Com essa metodologia,

pode-se medir a atividade de compostos de natureza hidrofílica e lipofílica (KUSKOSKI et al.,

2005). Este método baseia-se na redução do radical ABTS+ a seu substrato ABTS, através da

ação do composto antioxidante. Sua capacidade e velocidade de reação são utilizados como

15

critérios para avaliar a capacidade relativa do composto antioxidante com um padrão, como o

Trolox (ROGINSKY & LISSI, 2005).

Outro método muito utilizado para determinar a atividade antioxidade é o DPPH. Ele

se baseia na captura do radical DPPH (2,2- zifenil-1- picril-hidrazil) por antioxidantes e possui

a vantagem do radical livre utilizado para a reação (DPPH) está disponível comercialmente, o

que evita sua geração por distintas formas (o que ocorre em alguns métodos). Durante a

reação, o radical DPPH que apresenta uma cor violeta escuro, tende a clarear após a adição do

composto antioxidante. A redução do radical é monitorada pelo decréscimo na absorbância da

solução de DPPH à 517 nm (comprimento de onda em que o radical DPPH em etanol

apresenta absorbância máxima).

O método FRAP (Ferric Reducing Antioxidant Power), por sua vez, foi desenvolvido

para determinar a redução do ferro em fluidos biológicos, extratos de alimentos e bebidas, e

soluções aquosas de compostos puros, fornecendo resultados comparáveis àqueles obtidos por

metodologias mais complexas (PULIDO et al., 2000). O método baseia-se na capacidade de

redução do íon Fe3+ para o Fe2+, em meio ácido. Na reação é observado o surgimento de uma

coloração azul intensa na presença de antioxidantes, que provoca um aumento na absorbância

a 593 nm.

1.6 Filmes e coberturas comestíveis

Os revestimentos para alimentos podem ser classificados em coberturas ou filmes

comestíveis. As coberturas comestíveis são finas camadas de material digerível aplicadas

sobre um produto alimentar, geralmente por imersão do alimento em uma suspensão formada

por uma matriz estrutural (em geral biopolímeros de amido ou proteínas na forma de géis),

enquanto os filmes são estruturas independentes, moldadas na forma de folhas sólidas, finas e

feitas de material comestível, que podem ser aplicadas como embalagem sobre o alimento ou

entre seus componentes (KROCHTA & DEMULDER, 1997).

Estes revestimentos desempenham um papel importante na conservação, distribuição e

comercialização dos alimentos, dentre os quais o primordial é o de protegê-los contra danos

mecânicos, físicos, químicos e microbiológicos. Além disso, agem como barreira a elementos

externos (umidade, óleos e gases), protegendo o alimento e aumentando sua vida de prateleira.

16

Um fator que influencia fortemente as propriedades mecânicas e de barreira das

coberturas é a compatibilidade entre os compostos utilizados como matriz do polímero e o

alimento (DA SILVA et al., 2009). Logo, estudar as suas propriedades estruturais e seus

efeitos sobre diferentes alimentos são de suma importância para o melhoramento dos mesmos,

uma vez que cada produto possui atributos de qualidade peculiares a serem mantidos e

reforçados durante o tempo de armazenamento (TAPIA et al., 2008; NORZIAH et al., 2001).

Os hidrocolóides (proteínas e polissacarídeos) são os biopolímeros mais amplamente

investigados no âmbito dos filmes (PEREDA et al., 2011; OMS-OLIU et al., 2008; ROJAS-

GRAU et al., 2008; TAPIA et al., 2008). Estes polímeros são eficientes como barreiras à

transferência de gases como O2 e CO2, porém não atuam como boa barreira ao vapor de água,

devido às suas características hidrofílicas (HAN & GENNADIOS, 2005).

1.7 Polissacarídeos e pectina

As pectinas são hidratos de carbono complexos, brancos e amorfos. Estruturalmente, as

moléculas de pectina são constituídas de uma cadeia principal linear de unidades repetidas de

α (1,4) ácido galacturônico, em uma cadeia polissacarídea (Figura 1).

Figura 1. Estrutura da pectina

Legenda: (*) Ácido galacturônico / (**) Ácido galacturônico metoxilado

(*)

(**)

(*)

17

A pectina pode ser encontrada nas paredes celulares dos tecidos vegetais e geralmente

é obtida por extração da casca ou da polpa de frutas. O pêssego, a maçã, a groselha, a ameixa e

as frutas cítricas são ricas em pectina (THAKUR et al., 1997; COFFIN & FISHMAN, 1994).

Grande parte da pectina comercializada é um subproduto da indústria de frutas cítricas, das

quais pode-se dizer que de 20% a 40% do seu conteúdo, em base seca, é pectina (CALLIARI,

2004). Além das frutas, ela é um produto secundário obtido na indústria de óleo de girassol

(IGLESIAS & LOZANO, 2004; .SHI et al, 1996).

As pectinas podem ser classificadas como de alto e baixo grau de metoxilação. Este,

por sua vez, é definido como a porcentagem de unidades de ácidos galacturônicos que são

metil esterificados. Esta porcentagem varia com a fonte utilizada para extração, com a idade, o

clima, com o tipo de tecido vegetal do qual ela foi extraída e com a variedade da fruta. São

classificadas como de alto grau de metoxilação aquelas que contêm acima de 50% de seus

grupos carboxílicos esterificados e como de baixo grau de metoxilação quando menos de 50%

de seus grupos carboxílicos estão esterificados. Comercialmente, as pectinas com alto grau de

metoxilação apresentam teores na faixa 55% a 75%, já nas de baixo grau de metoxilação,

esses teores variam na faixa 15% a 45%.

A pectina é um biopolímero largamente utilizado na indústria de alimentos e de grande

interesse como componente para formação de filmes, devido as suas propriedades coloidais.

Pectinas de baixa metoxilação possuem a capacidade de formar géis fortes e insolúveis na

presença de cátions bivalentes, como cálcio. As pectinas de alto grau de metoxilação, utilizada

na formulação de geléias, necessitam de teor de sólidos solúveis superior a 50%, além de

baixo valor de pH para gelificar (LOOTENS et al., 2003; YANG & PAULSON, 2000).

O uso de revestimentos formados a partir de materiais digeríveis, como os

polissacarídeos, as proteínas e os lipídeos é uma tendência crescente, uma vez que oferecem

diversas vantagens sobre materiais sintéticos, tais como a de serem biodegradáveis e

ecologicamente corretos (THARANATHAN, 2003). Como a pectina é muitas vezes um

produto secundário importante da indústria de sucos, ela pode se enquadrar nesta categoria de

materiais.

A aplicação de coberturas comestíveis a frutas tornou-se uma alternativa importante,

tendo em vista o prolongamento da vida de prateleira do produto que é resultado da redução da

18

perda de umidade, da migração de solutos, da troca gasosa, das taxas de respiração e de

reações oxidativas (WONG et al.,1994). Coberturas à base de polissacarídeos têm sido

aplicadas com sucesso devido a sua capacidade de estender a vida de prateleira de frutas e

vegetais, reduzindo a taxa de respiração e as trocas gasosas, pois possuem sua permeabilidade

seletiva a O2 e CO2 (NÍSPEROS-CARRIEDO et al., 1994).

O uso de coberturas a base de pectina em alimentos minimamente processados ainda é

pouco explorado na literatura, em comparação a outros polissacarídeos, como gelana,

carragena e até mesmo o alginato (BICO et al., 2009; OMS-OLIU et al., 2008; RAYBAUDI-

MASSILIA et al., 2008; ROJAS-GRAU et al., 2008; ROJAS-GRAU et al., 2007). Todavia, de

acordo com OMS-OLIU et al., (2008) que estudaram a aplicação de diferentes polissacarídeos

(alginato, pectina e gelana) a peras, foi verificado que estas coberturas reduziram a produção

de etileno e preveniram o escurecimento da fruta preservando a cor da mesma. E ainda, com

relação à avaliação sensorial, as amostras revestidas com pectina foram as melhores avaliadas

em relação à aceitação global.

1.8 Novas tendências para coberturas e filmes

1.8.1 Adição de compostos em micro e nano escala

A nanotecnologia é uma área promissora da ciência que oferece novas técnicas e

materiais que podem auxiliar na extensão da vida de prateleira de alimentos (DE

AZEREDO, 2009). Dentre as micro e nano partículas que são adicionadas a filmes, temos:

as nanopartículas inorgânicas para fins antimicrobianos (AN et al., 2008; TANKHIWALE

& BAJPAI, 2012) e os micro e nanoencapsulados que podem ser utilizados para fins de

complementação nutricional ou para conferir atributos sensoriais (BRASIL et al., 2012;

MANTILLA et al., 2012).

A busca por filmes que tenham a capacidade de controlar a deterioração microbiana

tem movido diferentes pesquisas pelo mundo. Diversos filmes aditivados de óleos

essenciais, enzimas, extratos de frutas, já mostraram um grande potencial para controlar o

crescimento de patógenos alimentares, como Listeria monocytogenes, Escherichia coli e

Salmonella typhimurium. Todavia, o surgimento de microrganismos mais resistentes

19

conduziu à busca por novos aditivos que possam efetivamente reduzir seus efeitos

indesejáveis.

Uma alternativa que vem ganhando respaldo com o desenvolvimento da

nanotecnologia é a adição de nanopartículas de prata, zinco, ouro e cobre devido às suas

atividades antimicrobianas e suas possíveis aplicações em produtos minimamente

processados (AN et al., 2008; TANKHIWALE & BAJPAI, 2012).

Estudos realizados que avaliaram o efeito dessas nanopartículas de prata sobre as

propriedades de vegetais durante seu armazenamento, verificaram menor perda de peso dos

produtos, maior conservação de suas propriedades sensoriais, além de uma inibição

significativa do crescimento de microrganismos ao longo do período de armazenagem (AN

et al., 2008; COSTA et al., 2012, COSTA et al., 2011; HU et al., 2011; FAYAZ et al.,

2009).

Resultados semelhantes de inibição bacteriana foram encontrados por Tankhiwale &

Bajpai (2012) ao aplicar revestimentos aditivados de nanopartículas de ZnO em filmes de

polietileno.

Outra vertente da nanotecnologia é a sua utilização para melhorar aspectos

nutricionais ou sensoriais de alimentos revestidos, por meio da incorporação de aditivos

micro e nanoencapsulados. Trata-se de uma tecnologia promissora, porém, poucos são os

trabalhos que estudaram esta aplicação. Esta técnica é utilizada para proteger compostos de

fácil degradação (aromas, pigmentos e vitaminas) contra condições adversas, como luz e

oxigênio (JACKSON & LEE, 1991) e é indicada quando se deseja controlar a liberação dos

mesmos sob condições específicas, além de ser uma forma de prolongar a estabilidade dos

mesmos (JIMENEZ et al., 2004; DESAI & PARK, 2005).

Mantilla et al. (2012) aplicaram coberturas aditivadas de agentes antimicrobianos

microencapulados (trans-cinamaldeído e beta-ciclodextrina) a abacaxis. Os resultados

mostraram uma eficácia significativa dos compostos contra microrganismos psicrotóficos,

leveduras e bolores. Em um trabalho semelhante em que se aplicou os mesmos

antimicrobianos a coberturas multilaminares foi constatado, através de análises

microbiológicas, que a cobertura aditivada estendeu o prazo de validade microbiana do

mamão minimamente processado (BRASIL et al., 2012).

20

Apesar dos excelentes resultados obtidos e por se tratar de uma tecnologia nova, a

incorporação de nanocompostos a filmes, ainda possui diversas lacunas que precisam ser

mais profundamente estudadas, como, por exemplo: a migração através de filmes, a

interação de biomoléculas, a dosagem utilizada, a toxicidade dos materiais, entre outras

interações relacionadas à biodisponibilidade do produto.

1.8.2 Estruturas multicamadas

Várias são as propostas quando se trata do desenvolvimento de filmes comestíveis

para prolongar a vida de prateleira de alimentos frescos. Uma linha de estudo recente nesta

área são as estruturas multicamadas ou camadas nanomultilaminares. Esta tecnologia

consiste na preparação de filmes estruturados a partir da aplicação consecutiva de duas ou

mais soluções de revestimento que contenham polieletrólitos de cargas opostas. O método

mais empregado para este fim é o layer-by-layer. (GUZEY & McCLEMENTS, 2006).

Os materiais utilizados como matriz podem ser policátions ou poliânions,

dependendo do tipo de grupo funcional. Os biopolímeros mais utilizados para formar estas

estruturas multicamadas são as poli-L-lisinas, pectinas, alginatos e quitosana. Na indústria

de alimentos os mais comumente utilizados são os polissacarídeos (KRZEMISKI et al.,

2006).

A aplicação de multicamadas pode melhorar o desempenho dos filmes, pois

possibilita a combinação de diferentes camadas com funcionalidades distintas, além de ter

suas propriedades de barreira a gases melhoradas (JANG et al., 2008). Estudos recentes

mostram que estes materiais também podem apresentar funcionalidade, quando aplicadas

camadas em dimensões nanométricas (SLAVUTSKY & BERTUZZI, 2015; MEDEIROS et

al., 2012; PINHEIRO et al., 2012; CARNEIRO-DA-CUNHA et al., 2010). A formação das

nanomulticamadas parte do mesmo princípio de uma única camada, sendo a única diferença

a dimensão da camada.

Medeiros et al. (2012) desenvolveram estruturas nanomultilaminares formadas por

cinco camadas alternadas de pectina e quitosana e avaliaram as propriedades de barreira a

gases e sua influência na extensão da vida de prateleira de mangas. A combinação das

propriedades antimicrobianas e de barreira da quitosana, associadas à baixa permeabilidade

21

da pectina, possibilitaram a extensão da vida de prateleira das mangas. Após um período de

armazenamento de 45 dias foi verificado que a cobertura auxiliou na conservação da fruta,

quando comparada à mesma sem cobertura, a qual exibiu uma aparência enrugada e com

sinais de deterioração microbiológica visíveis.

1.8.3 Difusividade e capacidade de retenção de compostos

Alguns trabalhos enfatizam o estudo da liberação de compostos através de filmes

(PINHEIRO et al., 2012; DEL NOBILE et al., 2008; FLORES et al., 2007;

MASTROMATTEO et al., 2009). Um composto modelo para pequenas moléculas, o azul

de metileno, foi incorporado a coberturas multilaminares em diferentes camadas e sua

difusão em meio líquido foi avaliada sob variadas condições isotérmicas. Os resultados

mostram que não só a posição da camada aditivada como também o pH do meio e a

temperatura do processo influenciam no processo de difusão do composto (PINHEIRO et

al., 2012). Trabalhos com esta ênfase contribuem para a compreensão de fenômenos de

liberação de compostos bioativos em estruturas multicamadas, o que é útil para

desenvolvimento de sistemas que possam ser aplicadas em alimentos (PINHEIRO et al.,

2012, WANG et al., 2007).

Além disso, o estudo da difusividade de compostos ativos em filmes é importante

porque determina a taxa de liberação e ação direta dos mesmos sobre a camada externa do

alimento. Jipa et al. (2012) investigaram a atividade antimicrobiana contra Escherichia coli

de filmes mono e multicamadas aditivados de ácido sórbico. Os coeficientes de difusão do

ácido sórbico foram dez vezes menores para os filmes multicamada (10-13 m2 s-1). Foi

observado que os filmes monocamadas tinham maior capacidade antimicrobiana para

curtos períodos de tempo, o que está relacionado ao seu maior coeficiente de difusão e

solubilidade em água. Já os filmes multicamadas, ao final do experimento, obtiveram

contagem microbiana semelhante à obtida para o monocamada.

Os resultados sugerem que os filmes aditivados de compostos ativos podem ser

utilizados como novas alternativas para embalagens de alimentos com o intuito de controlar

a liberação dos mesmos. No entanto, mais estudos são necessários para determinar

22

características mecânicas e as taxas de liberação dos compostos para alimentos modelo de

estrutura semi-sólida.

1.8.4. Aplicação de coberturas em vegetais previamente a secagem

Apesar de se tratar de um dos métodos de processamento e conservação de alimentos,

dos mais clássicos, a secagem, ainda possui grandes limitações que estão diretamente

relacionadas as modificações das características físicas, sensoriais e nutricionais dos

alimentos. Essas alterações indesejáveis são decorrentes dos processos de oxidação nos

alimentos.

A condução de processos alternativos utilizados como tratamento prévio a secagem

vem sendo estudados a fim de minimizar os efeitos negativos provenientes do estresse

oxidativo causado pela temperatura e pela exposição prolongada dos alimentos ao oxigênio.

(MASKAN, 2001). Alguns trabalhos estudaram a aplicação de coberturas comestíveis

aplicadas a fatias de frutas, previamente ao processo de secagem. Eik et al. (2005), estudaram

a aplicação de diferentes coberturas comestíveis (pectina, alginato, carragena, ágar e amidos) a

fatias de carambolas previamente ao processo de secagem, a fim de analisar qual seria a

melhor em termos de aparência, textura e sabor. Ficou constatado que as frutas recobertas com

pectina e alginato apresentaram uma melhor aparência, sem alterações significativas no sabor

e na textura.

Em trabalho realizado posteriormente, Eik (2008), aplicou coberturas de pectina e

farinha de amaranto a fatias de caquis e figos, previamente à secagem. Seus resultados

mostraram que as coberturas influenciam positivamente na retenção de nutrientes, quando

comparados às frutas secas sem aplicação de coberturas, principalmente para as revestidas

com pectina.

O primeiro trabalho que investigou os efeitos da aplicação de coberturas comestíveis

aditivadas de antioxidantes sobre frutas, prévio ao processo de secagem convectiva, utilizou

como coberturas, alginato e pectina, como fruta a carambola e como antioxidantes, suco de

uva, ácido cítrico e ácido ascórbico (GONÇALVES, 2010). Seus resultados mostraram que as

amostras revestidas com pectina e suco de uva obtiveram maior retenção de carotenoides. As

frutas revestidas de pectina e de alginato aditivadas de ácidos geraram maior retenção de

23

compostos fenólicos. Já para reter vitamina C, a cobertura de pectina foi a mais eficaz

(GONÇALVES, 2010).

Em trabalho recente, coberturas de pectina incorporadas de ácido ascórbico foram

aplicadas a fatias de mamão para estudar o efeito do revestimento aditivado de um composto

antioxidante como um pré-tratamento ao processo de secagem. Os resultados mostraram que

além de influenciarem negativamente reduzindo a eficiência do processo de desidratação, a

aplicação da cobertura, ainda representou um acréscimo considerável no conteúdo de vitamina

C além e apresentar resultados positivos quando a sua aceitabilidade sensorial (CANIZARES

& MAURO, 2015).

24


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33

CAPÍTULO 3

Edible films and coatings containing antioxidants –

a review

Filmes e coberturas comestíveis contendo

antioxidantes – uma revisão

Kaliana Sitonio Eça, Tanara Sartori, Florencia Cecilia Menegalli

Department of Food Engineering, School of Food Engineering, University of

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35

Summary: The incorporation of natural antioxidants into films and edible coatings can

modify their structure, improving their functionality and applicability in foods, such as in

fresh-cut fruits. This paper reviews the more recent literature on the incorporation of

antioxidants from several sources into films and edible coatings, for application in fruits and

vegetables. The use of synthetic antioxidants in foods has been avoided due to their possible

toxic effects. Instead, a wide range of natural antioxidants (such as essential oils and plant

extracts, as well as pure compounds, like ascorbic acid and α-tocopherol) have been

incorporated into edible films and coatings to improve their bioactive properties. Films and

coatings containing added antioxidants help to preserve or enhance the sensory properties of

foods and add value to the food products by increasing their shelf life.

Key words: Bioactive compounds; Natural additives; Functionality; Essential oil; Extracts.

Resumo: A incorporação de antioxidantes naturais em filmes e coberturas comestíveis pode

modificar sua estrutura, melhorando sua funcionalidade e aplicação em alimentos, tais como

as frutas. Este artigo apresenta uma revisão da literatura mais recente sobre a incorporação de

antioxidantes, de diversas fontes, em filmes e coberturas comestíveis aplicados em frutas e

vegetais. A utilização de antioxidantes sintéticos em alimentos tem sido evitada em razão do

seu possível efeito tóxico. Assim, inúmeras categorias de antioxidantes naturais – tais como

óleos essenciais, extratos de plantas e compostos puros, como ácido ascórbico e α-tocoferol –

têm sido adicionadas a filmes e coberturas comestíveis, para melhorar suas propriedades

bioativas. As embalagens aditivadas com antioxidantes podem preservar ou melhorar as

qualidades sensoriais dos alimentos sobre os quais são aplicadas e agregar valor a produtos

alimentares pelo aumento de sua vida de prateleira.

Palavras-chave: Compostos bioativos; Aditivos naturais; Funcionalidade; Óleo essencial;

Extratos.

36

1- Introduction

The greatest hurdle of the food industry is the limited shelf life of food products, a

consequence of oxidation reactions such as degradation, enzymatic browning, and oxidative

rancidity (SOLIVA-FORTUNY and MARTÍN-BELLOSO, 2003). One approach to reduce

food deterioration is to use edible films and coatings.

Edible films or coatings constitute thin layers of material that are suitable for

consumption and which act as a barrier against different agents (water vapor, oxygen, and

moisture). They help to improve the quality and extend the shelf life of fresh and processed

foods. The addition of active compounds, such as antioxidants, to these films and coatings can

enhance their functional properties and make them potentially applicable in food preservation

(SÁNCHEZ-GONZÁLEZ et al., 2011). Indeed, antioxidants can bind free radicals to protect

materials against oxidation processes, regardless of the action mechanism (POKORNÝ,

2007a).

Many researchers have studied how incorporation of antioxidants affects the functional

properties of different biopolymer films and coatings. Antioxidant agents from natural

sources, such as plant extracts (AKHTAR et al., 2012; ZENG et al., 2013; LI et al., 2014),

essential oils (BONILLA et al., 2013; RUIZ-NAVAJAS et al., 2013; PERDONES et al.,

2014), and other components with antioxidant activity, like α-tocopherol (fat-soluble

antioxidant)(BLANCO-FERNANDEZ et al., 2013; JIMÉNEZ et al., 2013), ascorbic acid

(BASTOS et al., 2009; PÉREZ et al., 2012; DE'NOBILI et al., 2013), or citric acid (ATARÉS

et al., 2011; ROBLES-SÁNCHEZ et al., 2013), have been widely studied individually or in

combination, to replace synthetic antioxidants, such as BHA or BHT.

Results presented by the aforementioned authors have suggested that incorporation of

antibrowning agents into edible coatings maintains the quality properties of the food.

Nevertheless, the overall quality and the antioxidant activity resulting from this incorporation

have not been widely studied.

This work aimed to review the information available on the use of edible films and

coatings as carriers of antioxidant compounds to improve the quality, safety, and functionality

37

of fruits. It will identify the state-of-the-art of this innovative approach to food technology as

well as discuss perspectives in this area.

2- Antioxidants: compounds, action mechanisms, and assays

Antioxidants comprise substances that can protect materials (not only foods) against

autoxidation irrespective of the action mechanism (POKORNÝ, 2007a). These compounds

can be classified as primary or secondary antioxidants, depending on the action mechanism.

Some antioxidants exhibit more than one action mechanism, being often referred to as

multiple-function antioxidants (REISCHE et al., 2002).

According to Reische et al. (2002), primary antioxidants are free radical acceptors that

delay or inhibit the autoxidation initiation step or interrupt the autoxidation propagation step.

Secondary antioxidants slow the oxidation rate through numerous mechanisms, but they

cannot convert free radicals to more stable products.

Antioxidants can be natural or synthetic. Synthetic antioxidants that have received

approval for use in foods include butylated hydroxyanisole (BHA), butylated hydroxytoluene

(BHT), propyl gallate (PG), octyl gallate, dodecyl gallate, ethoxyquin, ascorbylpalmitate, and

tertiary butyl hydroquinone (TBHQ) (ANDRÉ et al., 2010). Tocopherols, tocotrienols,

ascorbic acid, citric acid, carotenoids, and enzymatic antioxidants are natural antioxidants

commonly added to foods (FINLEY et al., 2011). Although these natural antioxidants present

some drawbacks (lower antioxidant activity as compared with synthetic antioxidants and the

presence of other substances that can negatively affect the sensory properties of the product,

among others), they offer many advantages, including the fact that consumers readily accept

them. Besides the number of natural antioxidants that are currently available and accepted by

health authorities, food components that can be used as flavorings, positively affect sensory

properties and act as preservation agents which are easily accessible (POKORNÝ, 2007b).

The antioxidant capacity has been extensively studied and different methods have been

suggested due to the growing interest to discover new sources of bioactive compounds and

their protective effects. However, the quantitative in vitro capacity of an antioxidant may

depend on pH, solvent, oxidation levels, and other reaction conditions (FRANKEL and

FINLEY, 2008). Assessment of the free radical scavenging potential of a substance is an

38

important method to determine its antioxidant activity (POKORNÝ, 2007a). Among the

methods that detect electron or radical scavenging are the DPPH assay (2,2-diphenyl-1-

picrylhydrazyl), the ABTS assay (2,2’-azinobis3-ethylbenzothiazoline-6-sulfonic acid), and

the FRAP assay (ferric reducing antioxidant power) (BERGER et al., 2011).

The DPPH assay is a simple and highly sensitive method. DPPH consists of a nitrogen

free radical; a proton radical scavenger such as a hydrogen donating antioxidant can quench

DPPH, to generate its nonradical form (DPPH-H). The antioxidant effect of a compound is

proportional to the disappearance of DPPH in the samples. Concerning the FRAP assay, it

gives fast, reproducible results. This assay affords the antioxidant capacity of the target

compound in the assayed samples on the basis of the FRAP ferric ion reduction to ferrous

iron. The ABTS assay, it is applicable in both aqueous and lipid phases. ABTS discoloration

provides information on the antioxidant activity of the natural products. The discoloration can

be measured on the basis of the reduction of the radical cation, as the percentage inhibition of

the absorbance at 734 nm (MOON and SHIBAMOTO, 2009).

The rapid ORAC assay provides results that often coincide with the total phenols as

determined by the Folin- Ciocalteu reagent (BERGER et al., 2011). The phenolic content can

function as an indicator of the antioxidant capacity; it finds application in the preliminary

screening of any product intended as a natural source of antioxidants in functional foods

(VIUDA-MARTOS et al., 2011). On the other hand, high phenolic content can indicate

polyphenol oxidase activity, which underlies oxidative processes, such as fruit browning.

Enzymatic reactions that change the color of products impact the commercialization of

fresh-cut fruits. In addition, cutting the fresh fruit can modify it in undesirable ways, to alter

the flavor and smell as well as the firmness of fruit tissues (MARTÍN-BELLOSO et al., 2007).

These changes originate from the enzymatic browning that occurs after peeling and cutting of

the fruit in the presence of oxygen, a result of the polyphenol oxidase activity mentioned

above. To tackle this problem, it is necessary to employ a browning inhibitor; e.g., an

antioxidant, to prevent development of a brown coloration (ZAMBRANO-ZARAGOZA et al.,

2013).

39

3- Application of antioxidant films and coatings

One way to control fruit browning is to immerse the sample in antioxidant solutions

after peeling or cutting. This methodology relies on modified atmosphere packaging and

storage at low temperature, to increase product shelf life (BALDWIN et al., 1995). Films and

edible coatings can also enhance the shelf life of fresh-cut fruits. Further addition of

antioxidants to the formulation of films and coatings can improve the preservative function,

inhibit browning, and reduce the undesirable effects of nutrients oxidation (PASTOR et al.,

2011; BONILLA et al., 2013).

Before adding antioxidants to films and coatings, it is necessary to evaluate not only

their antioxidant capacity, but also how they influence (i) the properties of the materials into

which they are being incorporated, such as the retention power, and (ii) the characteristics of

the food product, like flavor, color, and chemical modifications. Tables 1, 2 and 3 present the

composition, added antioxidant, method of measurement, and the main results of several

studies on antioxidant films and coatings.

3.1 Pure compounds

New trends in edible films and coatings have aimed to develop their functionality

through incorporation of active compounds. An interesting alternative that may confer

functional properties to such materials is to add the antioxidant as a pure compound, like

ascorbic acid, citric acid, resveratrol, or tocopherol. These are generally the compounds of

choice, because they constitute antioxidant models, supplement the diet, and protect the

sensory and nutritive quality of the food itself (LEÓN and ROJAS, 2007).

The literature contains little information on how incorporation of compounds like

resveratrol, ascorbic acid, α-tocopherol, butylated hydroxytoluene (BHT), and butylated

hydroxyanisole (BHA), among others, affects film properties. However, their antioxidant

activity (and in some cases their antimicrobial properties) has been extensively studied by

physicochemical methods. For instance, ascorbic acid avoids enzymatic browning of fruits by

reducing the o-quinones originating from the action of polyphenoloxidase enzymes.

Unfortunately, after complete ascorbic acid oxidation to dehydroascorbic acid, quinones can

accumulate again and undergo browning (ROJAS-GRAÜ et al., 2008).

40

Table 1. Coating and films incorporated with pure compounds

Composition Additive Food Method of

measurement

Results References

Film

Chitosan Methylcellulose

Resveratrol - Antioxidant activity – DPPH assay

Composite films also exhibited antioxidant activity, which was proportional to the employed resveratrol concentration. No notable antioxidant activity loss of occurred during film formation and conditioning.

Pastor et al. (2013)

Low methoxyl pectin

Ascorbic acid

- Ascorbic acid - Spectrophotometric method

Ascorbic acid degradation was less sensitive than film browning upon increasing storage relative humidity.

De’Nobili et al. (2013)

Corn starch Oleic acid α-tocopherol

- Antioxidant activity – ABTS assay

The antioxidant capacity of films containing only α-tocopherol was not statistically different at studied storage periods. However,incorporation of oleic acid decreased the antioxidant capacity partly because it promoted oxidation reactions, due to increased oxygen solubility.

Jimenez et al. (2013)

Chitosan α-tocopherol - Antioxidant activity – DPPH assay

The films radical scavenging activity was similar to that exhibited by the freshly prepared α-tocopherol solution. However, the high α-tocopherol content conferred the film an oily aspect.

Blanco-Fernandes et al. (2013)

41

Table 1. Continued

High methoxyl pectin

Ascorbic acid (AA)


The initially determined AA concentration was 3.00 g of AA/100 g of film, which accounted for 100% AA recovery after casting. AA was the least stable in 80% methylated pectin, with higher retention in 50% and 70 % methylated pectin networks.

Pérez et al. (2012)

Sodium caseinate (NaCAS) Casein (CAS)

Tannic acid and catechin

- Antioxidant activity – DPPH and ABTS assays

The CAS content in the film affected the initial radical-scavenging activity (RSA). During storage, RSA was satisfactorily stable. The surface RSA of NaCAS films containing phenolic compounds increased with storage time due to plasticizing and perhaps alteration of the NaCAS and CAS networks.

Helal et al. (2012)

Methylcellulose Nanoparticles of poly-ε-caprolactone and β-carotene


The films developed with 70% β-carotene nanoparticles showed low antioxidant capacity. However, this activity was significantly (p ˂ 0.05) higher than that of the control treatment using methylcellulose only.

Lino (2012)

Carboxy-methylcellulose

α-tocopherol - Antioxidant activity – ABTS and DPPH assays

Release and antioxidant activity analyses showed higher values for the samples containing the lecithin formulation. The films had low values of α-tocopherol release in ethanol solution. The film matrix was stable over the analysis time.

Motta (2012)

42

Table 1.Continued

Methylcellulose Nanocapsules of poly-ɛ-caprolactone (NCs)

- Antioxidant activity – ABTS and DPPH assay

For both assays, the film control had no radical scavenging activity. The results showed that the DPPH and ABTS scavenging activity of the films significantly increased (p < 0.05) with NCs concentration. The 70% NCs film exhibited the higher radical scavenging activity (DPPH - 56.21%, ABTS – 223.5 TEAC µMol/g).

Noronha (2012)

Zein Phenolic acids: gallic acid (GA); p-hydroxy benzoic acid; ferulic acids; Flavonoids:catechin (CAT); flavone; quercetin.

Total phenols – spectrophotometric method Antioxidant activity – ABTS assay

In films containing 1.5 and 3.0 mg.cm-2 phenolic, the total released GA was 1.6- and 1.9- fold higher than total released CAT, respectively. The trolox equivalent antioxidant capacity of total GA released from films containing 1.5 and 3.0 mg cm-2 phenolic compounds was 3.6- and 4.1-fold higher than those of total CAT released from the corresponding films, respectively.

Arcan and Yemenicioğlu (2011)

Calcium alginate-Capsul

Ascorbic acid

- Ascorbic acid - Titration method

The antioxidant model was stable for five months when incorporated in these films stored at refrigeration in the dark and when stored at room temperature it was maintained for three months, thus suggesting that the film protected the antioxidant efficiently, mainly from the adverse conditions of light.

Bastos et al. (2009)

43

Table 1.Continued

Whey Protein Ascorbyl palmitate α-tocopherol

- Oxygen permeability

The oxygen permeability of films obtained by Process 1 (the antioxidants were mixed using powder blending) was lower than that of films obtained by Process 2 (ethanol solvent-mixing). However, both the oxygen diffusivity and solubility were statistically the same in the two films.

Han and Krochta (2011)

Gellan gum Ascorbic acid (AA)


The initial AA concentration was 3.2 % (w/w) on film basis and accounted for a retention that varied between 103 and 99% after film casting. The rate constants of non-enzymatic browning and acid ascorbic degradation increased with relative humidity.

León and Rojas (2007)

Coating Alginate Ascorbic

acid Citric acid

Mango

Ascorbic acid - HPLC β-carotene - HPLC Vitamin E - HPLC Phenolic compounds - HPLC Antioxidant activity - ABTS and DPPH assays

In fresh-cut mango, the addition of these antioxidants contributed not only to color retention but also to the antioxidant potential of fresh-cut mangoes. According to the results, it is possible to store fresh-cut Kent mango for 12 days at 4 oC, without any detrimental effects on nutritional and physicochemical quality.

Robles-Sanchez et al. (2013)

44

Table 1. Continued

Cassava starch Citric acid Fresh-cut Mango

Respiration rate Weight loss β-carotene content Color parameters

This combination delayed the quality deterioration of fresh-cut mangoes, decreasing the fruit respiration rate and inhibiting the metabolic reactions associated with fruit ripening. Besides, it promoted a better preservation of mechanical properties and color characteristics during storage.

Chiumarelli et al. (2010)

Alginate, gellan or pectin

N-cetylcysteine Glutathione

Pears Ascorbic acid - HPLC-UV Total phenolic content - Spectrophotometric method Antioxidant activity – DPPH assay

Significantly reduced vitamin C loss occurred for fresh-cut pears during more than one week. The total phenolic content was higher in samples containing the antioxidants than in the non-treated samples.

Oms-Oliu et al. (2008)

45

As for the antioxidant activity of α-tocopherol, vanillin, BHT, BHA, phenol, propyl

gallate, and sodium tripolyphosphate, only BHA is less active than resveratrol to inhibit lipid

peroxidation (MURCIA and MARTÍNEZ-TOMÉ, 2001). Concerning the radical scavenging

capacity of propyl gallate, ascorbic acid, α-tocopherol, and resveratrol, Soto-Valdez et al.

(2011) reported that the latter is the best scavenger.

Table 1 shows recent studies about films and coatings containing pure antioxidant

compounds and highlights the implications of adding antioxidants to the materials. In most of

the cases, the antioxidant capacities of the films are proportional to the concentration of the

active compound in the film, without notable activity loss during film formation and

conditioning (PASTOR et al., 2011; NORONHA, 2012). Nonetheless, very diverse effects

emerge upon addition of these compounds into a polymeric matrix, as verified by

microstructural, mechanical, barrier, and optical properties, as well as antioxidant capacity

(BASTOS et al., 2009; DE’NOBILI et al., 2013; JIMÉNEZ et al., 2013). On the other hand,

effects like the cross-linking between the active compound and the polymer could also arise,

to improve film properties. Acids, such as ascorbic and citric acids, and polymer chains,

among others, reduce the oxygen permeability in films, which could protect the material

against oxidation (ATARÉS et al., 2011; FABRA et al., 2011; HAN and KROCHTA, 2007).

It is crucial to evaluate compound stability in the films during storage. One way is to

determine the percentage of antioxidant retention in the film under adverse light, relative

humidity, and temperature conditions. Some works have verified that ascorbic acid is 100%

retained after film casting; however, the degradation of this acid increases with higher relative

humidity (LEÓN and ROJAS, 2007; DE’NOBILI et al., 2013). In contrast, Bastos et al. (2009)

compared the influence of light and temperature, to conclude that both parameters are

important during ascorbic acid degradation. Degradation becomes significantly faster upon a

temperature rise of only 15 °C, whereas light impacts this reaction only slightly.

Results from different studies have pointed out that functional edible films containing

added pure antioxidant are potentially applicable in food products that are sensitive to

oxidative processes, to prolong their shelf life. Investigations have focused on improving

several coatings and render them carriers of pure compounds. Such coatings have proven to

efficiently maintain the quality properties of different foods (Table 1), but most of the

46

employed antioxidants can still undergo rapid degradation due to oxidative processes

(PIERUCCI et al., 2004).

Among the biopolymers used to formulate coatings, alginate,

hydroxypropylmethylcellulose, pectin, and gellan are interesting options: they are odorless,

tasteless, and biodegradable (KROCHTA and DE MULDER-JOHNSON, 1997). In the case of

fruits and vegetables, the edible coatings carry antibrowning agents (SOLIVA-FORTUNY and

MARTÍN-BELLOSO, 2003; CHIUMARELLI et al., 2010). Robles-Sánchez et al. (2013) and

Oms-Oliu et al. (2008), who worked with minimally processed fruits, observed that the

addition of antioxidants significantly impacts the overall quality of fresh-cut fruits. These

compounds effectively reduce bioactive compounds loss (ascorbic acid, polyphenols), to keep

the natural color of the fruits and increase their antioxidant potential.

3.2 Essential oils

Consumers have been demanding the use of fewer chemicals in minimally processed

fruits and vegetables. Hence, the search for naturally occurring substances that can act as

alternative antioxidants is essential. Antioxidants can prevent sensorial and nutritional quality

loss and improve lipids stability, to lengthen the shelf life of food products (PONCE et al.,

2008).

Essential oils are aromatic, natural antioxidant, and antimicrobial substances extracted

from vegetables by physical means. They consist of a complex mixture of natural compounds;

most of them contain a mixture of terpenes, terpenoids, phenolic acids, and other aromatic and

aliphatic compounds, but their composition may vary depending on their origin. Because

essential oils can lower lipid oxidation, their presence in food products could extend the shelf

life (TONGNUANCHAN et al., 2013; PERDONES et al., 2014).

Essential oils exhibit great antioxidant potential and are classified as Generally

Recognized as Safe (GRAS). However, some of their features – intense aroma, toxicity issues,

and possible changes in the organoleptic properties of the food – have limited their use in food

preservation. A strategy to solve this problem has been to incorporate essential oils into edible

films and coatings. It is possible to minimize the required doses by encapsulating them into the

polymer matrix, which limits their volatilization, controls their release (thereby reducing the

47

negative impact of these ingredients), and preserves the quality and safety attributes of fresh-

cut fruits and vegetables (SÁNCHEZ-GONZÁLEZ et al., 2011; BONILLA et al., 2013;

RUIZ-NAVAJAS et al., 2013).

Table 2 lists many publications on essential oils incorporated into coatings or films

prepared from biopolymers of several sources. Tongnuanchan et al. (2013) studied the

antioxidant properties of the film prepared from fish skin gelatin incorporated with essential

oils from roots (ginger, turmeric, and plai), to show that these films display higher antioxidant

activity than the control film. Perdones et al. (2014) found that chitosan films containing

cinnamon leaf essential oil exhibit higher antioxidant activity. Ruiz-Navajas et al. (2013) also

produced chitosan films and used the DPPH and FRAP methods to demonstrate that films

containing Thymus piperella essential oil present higher antioxidant activity than films

containing Thymus moroderi essential oil. The antioxidant activity thus depends on the type of

essential oils and results from the structural features of the molecules, mainly the reactivity of

the hydroxyl groups present in the compounds. Concentration, temperature, light, substrate

type, physical state of the system, and microcomponents acting as pro-oxidants or synergists

also impact the antioxidant action. Furthermore, various antioxidants can interact with the film

matrix in different ways, to release the free antioxidant in the essential oils through diverse

mechanisms (ČÍŽ et al., 2010; TONGNUANCHAN et al., 2013).

Ponce et al. (2008) demonstrated that butternut squash containing chitosan coatings

enriched with oleoresins improves the antioxidant protection of the fresh-cut squash,

preventing the browning reactions and the consequent quality loss in fruits and vegetables

without adversely affecting their sensory acceptability. However, the addition of antioxidants

to films does not always enhance the antioxidant properties. Indeed, Atarés et al. (2010)

described that incorporation of cinnamon and ginger essential oils into sodium caseinate films

does not elicit any antioxidant effect as compared with the sodium caseinate film without

essential oils, even though cinnamon essential oil alone possesses high antioxidant potential.

48

Table 2. Coating and films incorporated with essential oil

Composition Additive Food Method of measurement Results References

Film

Quince seed mucilage

Oregano essential oil

- Total phenols – spectrophotometric method Antioxidant activity – DPPH assay

The DPPH scavenging activity and total phenolic content of quince seed mucilage films augmented significantly (p ≤ 0.05) with increasing oregano essential oil concentration.

Jouki et al. (2014)

Chitosan Cinnamon leaf essential oil Oleic acid (OA)


All the films containing cinnamon showed higher antioxidant activity. The higher the cinnamon content in the dry film the greater the antioxidant power. OA addition did not significantly affect the antioxidant activity of cinnamon in the films. However, there was greater retention of the compounds from the cinnamon essential oil during film formation and handling when OA was present in the formulation.

Perdones et al. (2014)

Starch and chitosan

Basil essential oil and thyme essential oil


The antioxidant activity of the film containing thyme essential oil was higher than that of the film containing basil essential oil. The compounds lost their antioxidant capacity during film formation and the extraction procedure, probably due to their volatilization during film drying.

Bonillaet al. (2013)

49

Table 2. Continued

Hake protein Citronella, coriander, tarragon and thyme essential oils

- Antioxidant activity – DPPH assay

Hake protein films exhibited some antioxidant activity, which was significantly improved upon addition of the essential oils. The films containing coriander and citronella oils considerably increased the DPPH radical-scavenging capacity.

Pires et al. (2013)

Fish skin gelatin Root essential oils of ginger, turmeric and plai

- Antioxidant activity - DPPH and ABTS assays

Films incorporated with turmeric and plai essential oils showed higher antioxidant activity than those incorporated with ginger, as attested by both DPPH and ABTS methods.

Tongnuanchan et al., (2013)

Chitosan Essential oils of Thymus moroderi (TMEO) and Thymus piperella (TPEO)

- Total phenols – spectrophotometric method Antioxidant activity - DPPH, FRAP, and FIC assays

At all the assayed concentrations, the TMEO films showed lower (p < 0.05) antioxidant activity than the TPEO films, as attested by both the DPPH and FRAP methods. The same behavior was observed for total phenols content.

Ruiz-Navajas et al. (2013)

Kappa-carrageenan

Satureja hortensis essential oil (SEO)

- Total phenols – spectrophotometric method Antioxidant activity – DPPH assay

The results showed that the DPPH-scavenging activity and total phenols content of the films increased significantly (P < 0.05) with larger SEO concentrations, an effect that was greatly improved upon addition of 3% (v/v) SEO.

Shojaee-Aliabadi et al. (2013)

50

Table 2. Continued

Chitosan Zataria multiflora Boiss essential oil (ZEO) Grape seed extract (GSE)

- Total phenols - spectrophotometric method Antioxidant activity - DPPH and Reducing power assays

For the films incorporated with 10 g L-

1 GSE, the phenols content was 17 times greater than that of the control. The results also showed that ZEO incorporation into GSE formulated films, significantly decreased the TP of the film (P < 0.05). Furthermore, the results revealed that chitosan+ ZEO and, to a greater extent, chitosan+ GSE contained more phenolics capable of quenching free radicals, to give more stable products.

Moradi et al. (2012)

Hake proteins Thyme oil - DPPH radical-scavenging activity Reducing power

Hake protein films exhibited some antioxidant activity, improved by addition of 0.25 mL of thyme oil/g of protein.

Pires et al. (2011)

Sodium caseinate Cinnamon essential oil Ginger essential oil

- Antioxidant activity - accelerated test of oxidative rancidity

All the films effectively protected the sunflower oil against oxidation, probably due to their low permeability to oxygen at the low relative humidity of the surrounding atmosphere.

Atáres et al. (2010)

Coating Pectin Cinnamon leaf

oil Peach Antioxidant activity –

DPPH and ABTS assays Total phenols – spectrophotometric method

The radical scavenging activity increased significantly (p < 0.05) as the added oil concentration rose. The coating treatments significantly affected (p<0.05) the total phenolic and flavonoid content as well as the antioxidant capacity of fresh-cut peach.

Ayala-Zavala et al. (2004)

51

Table 2. Continued

Pectin Cinnamon leaf oil

Table grapes Total phenolic and flavonoid contents – spectrophotometric method Antioxidant activity – DPPH and ABTS assays

Cinnamon leaf oil incorporated into pectin coatings significantly increased the antioxidant capacity of grapes.

Melgarejo-Flores et al. (2013)

Rice starch Coconut oil Tomatoes Ascorbic acid - Lipid addition to the starch film significantly controlled the ripening of tomatoes.

Das et al. (2013)

Cassava starch Cinnamon bark essential oil Fennel essential oil

Fuji apple slices

Total phenols – spectrophotometric method Antioxidant activity – DPPH and FRAP assays

The coating containing cinnamon bark essential oil showed higher total phenols concentration and antioxidant activity than the other formulations.

Oriani et al. (2014)

Hydroxypropylmethylcellulose (HPMC) or chitosan (CH)

Bergamot essential oil

Table grapes Total phenols – spectrophotometric method Antioxidant activity – DPPH assay

The coatings did not seem to reduce the rate of grape browning during storage, but they inhibited color development, thus improving the product appearance.

Sánchez-González et al. (2011)

Chitosan Cinnamon oil Sweet pepper

Vitamin C content - HPLC-UV Activities of superoxide dismutase (SOD), catalase (CAT) and peroxidase (POD)

At the end of storage, samples treated with chitosan-oil coatings maintained good sensory acceptability, whereas the sensory quality of control samples became unacceptable. The higher activities of scavenger antioxidant enzymes, including SOD, POD, and CAT, in treated peppers at the 35th day should contribute to the properties of the chitosan–oil coating.

Xing et al. (2011)

52

Table 2. Continued

Sodium caseinate Chitosan Carboxymethyl cellulose

Oleoresins of rosemary, oreganum, olive, capsicum, garlic and cranberry

Romaine lettuce Butter lettuce Butternut squash

Antioxidant activity - peroxidase and polyphenoloxidase assays (spectrophotometric method)

Besides increasing the antimicrobial and antioxidant effectiveness, optimal additive concentration (2%) did not adversely affect the sensory acceptability. .

Ponce et al. (2008)

53

Besides their high antioxidant capacity, essential oils can also improve the water

barrier properties of the film because they display the hydrophobic nature characteristic of

lipids (ATARÉS et al., 2010). Several authors have reported that the antioxidant power of a

biodegradable film containing essential oils is proportional to the amount of added essential

oils; in other words, the antioxidant activity rises with increasing essential oil concentration in

the film (GÓMEZ-ESTACA et al., 2009b; MORADI et al., 2012; SHOJAEE-ALIABADI et

al., 2013; TONGNUANCHAN et al., 2013; JOUKI et al., 2014).

3.3 Extracts

Because synthetic antioxidants have raised some safety concerns and regulatory

agencies have restricted their use as food additives, researchers have targeted films containing

antioxidant agents from natural sources such as natural extracts (MURCIA and MARTÍNEZ-

TOMÉ, 2001; DE’NOBILI et al., 2013). These extracts should also contribute to nutritional

and quality aspects without impacting the food product integrity (GUILBERT et al., 1996).

Extracts like tea extracts (DAS et al., 2013; LI et al., 2014), fruit and vegetables

extracts (AKHTAR et al., 2012; SUPAPVANICH et al., 2012), ginseng extract (NORAJIT et

al., 2010), plant extracts (GÓMEZ-ESTACA et al., 2009b), and propolis (PASTOR et al.,

2011) possess excellent antioxidant activity, can retard lipid oxidation, and improve the

quality and shelf life of various food model systems in different ways (Table 3). The

antioxidant activity of these extracts results mainly from phenolic compounds and their

synergistic, antagonistic, and additive effects (KROCHTA and DE MULDER-JOHNSON,

1997). However, despite their strong scavenging activity and ability to protect food products,

they are still less active than synthetic antioxidants.

54

Table 3. Coatings and films incorporated with extracts

Composition Additive Food Method of measurement Results References

Film

Gelatin Green tea extract (GET); Grape seed extract (GSE); Ginger extract (GE); Gingko leaf extract (GBE)

- Antioxidant activity - DPPH and reducing power property assays

The addition of 1.0 mg mL-1 GBE made the film a better scavenger as analyzed by the DPPH assay. At the same time, the film containing GTE, GSP, and OPC had similar antioxidant property to that of the film incorporated with GBE.

Li et al. (2014)

Gelatin Curcuma ethanol extract

- Antioxidant activity – DPPH and ABTS assays

The DPPH and ABTS methods revealed significantly increased film antioxidant activity due to increased of curcuma ethanol extract concentration

Bitencourt (2013)

HPMC Natural red compound -beetroot and purple carrot extracts (NRC)


The NRC antioxidant activity decreased slightly during film preparation, but no significant change occurred during film casting or aging in the dark or under exposure to light.

Akhtar et al. (2012)

Alginate Ginseng extract - Antioxidant activity - DPPH and reducing power property assays

The ginseng extract can be successfully incorporated into alginate films and retain excellent antioxidant activities, without changing the moisture content values.

Norajit et al. (2010)

55

Table 3. Continued

Sole skin gelatin Commercial fish gelatina

Borage extract BHT α-tocoferol

- Antioxidant activity - FRAP, ABTS, and Iron (II) chelation activity assays

The commercial gelatin with borage extract displayed the highest antioxidant activity. This compound seemed to be more promising than BHT and α-tocopherol.

Gómez-Estaca,et al. (2009)

Coating

Rice starch Coconut oil Green tea extract

Tomatoes Antioxidant activity - DPPH assay Ascorbic acid (AA) - Titration method

The high AA content retention after 20 days of storage can be attributed to the effect of phenolic substances in the coating.

Das et al. (2013)

Konjac glucomann (KG)

Pineapple fruit extract (PE) from peel, pulp and core

Rose apple Total phenols – spectrophotometric method Polyphenol oxidase (PPO) – chromatographic method Peroxidase (POD) – spectrophotometric method

The pineapple fruit core extract more effectively retarded fruit browning as compared with the other extracts. Regarding browning inhibition from using KG + PE, this treatment led to the lowest PPO and POD activities and the highest total phenols content.

Supapvanich et al. (2012)

HPMC

Ethanolic extract of propolis

Table grapes

Total phenols – spectrophotometric method Antioxidant activity – DPPH assay

HPMC coatings prevented weight loss and browning of moscatel table grapes during cold storage, while improving their gloss and microbial safety and controlling the increase in oxygen consumption. Nevertheless, the incorporation of propolis did not significantly affect grape quality preservation during storage.

Pastor et al. (2011)

56

Table 3. Continued

Chitosan Rosemary extract Pears PPO activity – spectrophotometric method Total phenols – spectrophotometric method

A pure oxygen pretreatment combined with a chitosan coating that included rosemary afforded the lowest rates of browning, softening, and sensory degradation in the pear wedges after 3 days of storage at 20 °C. In addition, the combined treatment effectively reduced membrane permeability, vitamin C loss and weight loss by maintaining low pH and high L and h values in the fresh-cut pears.

Xiao et al. (2010)

57

Many authors have looked into the different functionalities of antioxidant extracts.

Recently, fruit and vegetable extracts have been considered for application as natural bioactive

additives for their coloring potential, pharmaceutical activities, and bioactivity, regarding

aspects of hygiene, nutrition, and environmental consciousness (AKHTAR et al., 2012).

Several studies on antioxidant and antiradical extracts that confer color to films have been

published (GÓMEZ-ESTACA et al., 2009a, b; NORAJIT et al., 2010; AKHTAR et al., 2012;

BITENCOURT, 2013; LI et al., 2014). In addition, it has been well documented that extracts

exhibit coloring and antioxidant properties that, in some cases, enable good control against

photo-oxidation through reduced light transmission, especially UV radiation (PASTOR et al.,

2013; NORAJIT et al., 2010; LI et al., 2014).

In general, the physical properties of the film, like moisture content and water

solubility, remain unaltered upon the addition of extracts, because the extract and the film

matrix interact well. Li et al. (2014) analyzed gelatin-based film incorporated with tea extracts

through FTIR and verified that the extracts establish hydrogen bonds with gelatin,to reduce

free hydrogen. On the other hand, works have revealed that extract incorporation in films may

generate a heterogeneous surface with numerous small pores (NORAJIT et al., 2010), which

could account for the high water vapor permeability of the incorporated films.

In the same way that natural extracts can be successfully incorporated into

biodegradable films, the use of edible coatings in fruits and vegetables could improve food

quality and shelf life. However, light may degrade the active compound during storage and

deteriorate optical properties like luminosity. Nevertheless, some papers have shown that this

technology can better control weight loss and respiration rates, allowing for longer storage

time as compared with samples without coating (PASTOR et al., 2011; SUPAPVANICH et

al., 2012; DAS et al., 2013).

58

4 Conclusion

Coatings and films containing antioxidant agents constitute a natural and biodegradable

alternative to chemical preservatives, by acting as protective barriers and extending foods

shelf life. The addition of antioxidant compounds to edible films and coatings can increase

food safety and quality by inhibiting deterioration reactions of the food materials.

Determination of the antioxidant capacity helps to evaluate the antioxidant potential

status of the food tissue, which is a function of the type and amount of bioactive compounds

present in the material. Research has indicated that applying edible coating containing

antioxidants to fresh-cut fruits effectively reduces browning while increasing the antioxidant

capacity of the coated or packed food.

59

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67

CAPÍTULO 4

Development of active films from pectin and fruit

extracts: light protection, antioxidant capacity, and

compounds stability

Kaliana S. Eça*, Mariana T. C. Machado, Miriam D. Hubinger, Florencia C. Menegalli

Department of Food Engineering, School of Food Engineering, University of Campinas

(UNICAMP).

Submited to: Journal of Food Science

* Corresponding author.

Telephone number: 55 19 3521 4039

Fax number: 55 19 3521 4027

Address: 80, Monteiro Lobato St, Cidade Universitária

Zip code: 13083-862

Campinas, SP, Brazil

e-mail: [email protected]

69

Abstract: Pectin films containing fruit extracts were developed and tested in relation to

UV light transmition, phytochemical contents and antioxidant capacity during 90 days of

storage. Aqueous and alcoholic extracts from five different fruits (acerola, cashew apple,

papaya, pequi, and strawberry) were obtained. Because the alcoholic extracts from acerola,

cashew apple, and strawberry presented the highest phytochemical content and antioxidant

capacity, they were incorporated into pectin films individually or as a mixture.

Incorporation of these extracts into pectin films provided antioxidant capacity while

retaining its physical properties. The pectin films containing fruit extract acted as adequate

light barrier and prevented photooxidation. Among the prepared films, the pectin film

containing acerola extract provided the highest antioxidant capacity, with a half-life of 99

days. Overall, the results revealed that incorporation of fruit extracts into pectin films can

potentially produce antioxidant films and coatings for different food applications.

Keywords: films, extraction, phytochemicals, antioxidant capacity.

70

1. Introduction

The development of films containing biodegradable polymers combined with natural

additives is a promising technology in the food industry. According to the US

Environmental Protection Agency, pectin-based films are biodegradable and therefore

constitute “green-packaging”. In addition, the FDA regards pectin as generally safe

(GRAS) (FDA 2013) and potentially applicable in the production of edible films. It is

possible to incorporate natural extracts, vitamins, colorings, flavors, spices, and essential

oils into pectin films, to provide the film with antimicrobial, nutritive, and antioxidant

properties (BASTOS and others 2009; AKHTAR and others 2010; NORAJIT and others

2010). This active packaging also preserves the quality, integrity, and safety of food

products during the storage period (KRAŚNIEWSKA and others 2014).

Along time, the oxidation of organic molecules causes several undesirable changes

in food properties, such as decreased nutritional quality and altered taste. In turn,

antioxidants can scavenge free radicals, decompose peroxides, quench singlet oxygen, and

inhibit enzymes, thereby preventing the deleterious reactions of nutrients and extending

product shelf life (HUANG and others 2005).

The most important natural sources of antioxidants are fruits and vegetables. They

contain high levels of phytochemical compounds such as vitamins and secondary

metabolites (phenolic compounds, carotenoids, sterols, glucosinolates, and saponins),

known to act as free radical scavengers (BRAVO 1998; SKIBSTED 2012). Fruits offer the

advantage of synergism; that is, the combined action of its constituents, which enhances

their antioxidant capacity (RIGHETTO and others 2005). Indeed, studies have indicated

that ascorbic acid, phenolic compound, and carotenoids can act together against oxidative

stress in food. In addition, these compounds can regenerate each other via different reaction

mechanisms (DAI and others 2008; SKIBSTED 2012)

Another strategy to prevent oxidative processes in films is to use light absorbers.

Antioxidant compounds in fruits could enhance the light barrier properties of films

(AKHTAR and others 2010), because they can absorb the most harmful light wavelength

(ultraviolet radiation) and thus reduce photooxidation (LI and others 2014). In this context,

71

it is interesting to evaluate fruit extracts as film-forming ingredients. This strategy would

allow the combination of the antioxidant activity, natural color, and optical barrier

properties of the fruit phytochemical components. It is also important to study how stable

the bioactive compounds present in fruit extracts are in the film. This would help to

evaluate the filmogenic matrix ability to promote the sustained release of these compounds

and to maintain their antioxidant capacity.

In this scenario, this work had two major objectives: (1) to obtain aqueous (WE) and

alcoholic (AE) extracts from different fruits, characterize the antioxidant capacity of each

sample, and quantify the major bioactive compounds in the extracts; and (2) to investigate

how the addition of fruit extracts with higher antioxidant capacity to pectin-based films

affects the properties of the film. Characterization included determination of the phenolic

compounds content, antioxidant capacity, optical properties (color, transparency, and light

transmission), and antioxidant stability of the films.

72

2. Material and methods

2.1 Extract: preparation and characterization

2.1.1 Fruit extraction

Acerola (Malpighia punicifolia L.), cashew apple (Anacardium occidentale L.),

papaya (Carica Papaya L.), pequi (Caryocar brasiliense Camb.), and strawberry (Fragaria

vesca) were purchased from CEASA (Central Supply S.A., Campinas, SP, Brazil). Fruits

were selected on the basis of size uniformity, maturity stage (based on skin color and

firmness), and absence of physical damage. Extraction was conducted according to the

method described by Roesler and others (2007), with some modifications. Briefly, with the

aid of a mixer, the fruits were ground and homogenized with the solvent (distilled water or

absolute ethanol:water 95:5 v:v) for 2 min; a sample:solvent 1:2 ratio (w:w) was employed.

The resulting mixture was filtered, and a strainer was used to remove rough particles. Then,

the residue was re-extracted in the same conditions, to give maximum compounds recovery

from the fruit material. The combined extracts (from the first and second extraction, 400

mL) were concentrated to a final volume of 150 mL in a rotary evaporator (40 °C and 700

mmHg). The entire procedure was performed in the absence of light. The concentrate was

considered to be the final product and was subjected to chemical analysis. The flowchart

that presents the extraction process is showed in the Figure A1 in Appendix A.

2.1.2 Total carotenoids determination

The total carotenoids content of the fruit extracts was determined according to the

method described by Rodriguez-Amaya (1999). The carotenoids were extracted with

acetone, separated in petroleum ether, diluted in a volumetric flask, and analyzed on a

spectrophotometer (model SQ-2800 UV/VIS, UNICO, United Products & Instruments Inc.,

New Jersey, U.S.A.) at a wavelength of 450 nm. Eq. (1) was used for quantification:

�� = ��. �. 10�� % . �. 100 (1)

73

where TC is expressed as µg of β-carotene. g-1 of dry extract, Abs refers to the maximum

absorbance at 450 nm, V corresponds to the dilution volume (mL), A1%1cm is the absorption

coefficient for β-carotene in petroleum ether (2592 according to Rodriguez-Amaya 1999),

and m is the mass of dry extract (g).

2.1.3 Total anthocyanins determination

The total anthocyanins content of the fruit extracts was determined using the pH

differential method described by Giusti and Wrolstad (2001). Two sample dilutions were

prepared: one in hydrochloric acid:potassium chloride buffer pH = 1.0; the other in sodium

acetate:acetic acid buffer pH = 4.5. After 15 min, the absorbance of each equilibrated

solution was measured in a spectrophotometer (model SQ-2800 UV/VIS, UNICO, United

Products & Instruments Inc., New Jersey, U.S.A.) at the maximum absorption wavelength

and at 700 nm for haze correction; glass cells with 1cm path length (l) were used. The

dilution factor (DF) was determined. The difference in the absorbance values obtained at

pH 1.0 and 4.5 is directly proportional to the total anthocyanins concentration. The

anthocyanins content was calculated as cyanidin-3-glycoside (MW = 449.2 g.mol-1 and � =

26.900 L.mol-1.cm-1). The results are expressed as mg of cyanidin-3-glycoside.g-1 of dry

extract. The absorbance of the diluted sample (A) and the total anthocyanins content were

calculated by using Eqs. (2) and (3), respectively.

� = (�� − ��)��,� − (�� − ��)��,� (2)

�� = (�.��. !. 1000)�. "

(3)

2.1.4 Ascorbic acid determination –HPLC methodology

Ascorbic acid was analyzed by HPLC-DAD (UltiMate 3000 Standard LC,

California, EUA). For this purpose, an EC-C18 Poroshell 120 column (2.7 µm, 100 x 4.6

mm) was employed at 22 °C; the mobile phase consisted of MeOH:KH₂PO₄ 50mM (30:70,

v:v). The flow rate was 0.3 mL.min-1, and the total analysis time was 5 min. The spectra

were obtained between 200 and 600 nm; the chromatograms were processed at 220, 254,

and 365 nm. Ascorbic acid was quantified by comparison with an external standard by

74

means of five-point analytical curves (in duplicate) with concentrations ranging from 5 to

130 ppm (R2 = 0.99).

2.1.5 Total phenolic compounds determination

The total phenolic compounds content of all the extracts was quantified by means of

two different methods: the Folin-Ciocalteau colorimetric method and the chromatographic

method as described by Waterhouse (2001) and Chisté and others (2012), respectively.

For the colorimetric method, 40 µL of diluted extract (1:10 extract:solvent) was

mixed with 3.16 mL of distilled water and 200 µL of Folin-Ciocalteau reagent. After 3 min,

600 µL of sodium carbonate solution (20%) was added. After 2 h at room temperature in

the dark, the absorbance at 765 nm was read on a spectrophotometer (model SQ-2800

UV/VIS, UNICO, United Products & Instruments Inc., New Jersey, U.S.A.). The total

phenolic compounds content is expressed as mg of gallic acid equivalents (GAE).g-1 of dry

extract.

For the chromatographic method, the phenolic compounds were analyzed by HPLC-

DAD (UltiMate 3000 Standard LC, California, EUA). The phenolic compounds were

separated on an EC-C18 Poroshell column (2.7 µm, 100 x 4.6 mm) at 29 °C. The mobile

phase consisted of water:formic acid (99.5:0.5, v:v) (solvent A) and acetonitrile:formic acid

(99.5:0.5, v:v) (solvent B), employed as linear gradient from A:B 99:1 to A:B 50:50 in the

first 50 min, followed by linear gradient from A:B 50:50 to A:B 1:99 in the following 5

min, at a flow rate of 0.9 mL.min-1. The latter A:B ratio (1:99) was maintained for

additional 5 min. The spectra were obtained between 200 and 600 nm, and the

chromatograms were processed at 271, 320, and 367 nm. Phenolic compounds were

quantified by comparison with external standards, with the aid of five-point analytical

curves (in duplicate); concentrations ranged from 25 to 200 ppm for gallic acid, caffeic

acid, trans-cinnamic acid, chlorogenic acid, ellagic acid, ferulic acid, protocatechuic acid,

p-coumaric acid, 4-hydroxybenzoic acid, sinapic acid, syringic acid, apigenin, catechin,

chrysin, flavone, kaempferol, luteolin, rutin, and quercetin. For all of these compounds, R2

was equal to 0.99. The phenolic compounds content determined by HPLC-DAD is

expressed as µg.g-1 of dry extracts.

75

2.1.6 Antioxidant capacity determination

The antioxidant capacities of the extracts were determined by three assays: ABTS,

DPPH, and FRAP (RUFINO et al., 2010). For all the methods, the extracts were previously

diluted at an extract:solvent 1:10 ratio.

ABTS·+ radical cations were produced by reacting 5 mL of ABTS 7 mM stock

solution with 88 µL of potassium persulfate 140 mM and allowing the mixture to stand in

the dark at room temperature for 16 h before use. The ABTS·+ solution was diluted with

ethanol to an absorbance of 0.70 ± 0.05 at 734 nm. After addition of 30 µL of sample or

trolox standard to 3 mL of diluted ABTS·+ solution, absorbances were recorded at 6 min

after mixing.

For the DPPH method, 0.3 mL of the sample was mixed with 0.3 mL of ethanol

solution containing 1,1-diphenyl-2-picrilhidrazyl (DPPH) 0.5 mM and 2.4 mL of ethanol

(99.5%). For the control, 0.3 mL of pure solvent was used instead of the diluted extract.

The absorbance was read at 517 nm after 60 min of incubation at room temperature.

For the FRAP method, 100 µL of the sample was mixed with 3 mL of freshly

prepared FRAP reagent (2,4,6-Tris(2-piridil)-s-triazine, FeCl3, acetate buffer). The

absorbance was read at 593 nm after 30 min of incubation at 37 °C.

All the analyses were carried out in the dark, and they were read on a


New Jersey, U.S.A.). The antioxidant capacities were expressed as Trolox equivalent.

2.2 Pectin films: preparation, characterization, and stability

After extract characterization, the extracts with the best antioxidant capacities were

selected for incorporation into pectin films. Five formulations were proposed for the assays:

pectin film without additive (control), pectin film with acerola alcoholic extract, pectin film

with cashew apple alcoholic extract, pectin film with strawberry alcoholic extract, and

pectin film with a mixture of the three latter extracts.

76

2.2.1 Pectin films containing fruit extracts

Pectin-based biodegradable films were prepared by casting in two-stage contact

with calcium ion as described by Norajit and others (2010). Food grade pectin with low

degree of methylation (GENU Pectin Type LM-102 AS-BNB) was provided by CP Kelco

Brasil S/A (Limeira, São Paulo, Brazil). Pectin (2 g) was dissolved in 100 mL of distilled

water, and glycerol (1.5 g.g-1 of pectin) and calcium chloride (0.005 g.g-1 of pectin) were

added to the suspension. Then, the suspension was heated to 70 °C under stirring, until all

the solids were dissolved and a homogeneous suspension was achieved.

Then, the suspension was cooled to 40 °C and the fruit extracts were incorporated at

the concentration of 0.5 g total solids . g-1 of pectin (dry basis). A control treatment without

additives was prepared for comparison purposes.

The film-forming solution was casted on an acrylic-coated plate and dried at 40 oC

and 50% relative humidity (RH) in a B.O.D. Incubator (Model MA-415UR, Marconi,

Brazil) equipped with a control system for drying temperature and RH. After drying, 65 mL

of 2% CaCl2 solution was poured onto the dry pectin film for 30 s. Then, the film was re-

dried at 40 oC until films that could be easily removed from the plate were formed. The

films were stored in a desiccator for two days before analysis. The flowchart that presents

the film forming process is showed in the Figure A3 in Appendix A.

2.2.2 Film thickness

Film thickness was measured using a digital micrometer (Tesa Technology, Renens,

Switzerland). The thickness was measured in 10 randomly selected points on each film; an

average value was calculated.

2.2.3 Moisture content

Film samples (0.2 g) were weighed and dried at 105 oC, in an oven (Model TE-395,

Tecnal, Piracicaba, Brazil), for 24 h. The sample weight loss was determined, and the

moisture content was calculated as the percentage of water that was removed from the

system.

77

2.2.4 Color

Film color was assessed on a Hunter Lab colorimeter Ultra Scan Vis 1043 (Hunter

Lab, Reston, EUA), equipped with the CIELab scale (L*, a*, b*, and Haze) and working in

the transmittance mode; D65 illuminant and a 10° observer angle were used as reference

system. The color measurements are expressed in terms of lightness L* and the

chromaticity parameters a* and b*.

2.2.5 Light transmission and transparency

The barrier properties of pectin films against ultraviolet (UV) and visible light were

measured at selected wavelengths between 200 and 800 nm, on a UV–visible


New Jersey, U.S.A.), according to the procedure described by Fang and others (2002). Film

transparency was calculated by the Eq. (4):

�%&'�(&%)'*+ = �600- = "./ 0�600- 1 (4)

where A600 is the absorbance at 600 nm, T600 is the % transmittance at 600 nm, and x is

the film thickness in millimeters (HAN and FLOROS 1997).

2.2.6 Biocompounds content

Film samples (1 g) were mixed with 10 mL of methanol and stirred vigorously in a

shaker (model TE420, Tecnal, Sao Paulo, Brazil) with controlled temperature (25 oC) and

agitation (100 rpm) for 1 h, in a dark room. Then, the supernatant (film solution) was

analyzed. The ascorbic acid content, the total phenolic compounds content, and the

antioxidant capacity (DPPH) of the film solution were measured as described in sections

2.1.4, 2.1.5, and 2.1.6, respectively.

78

2.3 Biocompounds stability in the pectin films

The films were characterized regarding their ability to (1) incorporate the

phytochemical compounds, (2) promote sustained release of these compounds, and (3)

maintain their antioxidant capacity.

Pectin films were conditioned in closed packings and stored under controlled

temperature (25 oC), in the dark. The biocompounds stability was monitored for 90 days

and analyzed at storage days 0, 7, 20, 40, 70, and 90. The film samples were prepared

according to section 2.2; the results are expressed as percentage of biocompounds loss. For

the antioxidant capacity loss, the first-order reaction rate constants (k) and half-lives (t1/2)

were calculated according to the following equations:

)exp(0 ktCC t −= (5)

kt

2ln2/1 = (6)

where C0 is the initial antioxidant capacity, and Ct is the antioxidant capacity at the reaction

time t.

2.4 Statistical analysis

The measurements were conducted in triplicate. All the results were calculated as

mean and standard deviations. Statistical analyses were performed by ANOVA. The

statistical software SAS® (Statistical Analysis System) was used. The significance level

was set at p < 0.05.

79

3. Results and discussion

3.1 Extracts characterization

Table 1 lists the results concerning the phenolic compound, vitamin C, anthocyanin,

and carotenoids contents as well as the antioxidant activity (DPPH, FRAP, and ABTS) of

the several extracts.

Acerola contains a large amount of micronutrients; indeed, it contains the highest

values of phenolic compounds, vitamin C, and carotenoids among the fruits investigated

herein. The acerola composition shown in Table 1 agrees with data from other authors, who

have reported that acerola is one of the Brazilian fruits with the highest content of

phytochemical compounds (RIGHETTO and others 2005; MEZADRI and others 2008).

Then, the acerola aqueous and alcoholic extracts present the highest antioxidant capacity,

which is at least twice the activity verified for the other investigated fruit extracts.

The cashew apple and strawberry extracts display higher antioxidant capacity than

the pequi and papaya extracts. As far as nutritional value is concerned, the former extracts

constitute excellent sources of phenolic compounds and vitamin C. The strawberry

alcoholic extract presents higher amount of anthocyanins than the its aqueous extract.

Puértolas and others (2013) reported better extraction of anthocyanins from purple-fleshed

potato when they used 96% ethanol solution.

80

Table 1. Phenolic compounds, vitamin C, anthocyanin, and carotenoids contents and antioxidant activity of the fruit extracts.

Phenolic

compounds

(mg of GAE/g

of dry extract)

Vitamin C

(mg of AA/g

of dry extract)

Anthocyanin

(mg of

cyanidin-3-

glycoside/g of

dry extract)

Carotenoids

(µg of β

carotene/g of

dry extract)

DPPH

(mg of

Trolox/g of

dry extract)

FRAP

(mg of

Trolox/g of

dry extract)

ABTS

(mg of

Trolox/g of

dry extract)

AAE 236±1a 8.8±0.4a 3.09±0.03b 332±4a 92.4±0.3b 969.0±0.7ª 114.24±0.01ª

AWE 179±1b 6.14±0.02b 2.5±0.1c 252±9b 98.3±0.2ª 300.01±0.01b 65±2b

CAE 27.1±0.7c 1.41±0.04de - 23±5d 41.14±0.04c 163.6±0.2c 29.3±0.2c

CWE 12.30±0.06e 0.56±0.01f - - 17.00±0.06f 89.1±0.4e 16.7±0.1e

PAE 5.51±0.03fg 0.45±0.01f - 326±25a 1.56±0.03j 25.8±0.5g 1.3±0.1g

PWE 7.4±0.1f 0.36±0.01f - 278±9b 2.14±0.01i 22.5±0.1h 2.44±0.03g

PPAE 3.9±0.2g 1.38±0.01de - 336±9a 9.1±0.1h 31.0±0.2f 1.3±0.1g

PPWE 4.19±0.07g 1.14±0.01e - 108±9c 10.0±0.1g 23.2±0.8h 10.0±0.3f

SAE 18.15±0.09d 1.63±0.01cd 4.97±0.05a - 32.4±0.4d 138.1±0.2d 30.7±0.1c

SWE 19.03±0.09d 1.93±0.02c 1.8±0.6d - 24.4±0.2e 138.3±0.5d 21 ±3d

- Content below the detection limit. Different letters in the same column indicate statistically significant difference (p ≤ 0,05).

A: acerola; C: cashew apple; P: pequi; PP: papaya; S: strawberry; AE: alcoholic extract; WE: water extract.

81

Pequi, papaya, and acerola contain a large amount of carotenoids. The alcoholic

extracts of these fruits exhibit higher carotenoids content than the aqueous counterparts,

because carotenoids are soluble in less polar solvents. Although the cellular structure

protects carotenoids such as phenolic compounds, alcohol destroys this barrier more

effectively than water, thereby releasing more fruit components into the alcoholic solution

(LAPORNIK and others 2005).

Although the papaya and pequi extracts have virtually the same carotenoids content

as the acerola extracts, they contain lower vitamin C and phenolic compounds contents and

less pronounced antioxidant activity. In fact, the antioxidant capacity of fruit extracts seems

to depend on the phenolic compounds content rather than on the carotenoids content. Chisté

and others (2012) have studied carotenoids and phenolic compounds extraction from piquiá

(Caryocar villosum); these authors reported that extracts with the highest carotenoids

content do not present any antioxidant activity. Mezadri and others (2008) and Righetto and

others (2005) have stated that the antioxidant activity of a certain extract depends on the

synergistic action of the constituents of its different fractions. They also reported that

phenolic compounds and vitamin C underlie the antioxidant activity of an extract. Other

authors have also verified that vitamin C and phenols are the major contributors to the

antioxidant activity displayed by fruit extracts. These compounds can function as indicators

of the antioxidant capacity of an extract, as attested by the high correlation between these

components and the antioxidant activity obtained in all antioxidant assays (VIUDA-

MARTOS and others 2008).

Table 2 summarizes the identification and quantification of the phenolic compounds

extracted from the investigated fruits, on the basis of a chromatographic method.

Most of the assayed extracts contain rutin and catechin; strawberry AE presents the

highest concentrations of these compounds. Among the extracts, strawberry AE displays

higher concentration of phenolic compounds, besides rutin and catechin, this extract

contains ellagic acid at 1696 μg.g-1 of dry extract.

A larger number of identifiable compounds occur in the cashew apple and pequi

extracts. As for the papaya extracts, they do not contain any of the standard compounds that

were used in the chromatographic method.

82

Table 2. Identification and quantification of total phenolic compounds in the investigated fruit extracts by HPLC.

Phenolic compounds concentrations (µg.g-1 of dry extract)

Phenolic compounds Acerola Cashew apple Strawberry Pequi

WE AE WE AE WE AE WE AE

Trans-cinnamic acid - - 20.2±0.1 177±16 39±3 - - -

Ellagic acid - - - - - 1696±139 - 2.5±0.3

Gallic acid - - 55.9±0.5 221±15 - - - 113±9

p-coumaric acid - - - 72±8 - - - 20.55±0.08

Syringic acid - - - - - - - -

Catechin - 337±34 - - 173±11 925±47 25±1.51 29±4

Rutin 152±13 413±36 24±2 356±26 - 2228±187 - -

TOTAL 152 750 101 829 212 4850.55 25.84 165.19

AE: alcoholic extract; WE: water extract

83

As previously mentioned, acerola and cashew apple extracts have higher total

phenolic compounds (by colorimetric method) and vitamin C contents (Table 1). However,

the chromatographic method revealed lower concentration of phenolic compounds (Table

2), probably due to the lack of peak identification in the chromatogram. According to Nagai

et al. 2014 and Prior et al, 2005, this results can also be attributed to the intense effect of

vitamin C amount in the analysis of total phenolic compounds using Folin-Ciocalteau

reagent. This reagent also can suffer inteference of some sugars and organic acids.

Mezadri and others (2008) have detected chlorogenic acid, epigallocatechin gallate,

epicatechin, and rutin in acerola pulp, whereas Righetto and others (2005) have identified

gallic acid, catechin, caffeic acid, p-coumaric acid, syringic acid, and ferulic acid in the

pulp of this same fruit. In the present work, we have found rutin and catechin in the acerola

extracts, but not the other compounds. Broinizi and others (2007) have identified nine

phenolic acids in cashew apple pulp, including gallic, p-coumaric, and cinnamic acids, as

identified in this work. Liu and Lin (2013) have reported that the strawberry alcoholic

extract contains quercetin, p-coumaric acid, and rutin, whilst Holzwarth and others (2012)

have identified catechin, ellagic acid, and cinnamic acid in strawberry pulp, the same

compounds we have detected herein. Chisté and others (2012) have identified ellagic acid

and gallic acid in pequi pulp. Although we have not detected phenolic compounds in the

papaya extracts, Gayosso-García Sancho and others (2011) have verified that caffeic acid,

p-coumaric acid, and ferulic acid occur in this fruit. These distinct findings may stem from

different fruit ripening, pre- and post-harvest conditions, climate, soil, extraction methods,

and analytical methods (RIGHETTO and others 2005; QUEIROZ and others 2011).

Besides that, in our case we evaporated the extract at 40 °C, which may have modified the

phenolic compounds composition due to hydrolysis of the bioactive compounds.

Considering that strawberry, cashew apple, and acerola contain the highest amount

of vitamin C and phenolic compounds and display the greatest antioxidant capacity, they

were selected to be incorporated into pectin films.

84

3.2 Biodegradable films characterization

3.2.1 Film physical properties

Incorporation of the fruit extracts into pectin films did not influence the film

moisture content or thickness (Table 3).

3.2.2 Optical parameters and light transmission

Table 3 shows the color characteristics (L*, a*, and b*) and the transparency of the

five film samples. All the pectin films have transparency around 3, with no statistical

differences (p ˂ 0.05). Compared with the control film, incorporation of the extracts into

the pectin film decreases lightness slightly (lower L* values).

The film containing strawberry extract was slightly red, and it has higher a* value;

the other films exhibit a* values close to zero and are yellowish. The film containing the

mixture of extracts has the highest b* value.

85

Table 3. Thickness, moisture content, color parameters, and transparency of the prepared pectin films.

Pectin films Thickness (mm) Moisture content

(g/100 g of film)

Transparency

log (T600/x)

L* a* b*

Acerola 0.064±0.005ª 32±2a 3.2±0.1ª 93.4±0.7bc -0.27±0.02b 7.1±0.4b

Cashew apple 0.065±0.004ª 33±1ª 3.13±0.06ª 92.8±0.5c -0.06±0.01b 4.9±0.2c

Strawberry 0.066±0.006ª 31±3ª 3.18±0.04ª 88.2±0.2e 11.3±0.4ª 5.7±0.3c

Mixture of extracts 0.06±0.01ª 32±2ª 3.22±0.09ª 90.6±0.5d -0.80±0.02c 14.4±1.2a

Control 0.078±0.004ª 27±4ª 3.12±0.02ª 94.6±0.3a -0.04±0.01b 3.0±0.3d

Different letters in the same column indicate statistically significant difference (p ≤ 0,05).

86

Figure 1 depicts the light transmission properties of pectin films at selected

wavelengths lying between 200 and 800 nm. Although the films display the characteristic

color of the incorporated extract, all the five films present high light transmission in the

visible spectral region (380 to 780 nm). However, the films containing fruit extract transmit

less light than the control film. The strawberry film affords the greatest light transmission

levels; transmission between 550 and 800 nm is 100%.

Figure 1. Light transmission of pectin films.

The control film does not absorb in the ultraviolet (UV) region. Nevertheless,

enrichment of pectin films with fruit extracts increases UV light absorption (from 200 to

380 nm). The presence of double bonds and the cyclic structures of phenolic compounds

account for the ability of fruit extracts to act as UV light absorbers. Li and others (2014),

who incorporated phenolic compounds into gelatin films, have reported similar results.

Ultraviolet light absorbers, that are commonly used, are potential migrants having

limited use when applied in polymeric packaging who are directly in contact with food

(ALLEN and others 2004). Thus, natural extracts could be an interesting replacement for

these absorbers, with the advantage that they can protect both the packaging material and

its content against photooxidation.

87

Norajit and others (2010) have verified similar results regarding light properties.

These authors incorporated ginseng extract into alginate films and observed that the

resulting film transmitted less light and absorbed more UV light as compared with the

control film.

3.2.3 Biocompounds in pectin films

Table 4 shows the theoretical and measured antioxidant capacity and the retention of

this capacity in the prepared films. The theoretical value refers to the antioxidant capacity

of the extract incorporated into the film; the measured value corresponds to the antioxidant

capacity determined by spectrophotometric analyses after methanol extraction from the

film.

Table 4. Antioxidant content of pectin films.

Films DPPH (µg Trolox / g of dry material)

Theoretical Measured in Film Recovery (%)

Acerola 50±1 36±2 72.55

Cashew apple 5.83±0.07 1.67±0.05 28.69

Strawberry 11.25±0.06 5.7±0.2 50.99

Mixture 15.98±0.05 11.4±0.6 71.42

It can be observed that there were losses during film preparation. The losses may

have been caused by three steps of film formation: during the shaking and drying process

due to the oxidation process, and in the second Ca+2 cross-linking process because of the

compounds leaching.

The phytochemical composition of the films agrees well with the corresponding

extract contents. Among the prepared films, pectin films containing acerola extract and a

mixture of extracts present the greatest amount of vitamin C and phenolic compounds

(Table 5). The amount of phytochemical compounds measured in these films also agrees

with the experimental antioxidant capacity. Films bearing fruit extract have high

antioxidant capacity as a result of synergistic, antagonistic, and additive effects of the

phytochemicals present in fruits (SKIBSTED and others 2012).

88

Table 5. Phytochemical compounds content in the pectin films

Acerola Cashew

apple

Strawberry Mixture Control

Vitamin C

(mg AA/g of dry film) 16.9±0.2 0.11±0.01 0.33±0.02 3.55±0.06 -

Phenolic compounds

(mg GAE /g of dry film) 32.7±0.5 16±1 26.1±1 30±1 -

- value not determinated; below the detection limit of the method

3.2.4 Stability of biocompounds in pectin films

Figure 2 presents the percentage of phenolic compounds, vitamin C, and antioxidant

activity loss in films stored in the dark, at room temperature (25 oC), for 90 days.

Figure 2. Percentage of (A)

activity loss during 90

acerola, cashew, strawberry, and

89

Percentage of (A) phenolic compounds, (B) vitamin C, and (C) anti

activity loss during 90 days storage for the pectin films containing:

shew, strawberry, and a mixture of fruit extracts.

(B)

(C)

(A)

, (B) vitamin C, and (C) antioxidant

storage for the pectin films containing:

a mixture of fruit extracts.

90

The pectin film containing acerola extract displays the highest capacity to retain

phenolic compounds on the 90th storage day; the other films have 20% higher phenolic

compounds loss.

At the 90th storage day, the pectin film containing acerola extract, cashew apple

extract, mixture of extracts, and strawberry extract exhibit 70, 60, 45, and 35% of vitamin C

retention, respectively. Bastos and others (2009) have achieved similar results: 65% of pure

ascorbic acid retention in calcium alginate-Capsul film stored at room temperature, in the

dark, for 90 days.

According to Queiroz and others (2011) and Jang and Moon (2011) ascorbic acid is

a potential enzyme inhibitor. This could explain the higher retention of phenolic

compounds in acerola films (the extract that contains the highest amount of vitamin C)

during storage.

For all the prepared films, the phenolic compounds are less stable than vitamin C

during storage. Comparison of the molecular weight (MW) and affinity for water of the

extracted phytochemical compounds reveals that ascorbic acid has lower MW or MW

similar to (176.12 g/mol) the MW of most phenolic compounds (from 100 to 30000 g/mol)

(BRAVO 1998) (LÓPEZ-DE-DICASTILLO and others 2012). Ascorbic acid is also more

hydrophilic than phenolic compounds. The combination of pectin and calcium chloride

forms a reticulate polymer that retains water and entraps the extract compounds in the film

matrix (LEÓN and ROJAS 2007; BASTOS and others 2009; DE’NOBILI and others

2013). Hence, ascorbic acid retention in the polymeric matrix might be higher as compared

with the retention of phenolic compounds, and the latter compounds may have been more

susceptible to oxidation.

As expected, the films that lose a larger amount of phytochemical compounds

present lower antioxidant activity.

On the basis of the first-order kinetics degradation, the values of k and half-lives

(t1/2) for the antioxidant activity were calculated for each film. Half-life corresponds to the

time at which the antioxidant capacity drops by 50% with respect to time zero (DESOBRY

and others 1997). See Table 6 for the results.

91

Table 6. Kinetic parameters for the antioxidant activity degradation in pectin films.

Films k (day-1) t1/2 (days) R2

Acerola 0.007 99 0.966

Cashew apple 0.010 67 0.828

Strawberry 0.009 82 0.843

Mixture 0.012 60 0.950

Among the prepared films, the pectin films containing acerola and strawberry

extracts display longer half-life. The film containing acerola extract also presented the

highest coefficient of determination (R2). The extracts have the characteristic heterogeneity

of food systems: besides phytochemical compounds, they contain lipids, protein, and

enzymes. Therefore, chemical reactions may take place in the films during storage, which

affords degradation products that can accelerate the degradation of phytochemical

compounds.

92

4. Conclusions

Fruit extracts can potentially replace synthetic antioxidants used in the chemical, food,

and pharmaceutical industries. Among the fruit extracts tested herein, acerola, cashew apple,

and strawberry extracts have the highest content of phytochemicals with proven antioxidant

activity.

Compared with the control pectin film, the films containing incorporated fruit extracts

do not present significantly different moisture content, thickness, transparency, or light

transmission between 550 and 800 nm. On the basis of UV light absorption results, these films

are potentially applicable as packaging, because they provide both the packaging material and

its content with enhanced protection against photooxidation.

In addition, the incorporation of extracts into the pectin films affords higher antioxidant

capacity to these materials. Among the studied films, the pectin film with incorporated acerola

extract exhibits the highest antioxidant capacity retention and is a potential ingredient to

produce antioxidant films or coatings for various food applications.

5. Acknowledgements

The authors acknowledge the financial support from CAPES, CNPq (143885/2011-1

and 304475/2013-0), and FAPESP.

93

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97

CAPÍTULO 5

Active packaging films: characterization and release of

phenolic compounds to food simulant

Kaliana S. Eça*, Mariana T. C. Machado, Miriam D. Hubinger, Florencia C. Menegalli

Department of Food Engineering, School of Food Engineering, University of Campinas,


Submited to: LWT- Food Science and Technology



Fax number: 55 19 3521 4027


Zip code: 13083-862



99

Abstract

This work investigated the retention of phenolic compounds by pectin films incorporated with

fruit extract (acerola, cashew apple, papaya, pequi, or strawberry extract). Four media aided

the diffusion studies, namely gelatin gel and gelatin gel with cellulose fibers of medium size,

which served as models of solid food, and water and methanol, which acted as models of

liquid food. Incorporation of the fruit extracts into the pectin films did not affect film

properties; however, the films acquired different colors depending on the incorporated extract.

The films presented imperfections on the surface, which were probably associated with solid

particulates. In the case of the liquid food simulants, methanol extracted phenolic compounds

from the pectin films more effectively. Indeed, methanol displayed higher affinity for phenolic

compounds as compared with water. As for the solid food simulants, pectin films in contact

with the gel containing cellulose fiber of medium size retained phenolic compounds more

satisfactorily, because cellulose conferred a mechanical resistance barrier to the gelatin matrix.

Application of these active pectin films to food products could provide an alternative

antioxidant barrier: these films could promote controlled release of phenolic compounds to

foodstuff, which could protect food nutrients during storage.

Key words: Gelatin; release; diffusion kinetics; retention; partition coefficient.

100

1. Introduction

The development of films produced from natural macromolecules incorporated with

phytochemical antioxidant compounds is a current trend in the field of Food Engineering. The

highlight of this technology is the new concept of protection for food, the main function of

containment while maintaining the quality of product (flavors and nutrients, for example)

(Lopez-Rubio & Lagaron, 2011). Active packaging can interact with the food product and/or

its surroundings directly, to release functional compounds to the foodstuff when desirable

(Realini & Marcos, 2014).

Different mechanisms, such as diffusion, dissolution, and equilibrium processes,

underlie the migration of compounds from active food packaging to a food sample or simulant

(Jamshidian, Tehrany, & Desobry, 2012). Investigation of mass transfer between the active

packaging and the foodstuff helps to measure this migration.

A few literature works have dealt with liquid food simulants such as alcoholic or acetic

solutions as diffusion medium (Jamshidian et al., 2012; Mascheroni, Guillard, Nalin, Mora, &

Piergiovanni, 2010; Muriel-Galet, Cran, Bigger, Hernández-Muñoz, & Gavara, 2015; Ramos,

Beltrán, Peltzer, Valente, & Garrigós, 2014). Food products are usually complex systems

composed mainly of the food matrix, proteins, fats, and carbohydrates. The composition of

food products affects the food aroma directly and determines the release of phytochemical

compounds physically entrapped within the matrix or bound to thickening or gelling agents

present in the food matrix (Guinard & Marty, 1995). Hence, besides studying the release of

compounds to liquid food simulants, it is also relevant to evaluate solid food simulants.

Indeed, solid simulants may represent the transfer mechanisms and simulate the mass transfers

taking place inside foodstuffs more appropriately.

Addition of gelatin matrixes (which consist of a protein originating from the hydrolytic

degradation of collagen under acidic or alkaline conditions) to food is an interesting strategy to

simulate and assess mass transfer processes in food (Rose, 1986). Furthermore, it is also

possible to add macrocompounds such as carbohydrates, fibers, and lipids to the gelatin matrix

and obtain a model that simulates food structure and composition in a more realistic way.

101

In this context, this work focused on to study the release of total phenolic compounds

(which is the major functional group) from active pectin films into different food simulants

and investigated the capacity of the food matrix to retain these microcompounds in the case of

solid and liquid transfer simulation systems (two gelatine gels formulations, water, and

methanol, respectively) at room temperature. To achive this goal, the characterization the

release behavior and the calculation the release parameters as diffusion and partition

coefficients was studied.

102

2. Material and methods

2.1. Preparation of the fruit extract

Acerola (Malpighia punicifolia L.), cashew apple (Anacardium occidentale L.), papaya

(Carica Papaya L.), pequi (Caryocar brasiliense Camb.), and strawberry (Fragaria vesca)

were purchased from CEASA (Central Supply S.A., Campinas, SP, Brazil). The fruits were

screened for uniform size, maturity stage (based on skin color and firmness), and absence of

physical damage. Extraction was based on the procedure described by Roesler et al., 2007,

with some modifications. The fruits were ground and homogenized with the desired solvent

(distilled water or absolute ethanol/water 95:5 v/v) for 2 min, with the aid of a mixer. The

sample to solvent ratio (w/w) was 1:2. The homogenized extract was filtered through a

strainer, to remove rough particles. Then, the residue was re-extracted in the same conditions,

to ensure maximal recovery of compounds from the fruit material. The two extracts (obtained

from the first and second extraction procedures) amounted to approximately 400 mL. The

combined extracts were concentrated to a final volume of 150 mL in a rotary evaporator (40

°C and 700 mmHg). The entire procedure was conducted in the absence of light. The

concentrate, considered as the final product, was subjected to chemical analysis.

2.2. Preparation of pectin films incorporated with fruit extract

Pectin-based films were prepared by casting. This process involved two-stage contact

with calcium ions (Norajit et al., 2010). Food grade pectin (2 g) with low degree of

methylation (GENU Pectin Type LM-102 AS-BNB), supplied by CP Kelco Brasil S/A

(Limeira, São Paulo, Brazil), was dissolved in 100 mL of distilled water. Next, glycerol (1.5

g.g-1 of pectin) and calcium chloride (0.005 g.g-1 of pectin) were added to the suspension. The

suspension was then heated at 70 °C and stirred until all the solids were dissolved and a

homogeneous suspension was achieved.

Then, the suspension was cooled to 40 °C and the fruit extracts were incorporated at

the concentration of 0.5 g total solids . g-1 of pectin (dry basis). A control containing no fruit

extract was also prepared for comparison purposes.

103

The pectin film-forming solution was casted on an acrylic-coated plate and dried at 40 oC and 50% relative humidity (RH) inside a B.O.D Incubator (Model MA-415UR, Marconi,

Brazil). The incubator was equipped with a system that controlled the drying temperature and

the RH. After drying, 65 mL of a solution of CaCl2 at 2% was poured onto the dried pectin

film for 30 s. Re-drying at 40 oC facilitated removal of the resulting films from the plate.

Before analysis, the films were stored in desiccators for two days.

2.3. Film characterization

2.3.1. Film thickness and density

Film thickness was measured with the aid of a digital micrometer (Tesa Technology,

Renens, Switzerland). Measurements were performed at 10 randomly selected points on each

film. Then, an average value was calculated.

To obtain film density, film samples were cut into circles with a diameter of 20 mm.

Then, sample thickness was measured (three random measurements). Film density was

calculated as the ratio between the weight and the volume (thickness x area) of the film. The

experiments were accomplished in triplicate, and the data are reported as mean values.

2.3.2. Moisture content

Film samples (0.2 g) were weighed and dried at 105 °C, for 24 h, in an oven. Then,

weight loss was determined, and the moisture content was calculated as the percentage of

water removed from the system. The analysis were carried out in triplicate.

2.3.3. Water solubility

The solubility (S) values were determined according to Gontard, Guilbert, and Cuq

(1992). Film samples (20 mm in diameter) were immersed in 50 ml distilled water containing

sodium azide (0.2 g/L) at 25 °C for 24 h, under sporadic agitation. After this period, the

samples were filtered, and the papers containing any insoluble film were dried at 105 °C for

24 h. The water solubility (S) of the film was calculated using the following equation:

104

2 = �3 −�4�4 -100

(1)

where Wi and Wf are initial and insoluble dry matter, respectively.

2.3.4. Color parameters and opacity

Film color and opacity were evaluated on a Hunter Lab colorimeter (model Color

Quest II). The CIELab scale (L*, a*, b*, and Haze) and the transmittance mode was used. D65

illuminant and a 10° observer angle were used as reference system. The color measurements

were expressed in terms of lightness L* and the chromaticity parameters a* and b*. These

parameters enabled calculation of the cylindrical coordinates C* (chroma) and H* (hue angle)

according to equations (2) and (3), respectively.

( )22 *** baC += (2)

5∗ = &%*7&' 0�∗

&∗1 (3)

A film standard with color coordinates of Lo* = 97.6, ao* = - 0.03, and bo* = 1.73,

provided by Minolta, was also assessed. The total color difference (∆E*) was calculated as

follows:

∆9∗ = :(∆;∗)< + (∆>∗)< + (∆?∗)<@A/< (4)

where ∆a* = ao* - a*

, ∆b* = bo* - b*, and ∆L* = Lo

* - L*. The index 0 indicates standard values of

the white plate; L*, a*, and b* are the values measured for the samples.

2.3.5. Scanning electron microscopy (SEM)

Scanning electron microscopy (SEM) helped to examine the surface and transversal

section of the films. The samples (20 mm x 20 mm) were dried in desiccators containing silica

gel (~ 0% RH), for three weeks. Then, the dried samples were fractured with tweezers, and the

fragments were attached to a double-sided adhesive tape mounted on SEM stubs coated with

3–5 mA gold/palladium under vacuum. Next, the samples were observed under a LEO440i

105

scanning electron microscope (LEICA Electron Microscopy Ltd., Cambridge, England)

operating at 20 kV.

2.3.6. Atomic force microscopy (AFM)

The films were previously dried in desiccators containing silica gel (~ 0% RH), for

three weeks. Atomic Force Microscopy (EasyScan2 Flex, NanoSurf) aided examination of the

surface of the samples. The tapping mode was used to record the three-dimensional image of a

film surface area (50 µm x 50 µm) in each test. The image was then analyzed in terms of

average roughness (Ra: average of the absolute value of the height deviations from a mean

surface) with the aid of the software Nanosurf Easyscan 2 Demo (Park Scientific Instruments,

Suwon, Coréia).

2.3.7. Determination of total phenolic compounds

The total content of phenolic compounds in the samples was quantified by means of

the Folin-Ciocalteau colorimetric method, as described by Waterhouse (2001). To analyze the

films, first the samples (1 g) were mixed with 10 mL of methanol and vigorously stirred in a

shaker (model TE420, Tecnal, Sao Paulo, Brazil) at a temperature of 25 oC, for 1 h, under

controlled agitation (100 rpm), in the dark. The supernatant (film solution) was evaluated. As

for the gelatin gels, they were fused at 40 °C before analysis.

The colorimetric method consisted in mixing 40 µL of the sample with 3.16 mL of

distilled water and 200 µL of the Folin-Ciocalteau reagent. After 3 min, 600 µL of a solution

of sodium carbonate at 20% was added. After 2 h at room temperature and in the dark, the

absorbance at 765 nm was read in a spectrophotometer. The total phenolic content was

expressed as mg of gallic acid equivalents (GAE).g-1 of dried sample.

2.4. Kinetics of phenolic compounds release in food simulants

To study how was the release of phenolic compounds from the film matrix behaved,

four food simulants were employed, namely water and methanol, as models of liquid food, and

gel and gel containing cellulose fibers of medium size, as models of solid food.

106

2.4.1. Liquid food simulants

For the experiments involving liquid food simulants, films with surface area of 78.5

cm2 were vertically immersed in 50 mL of distilled water or methanol and stored at 20 °C,

under stirring. Aliquots of 1 mL of the liquid food simulant were removed at certain time

intervals (0, 0.2, 0.3, 0.5, 1, 1.5, 2, 3, 4, 5, and 6 h) and the total phenolic compounds were

analyzed as reported in Section 2.3.7.

2.4.2. Solid food simulants

Commercial gelatin (A type, bloom 260, Gelita South America LTDA) and

commercial gelatin added with cellulose fibers of medium size (C6288, Sigma-Aldrich) were

used as solid food simulants. The gelatin gel was prepared according to the procedure

described by Zafeiropoulou et al. (2012). The gelatin concentration was 5 g of gelatin/100 g of

water. Samples were prepared by soaking the appropriate amount of gelatin granules or gelatin

granules containing cellulose fiber of medium size (1 g/100 g of water) in distilled water at

room temperature, for about 1 h, followed by heating of the mixtures up to 60 °C under mild

agitation. Then, 3 g of each sample were transferred to cylindrical molds (diameter of 1.8 cm)

and stored at 5 °C, for 24 h. The gellatine cylinder height was around 1.5 cm. Next, the gel

(solid food simulant) was left to equilibrate in desiccators at 20 °C and 54% RH, for 24 h.

The retention of phenolic compounds by pectin films incorporated with fruit extracts

was investigated by placing the films in direct contact with the gelatin gels. To this end, film

samples in the shape of discs (surface area of 3.14 cm2) were superposed with gelatin gels

bearing a cylindrical shape. The film-gel system was conditioned in 200-mL hermetic plastic

containers filled with a supersaturated saline solution of sodium bromide, which provided a

relative humidity of 54 %. A tripod was placed over the saline solution to support the sample

containers. Figure 1 illustrates the experimental setup. All the procedures were carried out at

20 °C.

The release kinetics was investigated for 6 h. A series of 11 film-gel systems were

prepared for each fruit extract. At pre-determined time intervals (0, 0.2, 0.3, 0.5, 1, 1.5, 2, 3, 4,

5, and 6 h), the content of total phenolic compounds was evaluated in the film and in the gel

separately (section 2.3.7).

Figure 1.

The partition coefficient of the phenolic c

the amount of migrant in the food phase (

(Cp, mM.g-1) at equilibrium

according to Equation 5 (Boland, Buhr, Giannouli, & van Ruth, 2004

It was also possible to determine the percentage of retention (R%) of the

compounds with the aid of the following equation:

where Ci is the initial concentration of the phenolic compound in the polymeric matrix.

2.4.2.1. Calculation of diffusion

The apparent diffusion coefficients (D) of the phenolic compounds in the films were

determined from the data obtained by using the relationship derived from Fick’s law for a

plane sheet in solution (Crank,

considerations related to the film and the food simul

compounds released from the pectin film was the same as the amount of phenolic

that diffused to the food simulant

107

1. Film-gel system used in the release study.

The partition coefficient of the phenolic compounds was defined as the ratio between

the amount of migrant in the food phase (Cs, mM.g-1) and its amount in the polymeric material

(when it was not observed any significative mass difference)

Boland, Buhr, Giannouli, & van Ruth, 2004)

C = ��(

It was also possible to determine the percentage of retention (R%) of the

with the aid of the following equation:

D% ��(

�E-100

is the initial concentration of the phenolic compound in the polymeric matrix.

. Calculation of diffusion of phenolic compounds



plane sheet in solution (Crank, 1975). Therefore, it was necessary to make some

considerations related to the film and the food simulant: (1) The amount of phenolic

released from the pectin film was the same as the amount of phenolic

that diffused to the food simulant; the initial concentration of phenolics in the food simulant

ompounds was defined as the ratio between

) and its amount in the polymeric material

(when it was not observed any significative mass difference),

(5)

It was also possible to determine the percentage of retention (R%) of the phenolic

(6)

is the initial concentration of the phenolic compound in the polymeric matrix.



1975). Therefore, it was necessary to make some

ant: (1) The amount of phenolic

released from the pectin film was the same as the amount of phenolic compounds

; the initial concentration of phenolics in the food simulant

108

was zero. (2) There was no concentration gradient for phenolic compounds in the food

simulant, and the partition and diffusion coefficients were constant. (3) The volume of food

simulant was much larger than the volume of the film. These three considerations allowed

using of Equation 7, which is based on Fick’s second law.

�F�G = 1 −

8IJK

1(2' + 1)J

G

MN�)-(O− (2' + 1)JIJ7/4"JQ (7)

where �F is the amount of phenolic compounds diffused (µg) at time t (s), �G is the amount

of phenolic compounds diffused (µg) at equilibrium, l is the film or gel thickness, D is the

diffusion coefficient (m2.s-1), and t (s) is time.

2.5. Statistical analysis

Statistical analysis was performed by an analysis of variance (ANOVA) and Tukey test

at 5% of significance. The software Minitab (16 Statistical Software) was employed. The

analysis were carried out in triplicate.

.

109

3. Results and discussion

3.1. Characterization of the films

Table 1 lists the thickness, density, solubility, and moisture content of five pectin film

samples incorporated with fruit extracts and of the control pectin film. Incorporation of

different fruit extracts into the pectin films did not alter (no statistical significant differences,

p < 0.05) the thickness or the water solubility values. The samples did not differ in terms of

moisture content (p < 0.05), either, except for the pectin film incorporated with pequi extract,

which presented lower moisture content. The similarities between the films could result from

the high affinity of the film components (pectin, fruit extracts, and glycerol) for water. Among

the investigated films, the pectin film incorporated with pequi extract displayed the highest

density, whereas the pectin films incorporated with strawberry and cashew extracts exhibited

the smallest density.

The desired film solubility will depend on film application or intended use. Therefore,

it is possible to tailor the solubility of films incorporated with fruit extracts so that they can (1)

offer adequate food protection when water activity is high, (2) avoid exudation of processed

fruits and vegetables when the film must come into contact with water during coated food

processing (Gontard et al., 1992), and (3) provide adequate film dissolution upon their direct

application in the product or when the intention is to remove the film with washing.

110

Table 1. Thickness, density, solubility, and moisture content of pectin films incorporated with

different fruit extracts.

Films Thickness (cm) Density (g/cm3) Moisture (%) Solubility (%)

Control 0.042±0.005 a 0.86±0.01ab 27±1 a 50±1a

Acerola 0.043±0.005 a 0.85±0.03ab 27.69±1 a 51±9a

Cashew apple 0.047±0.006 a 0.81±0.01b 25.81±0.04 a 44±12 a

Papaya 0.045±0.004 a 0.84±0.01ab 26.1±0.5 a 45±7 a

Strawberry 0.042±0.007 a 0.81±0.03b 26.4±0.3 a 51±2 a

Pequi 0.046±0.004 a 0.90±0.03a 20.2±0.8 b 45±6 a

Different letters in the same column indicate statistically significant difference (p ≤ 0.05)

Table 2 summarizes the lightness, total color difference, chroma, hue angle, and

opacity of pectin films incorporated with different fruit extracts and of the control pectin film.

These results give an idea of the visual aspect of the developed materials.

Table 2. Color parameters and opacity of films.

Control Pequi Papaya Strawberry Acerola Cashew apple

L 94.6±0.2a 92.2±0.6d 93.9±0.5ab 88.2±0.2e 93.3±0.8bc 92.9±0.4cd

∆E* 3.3±0.5c 9±2c 5±1c 14.9±0.5a 9±3bc 6.1±0.9bc

Croma 3.1± 0.5a 8±2b 4±1a 12.7±0.4c 9±3b 5.2±0.8a

Hue 90.67±0.06c 92±1a 92.6±0.9bc 26.5±0.6d 92.3±0.1ab 90.7±0.1c

Opacity 2.1±0.3d 6.8±0.6a 6.5±0.6c 4.9±0.6b 3.6±0.3c 6.17±0.08a

Different letters in the same line indicate statistically significant difference (p ≤ 0.05)

Incorporation of fruit extracts into the pectin films affected the color variables

markedly. In general, the color of the films matched the characteristic color of each extract.

Films containing fruit extracts presented lower lightness (lower L*), higher color parameters

(higher ∆E* and Hue angle), higher saturation (higher chroma), and slightly higher opacity

than the control pectin film.

Optical properties play an important role in product marketing, because packaging

exposes the products to the consumer (Marsh & Bugusu, 2007). Colored films have limited

111

applications as food packaging because they hide product visualization. On the other hand,

colored films could find use in situations when color is irrelevant or may even have additional

usefulness, as in the case of products that are sensitive to light radiation. Some works have

reported that films containing phenolic compounds, as is the case of films incorporated with

fruit extracts, can avoid photooxidation (Krikor, Tarrago, & Jansen, 2012; Salgado, Molina

Ortiz, Petruccelli, & Mauri, 2010).

Figure 2 brings the scanning electron microscopy images of the surface and transversal

section of the prepared films. Pectin films incorporated with fruit extract presented

homogeneous surface with some imperfections. These imperfections can be associated with

solid particulates present in the fruit extracts. The control pectin film displayed a more

homogeneous and uniform surface. In relation to the transversal section, the control film and

the film incorporated with papaya extract exhibited dense and homogeneous structure,

whereas the other films presented discontinuities with small cracks. The film incorporated

with pequi extract displayed many irregularities and a larger number of cracks, which

probably resulted from the separation of lipids, present in high amounts in this fruit (26.3%)

(Machado, Mello, & Hubinger, 2013). Jimenez et al. (2010) reported similar findings when

they added different fatty acids to hydroxypropyl-methylcellulose films. According to the

latter authors, water evaporation during film drying modified the lipid aggregates, which

affected the surface and internal structure of the film (Figure 2).

Figure 3 depicts the surface topography and the average roughness (Ra) of the prepared

films as evaluated by atomic force microscopy. Addition of fruit extracts to pectin films

slightly increased film roughness, because it elicited irregularities on the film surface. These

structural characteristics were directly related to the presence of macronutrients in the fruit

extracts (starch, protein, lipids, and fiber). These irregularities were more pronounced in pectin

films incorporated with acerola and pequi extracts, which also had higher roughness. This

effect may have prompted the macronutrients to interact with the pectin polymer and increase

the polymer chain, resulting in higher roughness values.

112

(A) (B) (C)

(D) (E) (F)

Figure 2. Scanning electron micrographs of the surface and cross-section of the prepared pectin films: (A) Control pectin film and

pectin film incorporated with (B) acerola, (C) cashew apple, (D) papaya, (E) strawberry, and (F) pequi extract.

113

Ra (nm) = 11,50±1,79c (A) Ra (nm) = 23,08±1,82ª (B) Ra (nm) = 12,78±1,28c (C)

Ra (nm) = 15,90±3,38bc (D) Ra (nm) = 13,60±4,00c (E) Ra (nm) = 19,93±2,89ab (F)

Figure 3. Atomic force micrographs and surface roughness of the prepared pectin films: (A) Control pectin film and pectin film

incorporated with (B) acerola, (C) cashew apple, (D) papaya, (E) strawberry, and (F) pequi extract.

3.2. Release study

Figure 4 illustrates the release kinetics of

incorporated with fruit extracts for two different liquid food simulants (water and methanol).

Figure 4. Release kinetics of phenolic compounds

and (B) methanol, in the case of pectin

papaya; strawberry and

114

trates the release kinetics of phenolic compounds from pectin films


(A)

(B)

Release kinetics of phenolic compounds into the liquid food simulant

in the case of pectin films incorporated with acelora; cashew apple;

papaya; strawberry and ӿ pequi.

from pectin films


liquid food simulants, (A) water

with acelora; cashew apple;

115

Comparison of the two liquid food simulants revealed that methanol extracted phenolic

compounds from the film matrix more effectively because this solvent had more affinity for

the phenolic compounds. Jamshidian et al. (2012) reported similar results for the diffusion of

phenolic compounds in ethanolic food simulants. The pectin film containing acerola extract

did not stabilize during the 6 h of the study in any of the liquid food simulants. However, for

the pectin films incorporated with strawberry, pequi, and papaya extracts, the migration of

phenolic compounds to water diminished after only approximately 1 h of experiment. In the

case of methanol as food simulant, mass transfer increased until 2 h of experiment. In water,

the content of total phenolic compounds augmented at a faster rate than in methanol. This is

because water partially dissolved the pectin films. On the other hand, the final content of total

phenolic compounds was higher in methanol, mainly because phenolic compounds interacted

with the latter solvent more strongly than with water.

Solvent polarity underlies the extraction process. The phenolic compounds present in

the fruit extracts employed in this work usually have more affinity for solvents like light

alcohols than for water, which agreed with the results published in a previous work about

phytochemical extraction (third chapter). Therefore, extraction of a higher amount of phenolic

compounds from the pectin film matrix to methanol was expected. This mass tranfer may also

have resulted from solubilization of the pectin films in the latter solvent.

Liquid food simulants like water and methanol satisfactorily mimic aqueous and

alcoholic foodstuffs such as milk, juice, and alcoholic drinks. To mimic solid foodstuffs,

which display a more complex structure, a solid food simulant like a gel is necessary.

Figure 5 represents the release kinetics of phenolic compounds from pectin films

incorporated with fruit extracts to solid food simulants (gel or gel with cellulose). In general,

compound release from the films comprised three stages: (1) Fast release of phenolic

compounds in the initial period (within the first 30 min), giving rise to a sharp decline in the

kinetic curve. (2) Slower release of phenolic compounds, producing a less declined curve. (3)

Establishment of equilibrium, affording a flat curve. The overall curve behavior showed that

diffusion governed mass transfer (Jamshidian et al., 2012).

The curves constructed for solid food simulants with and without cellulose showed that

the curves relative to the films placed in contact with food simulant containing cellulose

decayed less sharply. Incorporation of cellulose in the gel composition must have directly

116

affected the transfer of phenolic compounds from the film to the gel, because the cellulose

fibers must have conferred the gel with higher tortusity resistance. The content of phenolic

compounds absorbed by the food simulants agreed with the quantity of phenolic compounds

released by the films.

Table 3 depicts data on the retention of phenolic compounds and on the partition

coefficient of pectin films containing different fruit extracts, at the end of the release kinetics

experiment. Of the two investigated solid food simulants, the gel added with cellulose (food

simulant 2) retained the largest amount of phenolic compounds, confirming that cellulose

made the gel more resistant to phenolic compounds transfer as compared with food simulant 1

(gel without cellulose).

Table 3. Percentage of phenolic compounds retention and partition coefficient of pectin films

containing different fruit extracts at the end of the release kinetics experiment.

Retention (%) Partition coeficiente (K)

Films Food simulant 1 Food simulant 2 Food simulant 1 Food simulant 2

Acerola 38.87 44.83 0.13 0.11

Cashew apple 38.59 43.57 0.15 0.09

Papaya 40.05 40.73 0.30 0.21

Strawberry 40.15 43.58 0.12 0.09

Pequi 40.93 45.46 0.26 0.18

Comparison of food simulants 1 and 2 demonstrated that the percentage of retention

was higher for the samples placed in contact with simulant 2, as expected. The retention

results agreed with the partition coefficient data. The cellulose fibers added to the gelatin

matrix represented a barrier to the mass transfer of phenolic compounds. On the basis of these

results, cellulose promotes more controlled transfer of phytochemical compounds between

pectin films incorporated with fruit extracts (composed by nutrients and macromolecules) and

food products.

Figure 5. Release kinetics of phenolic compounds

gel and (2) gel with cellulose. Content of phenolic compounds

117

(A)

(C)

phenolic compounds from pectin films incorporated with fruit extracts to solid food simulants: (1)

phenolic compounds content in (A) and (B) pectin film and (C) and (D) food simulant

gels.

(B)

(D)

from pectin films incorporated with fruit extracts to solid food simulants: (1)

content in (A) and (B) pectin film and (C) and (D) food simulant

118

The similarities among the components of the active pectin films incorporated with

different fruit extracts explained why all the analyzed equilibrium properties varied only

slightly, as observed previously (Table 3). The consequence was that the retention percentages

and the partition coefficients of the films in contact with the same food simulant were close.

Table 4 presents the diffusivity coefficients of phenolic compounds in pectin films

incorporated with different fruit extracts and in solid food simulants, obtained by keeping the

films in contact with the gelatin gels. Although the hypothesis adopted in this work, that the

diffusion in food simulant was negligible, this determination was calculated just to evaluate if

this assumption is valid.

Table 4. Diffusivity coefficients (m2.s-1) of phenolic compounds in pectin films incorporated

with different fruit extracts and in solid food simulants.

System 1 System 2

Film

D1 (10-16 m2.s-1) R2(%) D2 (10 -16m2.s-1) R2(%)

Acerola 9.56 90.0 6.91 74.0

Cashew 3.68 79.7 2.59 89.4

Papaya 1.40 90.8 6.04 95.5

Strawberry 19.39 88.9 2.59 97.9

Pequi 15.91 77.2 3.42 97.2

Solid food simulant

D1 (10-10 m2.s-1) R2(%) D2 (10 -10m2.s-1) R2 (%)

Acerola 4.14 82.0 0.41 87.1

Cashew 2.51 81.8 4.97 79.5

Papaya 4.97 78.2 0.55 73.7

Strawberry 4.14 88.7 2.00 73.6

Pequi 4.14 73.2 4.14 77.3

System 1 – film in contact with solid food simulant 1 (gel without cellulose). System 2 - film

in contact with solid food simulant 2 (gel with cellulose).

D and K coefficients (Table 3 and 4) are good criteria to evaluate the release of

phenolic compounds from bioactive films. The different values of D and K obtained for the

119

various films were due to the composition of each fruit extract in terms of phenolic

compounds. Indeed, the extracts contained phenolic compounds of different molecular mass

and solubility, which culminated in distinct diffusion rates within the film matrix. Ramos et al.

(2014) explained that compounds diffuse according to their physical and chemical properties.

These authors stated that k depends on the polarity and solubility of the migrating compounds

and of the food simulant, and that the mobility of migrants, determined by their size and

geometry, governs the diffusion rate.

Table 4 shows that the gels without cellulose yielded the highest values of diffusivity

coefficients for almost all fruit extracts. The higher resistance caused by incorporation of

cellulose into gelatin gels decreased the diffusion of phenolic compounds within the matrix.

Phenolic compounds had considerably different diffusivity coefficients in pectin films

and solid food simulants, as expected. Min et al. (2007) studied the diffusion of thiocyanate

and hypothiocyanite components from whey protein films to salmon. They reported that the

diffusivity coefficient of the compound in the food simulant must be 250 times greater than

the diffusivity coefficient of the compound in the film if one wishes to obtain valid D

coefficients using the assumptions of Equation 7. In the present work, it is possible to assume

this assumption—diffusion of phenolic compounds in the solid food simulant is negligible, so

the diffusion of phenolic compounds in the film controls the migration process.

Taken together, the present results indicated that a considerable quantity of phenolic

compounds remained in the film matrix and could act as active agents in these materials.

Hence, the prepared pectin films could find application as antioxidant films in food packaging,

thereby retarding oxidation processes and extending the shelf-life of food products.

120

4. Conclusion

The active pectin films incorporated with fruit extracts prepared herein did not differ

considerably in terms of their properties (thickness and water solubility), because their

components were similar. Surface and transversal microscopy images corroborated the

similarities among films incorporated with fruit extract. They presented some imperfections

while the control pectin film displayed a more homogeneous and uniform surface.

As food simulant, methanol extracted a higher amount of phenolic compounds than

water. Indeed, methanol presented higher affinity for these compounds.

Concerning solid food simulants, the same simulant yielded similar capacities of

phenolic compounds retention regardless of the pectin film matrix. The gel matrix added with

cellulose posed significant resistance to mass transfer. Therefore, in a real food product

(complex matrix), the presence of cellulose fibers should lead to slower and more controlled

release of active compounds from packaging films.

The study developed in this paper provided a good ideia about the mechanism of

phenolic compounds release from pectin films to different food simulants. The present results

should encourage the accomplishment of complementary investigations into real foods and

antioxidant films, which shall aid better understanding of phenolic compounds release in real

conditions.

Pectin films incorporated with fruit extract are a good option of antioxidant film: they

have different rates of phenolic compounds release depending on the composition of the

extract. The phenolic compounds in these films could serve as nutritional complementation

and, due to their present low diffusivity coefficient, these phenolic compounds could protect

food products against degradation

5. Acknowledgements

The authors acknowledge the financial support from the CAPES, CNPQ and FAPESP.

121

5. References

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123

CAPÍTULO 6

Aplicação de coberturas aditivadas com extratos bioativos,

antes da secagem, para preservação dos nutrientes do kiwi

Kaliana S. Eça*, Loyane Jorge, Florencia C. Menegalli

Department of Food Engineering, School of Food Engineering, University of Campinas

(UNICAMP).

Será submetido a Journal of Food Engineering



Fax number: 55 19 3521 4027


Zip code: 13083-862



125

Resumo:

O presente trabalho propõe aplicar coberturas aditivadas de compostos antioxidantes a fatias

de kiwi (Actinidia deliciosa), antes da secagem, a fim de investigar seus efeitos sobre a

cinética de secagem, as características físicas e nutricionais, além de avaliar seu efeito protetor

ao longo do período de armazenamento (31 dias). Das sete formulações propostas, quatro

foram incorporadas de extratos de frutas (acerola, caju, morango e a mistura dos extratos),

uma de compostos puros (ácido ascórbico e cítrico) e duas foram utilizadas como controle

(fruta com e sem revestimento). Estudos de isotermas de sorção (30 °C, 50 °C e 60 oC) e das

curvas das cinéticas de secagem (50 °C e 60 oC) foram realizados. Estes dados foram ajustados

pelo modelo de GAB e pelo modelo empírico de Page, respectivamente. Os produtos obtidos

foram avaliados pela determinação da concentração e retenção de compostos fitoquímicos

(vitamina C e compostos fenólicos) e atividade antioxidante (DPPH). A variação da

composição entre as formulações apresentou pouca influência sobre os resultados obtidos para

a isoterma de sorção (principalmente para 30 oC) e para as todos os estudos de cinéticas de

secagem. Maiores taxas decrescentes de secagem foram obtidas nas secagens a 60 oC. O

modelo de Page ajustou bem os dados experimentais, obtendo coeficientes de determinação

próximos de 1. A aplicação da cobertura de pectina exerceu uma influência sobre a

preservação dos compostos termosensíveis durante a secagem. A formulação incorporada com

os compostos puros, assim como, a com o extrato de acerola se destacaram como as de melhor

desempenho, pois além de protegerem durante a secagem, conferiram nutrientes ao kiwi.

Logo, pode-se dizer que se trata de um método promissor para preservação de frutas tanto

durante o processo de secagem como ao longo do período de armazenamento, devido ao seu

elevado efeito protetor contra processos oxidativos.

Palavras-chaves: Secagem, kiwi, difusividade efetiva, compostos fitoquímicos.

126

1. Introdução

Os benefícios resultantes do consumo de frutas são atribuídos ao grande número de

compostos com atividades biológicas presentes nestes alimentos. Dentre suas principais

funções temos a capacidade antioxidante, que está relacionada à proteção das proteínas, dos

lipídeos e do DNA contra danos oxidativos (LIU, 2003). Dentre os compostos fitoquímicos, a

vitamina C, os compostos fenólicos e os carotenoides são os principais nutrientes com

capacidade antioxidante presentes nas frutas (PERALES et al., 2008). Algumas funções destes

compostos são: a redução do risco de várias doenças cardiovasculares e neurodegenerativas,

pela ingestão de vitamina C, a prevenção de alguns tipos de câncer e doenças inflamatórias,

pela ação de compostos fenólicos, (HARRISON et al., 2009) e o retardamento da degeneração

muscular, pelo consumo de carotenoides (SCALBERT & WILLIAMSON, 2000; DALY et al.,

2010).

O kiwi (Actinidia deliciosa) é uma importante fonte de vitaminas, minerais (P, K, Ca,

Mg), fibras dietéticas, compostos fenólicos e componentes aromáticos (principalmente ésteres,

álcoois, aldeídos, e cetonas) (PATTERSON & BURNS, 1983). No entanto, seu elevado

conteúdo de água faz com que seja muito perecível, o que dificulta seu comércio in natura.

Além disso, a distância entre o mercado produtor e consumidor, a sazonalidade da produção, o

armazenamento e o transporte frigorificado representam alto custo e geram perdas

significativas na qualidade nutricional, como de vitamina C e outros fitoquímicos (LIN &

ZHAO, 2007). Por estas razões, o processamento torna-se uma boa alternativa para resolver

estes inconvenientes.

Pesquisas focadas em técnicas que preservem as características nutricionais e

sensoriais do alimento são de grande interesse para a tecnologia de alimentos. Um método

clássico de preservação de frutas é a secagem por ar aquecido, que apresenta como vantagens

o prolongamento da vida de prateleira, a facilidade no transporte, na comercialização e no

armazenamento devido à redução do volume, além de conferir ao produto uma maior

estabilidade. Por outro lado, as temperaturas de secagem nem sempre são suficientes para

inativar os processos de oxidação que acarretam em alterações de cor ou perda de nutrientes.

Como resultado das perdas de nutrientes, temos: a oxidação de termosensíveis durante o

127

processamento, o que tem por consequência a redução do valor nutricional do alimento

(MASKAN, 2001; RAMESH et al., 2001; SHI, LE MAGUER et al., 1999).

Uma alternativa para minimizar estes efeitos indesejáveis é a aplicação de coberturas

comestíveis de biopolímeros, previamente ao processo de secagem. Em estudo prévio foi

avaliada a influência da aplicação de coberturas de pectina de baixa metoxilação a caqui e figo

e ficou comprovado que estas foram efetivas na retenção de nutrientes da fruta, uma vez que

diminuem o contato da mesma com o oxigênio do ar durante o processo de secagem, devido à

sua baixa permeabilidade a este gás (EIK, 2008).

Um aperfeiçoamento do trabalho precedente seria a utilização de coberturas aditivadas

de agentes antioxidantes aplicados a frutas secas, alternativa já estudada para preservação de

produtos frescos e minimamente processados (ROJAS-GRAU et al., 2006; ROJAS-GRAU et

al., 2007a; ROJAS-GRAU et al., 2007b). A adição das coberturas contendo agentes

antioxidantes resultou na inibição de processos de escurecimento, diminuição dos danos

causados às frutas, e manutenção da integridade estrutural, o que proporciona a extensão da

vida de prateleira do produto.

Sabendo-se das vantagens conferidas pela adição dos compostos bioativos às

coberturas, propõem-se aplicá-las ao kiwi, antes da secagem, e investigar seus efeitos sobre a

cinética de secagem e sobre as características físicas e nutricionais do produto seco.

128

2. Material e métodos

2.1. Material

A fruta utilizada no estudo foi o kiwi (Actinidia deliciosa) e sua seleção foi realizada

de acordo com tamanho, cor, formato e firmeza para a obtenção de maior uniformidade das

amostras, sendo escolhidas as que apresentaram uma textura mais firme, grau de maturação de

vez e sem injúrias.

As coberturas utilizadas no estudo foram à base de pectina de baixo grau de

metoxilação (GENU Pectin Type LM-102 AS-BNB), adicionadas ou não de compostos

antioxidantes. A fonte de íons foi o cloreto de cálcio hidratado (grau farmacêutico USP), o

plastificante utilizado foi o glicerol e os compostos antioxidantes foram os extratos de acerola,

caju e morango, além de ácido ascórbico e cítrico para nível de comparação.

2.2. Métodos

Os ensaios foram divididos em três etapas. Na primeira etapa foram realizadas a

caracterização físico-química da matéria-prima, preparação dos extratos e coberturas, os

processos de secagem e os estudos das isotermas de sorção. Na segunda etapa focou-se na

avaliação dos produtos obtidos (kiwis secos) para as duas temperaturas de processo estudadas.

Esses foram avaliados quanto aos parâmetros de cor, concentração de fitoquímicos (vitamina

C e compostos fenólicos) e atividade antioxidante. Finalmente, na terceira etapa, foi realizado

o estudo da estabilidade por teste acelerado para as amostras de kiwi seco, analisando

umidade, cor, propriedades mecânicas, compostos fenólicos, vitamina C e atividade

antioxidante durante o armazenamento (31 dias). Todas as etapas realizadas estão apresentadas

de forma esquemática na Figura 1.

1a Etapa:

2a Etapa:

3a Etapa:

Figura 1

129

Figura 1. Etapas do processo experimental.

130

2.2.1. Obtenção dos extratos

As frutas (acerola, caju e morango) utilizadas para obtenção dos extratos foram

adquiridas da Central de Abastecimento SA (CEASA, Campinas, SP, Brasil). Primeiramente,

as frutas foram lavadas em água corrente para a remoção das maiores sujidades e em seguida,

elas foram imersas em uma solução de ácido peracético Tsunami 100® (Ecolab Química Ltda,

São Paulo, Brasil) na concentração de 533 ppm por um período de 3 minutos para a

sanitização das mesmas.

O método de extração foi efetuado de acordo com Roesler et al. (2007), com algumas

modificações. As frutas foram homogeneizadas durante 2 minutos utilizando um liquidificador

comercial (Modelo LT-2,0 Super Bar, Skymsen, Santa Catarina-Brasil) com o solvente (etanol

absoluto:água, 95:5 v/v). Todo o processo ocorreu a temperatura ambiente e protegido da luz

para evitar a degradação de nutrientes por oxidação. A razão utilizada para a extração foi de

1:2 (m/m), fruta : solvente.

O extrato obtido foi filtrado utilizando uma peneira de telas de 80 mesh para remoção

de partículas de grandes dimensões, em seguida, o resíduo retido foi re-extraído sob as

mesmas condições experimentais, com a finalidade de obter a máxima recuperação de

compostos. Os extratos límpidos obtidos nas duas extrações foram misturados e

consequentemente concentrados 3 vezes em um evaporador rotativo. O processo de

concentração ocorreu protegido da luz, a 40° C e a pressão de 700 mm Hg. Os extratos foram

armazenados em vidros âmbar, sobre refrigeração (-18 °C) até sua utilização.

2.2.2. Elaboração das coberturas e formulações estudadas

A cobertura foi preparada com pectina de baixa metoxilação dispersa em água

destilada (2 g de pectina/100 ml água destilada). Para obtenção da suspensão foi utilizado um

agitador mecânico de duas hélices (Fitasom, Brasil) até que a pectina estivesse totalmente

dissolvida e a suspensão estivesse homogênea. Esta foi aquecida até a temperatura de 70 °C

sob agitação constante (500 rpm), e a seguir o glicerol foi adicionado como plastificante (1,5 g

glicerol/g pectina), mantendo constante a agitação por 15 minutos. Uma solução de cloreto de

cálcio 1% (agente de crosslinking) foi adicionada à suspensão por gotejamento para que a

formação do gel de pectina se completasse (0,005g CaCl2/g pectina).

131

A suspensão de pectina foi resfriada e os aditivos antioxidantes foram incorporados à

mistura (0,5 g sólidos totais/g pectina). A temperatura de 40 oC foi selecionada como

adequada para adição dos aditivos antioxidantes, visto que estes são classificados como

compostos termosensíveis, sendo assim condições mais brandas são recomendadas para evitar

a degradação de nutrientes. A mistura foi agitada por um período de 10 min para garantir a

completa homogeneização da formulação.

Todo o processo de formulação das coberturas e a adição de aditivos antioxidantes foi

baseada na metodologia utilizada por Rojas-Grau et al. (2007). As concentrações dos

componentes foram fixas e a diferença entre a formulações, é baseada no tipo de aditivo

adicionado. Foram propostas sete formulações conforme apresentadas na Tabela 1.

Tabela 1. Formulações das coberturas de pectina

Formulações Biopolímero Plastificante Íon Aditivo

F1 - - - -

F2 Pectina Glicerol Cloreto de cálcio -

F3 Pectina Glicerol Cloreto de cálcio Ác. Ascórbico+Ác. Cítrico

F4 Pectina Glicerol Cloreto de cálcio Extrato de Caju

F5 Pectina Glicerol Cloreto de cálcio Extrato de Morango

F6 Pectina Glicerol Cloreto de cálcio Extrato de Acerola

F7 Pectina Glicerol Cloreto de cálcio Mix dos Extratos

F1- kiwi sem cobertura; F2 – kiwi com cobertura (formulação controle); F3, F4, F5, F6 e F7 – kiwi com coberturas

incorporadas de antioxidantes.

2.2.3. Preparação dos kiwis e aplicação das coberturas

Para obtenção das fatias de kiwi, os mesmos passaram pelo mesmo processo de

higienização e sanitização descrito para as frutas utilizadas para obtenção dos extratos (item

2.2.1). Em seguida, os kiwis foram descascados e fatiados no sentido transversal ao eixo

longitudinal da fruta. A espessura das fatias foi pré-estabelecida em 5,0±0,5 mm e as mesmas

foram selecionadas de acordo com a semelhança entre os diâmetros das fatias.

132

As diferentes formulação de coberturas foram aplicadas sobre as fatias de kiwi por um

processo de imersão das mesmas, na solução formadora de cobertura por 60 segundos. Em

seguida, as fatias recobertas foram drenadas à temperatura ambiente em grades plásticas a fim

de remover o excesso de cobertura e consequentemente estas foram imersas em uma solução

de cloreto de cálcio (2%) por 30 segundos, para formação do crosslinking necessário para

obtenção de um gel mais rígido na superfície da fruta. Finalmente, as fatias recobertas foram

imersas em água destilada por 10 segundos, para retirar o excesso de sal aderido à cobertura.

A secagem das coberturas foi feita com ajuda de uma câmara incubadora (Modelo MA-

415UR, Marconi) à temperatura de 23°C e umidade relativa de 55%. Uma formulação com as

fatias frescas sem cobertura foi utilizada como controle.

2.2.4. Isotermas de sorção

Isotermas de sorção de água foram determinadas utilizando o método gravimétrico

estático descrito por Jowitt et al. (1987) com soluções aquosas saturadas de sais que

proporcionam umidades relativas na faixa de 5,6 % a 84 %. Os sete sais utilizados para

preparação das soluções salinas utilizadas nas isotermas de sorção estão apresentados na

Tabela 2 com suas respectivas umidades relativas referentes as temperaturas de processo (30,

50 e 60 ºC) as quais estes foram submetidos.

Tabela 2. Umidades relativas das soluções salinas utilizadas para a isoterma sorção nas

temperaturas de 30, 50 e 60 ºC.

Umidades relativas

Sais 30 oC 50 oC 60 oC

KOH 7,38 5,94 5,58

LiCl 7,58 11,16 11,03

MgCl2 32,44 30,44 29,26

NaBr 56,03 51,95 49,66

KI 68,86 65,26 48,02

NaCl 75,09 74,52 74,50

KCl 84,34 81,20 80,25

133

Para cada solução salina, foram preparadas amostras em triplicata para as sete

formulações propostas (conforme Tabela 1) com a finalidade de observar a influência da

composição das formulações nas umidades de equilíbrio geradas. As fatias utilizadas possuíam

a espessura de 5,0±0,5 mm e diâmetro de 2,0±0,5 cm. As amostras foram pesadas em

recipientes plásticos e os mesmos foram então acondicionados em potes herméticos de vidro

previamente preenchidos com as soluções sobre tripés, para que não houvesse contato direto

das soluções salinas com as amostras. Todo material utilizado foi limpo com uma solução de

formaldeído para evitar a contaminação das amostras.

Os potes com as soluções salinas e as amostras, foram armazenados em estufa com

circulação forçada de ar e temperatura controlada. As amostras foram pesadas em intervalos

regulares de tempo até atingirem peso constante (cerca de 4 semanas). Após estabelecido o

equilíbrio, as amostras foram secas em estufa a vácuo a 70 ºC para determinação da umidade

de equilíbrio correspondente a cada sal estudado. Desta forma foram obtidas as curvas que

correlacionam a umidade de equilíbrio da amostra com a atividade de água do ambiente onde

as amostras permaneceram até atingir o equilíbrio. A umidade de equilíbrio determinada para

cada uma das temperaturas foi o resultado da média aritmética de três amostras.

Os dados experimentais obtidos foram ajustados pelo modelo de GAB para isotermas

de sorção segundo a Equação 1.

RS = R��TUVCTUV&WX(1 − CTUV&W)(1 − CTUV&W + �TUVCTUV&W)Y

Equação 1

Onde, CGAB e KGAB são as constantes de adsorção relacionadas com as interações

energéticas entre as moléculas da monocamada e as subsequentes em um dado sítio de sorção,

Xe é umidade de equilíbrio expressa em base seca (g água/g sólidos secos), Xm é conteúdo de

umidade na monocamada molecular (g água/g sólidos secos) e aw é a atividade de água.

Os parâmetros destes modelos foram determinados através do software estatístico

Statistica 8.0 (Statsoft Inc. Tulsa, OK, EUA). Os critérios de escolha dos melhores ajustes

foi o coeficiente de determinação (R2).

2.2.5. Secagem

134

As fatias de kiwi, previamente preparadas conforme as formulações propostas, foram

dispostas em bandejas para secagem no sentido paralelo ao escoamento do fluxo de ar. Para

todos os processos de secagem foram utilizadas fatias sem revestimento (formulação F1) como

controle.

As frutas foram desidratadas em secador de bandejas, nas temperaturas de processo de

50 e 60 °C até que atingiram umidade de equilíbrio com o ar de secagem (cerca de 7 horas de

processo). A velocidade do ar de secagem utilizada foi de 1,7m/s. As bandejas foram trocadas

de compartimento em tempos pré-determinados, para tentar minimizar possíveis interferências

entre as amostras durante o processo de secagem. Amostras antes e depois do processo de

secagem foram coletadas para as análises de umidade, vitamina C, compostos fenólicos e os

parâmetros de cor.

O secador de bandejas utilizado para os processos encontra-se disponível no

Laboratório de Engenharia dos Processos, no Departamento de Engenharia de Alimentos

(Faculdade de Engenharia de Alimentos – UNICAMP). Ele consiste de três seções: seção de

controle de velocidade do ar, seção de aquecimento e compartimento de secagem. O ar é

forçado através do secador por um ventilador centrífugo e aquecido por um conjunto de

resistências elétricas. O compartimento de secagem apresenta acesso individual às bandejas, as

quais são feitas de alumínio com um fundo de malha de aço inoxidável com abertura de 1,2

mm para a passagem do ar. Para controle da temperatura do processo, o secador possui um

sistema com termopares em diferentes pontos, o que permite medir as temperaturas ao longo

do sistema. Os termopares tipo T são ligados a um indicador de temperatura digital, com

menor divisor de 0,1°C.

Com relação à cinética de secagem, as curvas geradas foram apresentadas na forma de

adimensional de umidade em função do tempo, e os dados foram analisados. O modelo

empírico de Page (Page, 1949) foi utilizado para o ajuste dos dados obtidos pela cinética de

secagem, apresentados na Equação 2:

Z = )([\.F]) Equação 2

onde Y é o conteúdo adimensional da umidade em função do tempo, k é a constante de

secagem (min-n) e n é o parâmetro do modelo (constante adimensional).

135

O conteúdo adimensional de umidade (Y) é definido segundo a Equação 3.

Z = RF^̂ ^ −RS`Ra − RS` Equação 3

onde, RF^̂ ^ é a fração de massa média de água na fatia, em base seca, Xeq é a fração de massa de

água no tecido na interface, e Xo é a fração de massa nas condições iniciais.

A solução analítica da segunda lei de Fick, considerando uma plana infinita foi

utilizada para determinação da difusividade efetiva (Equação 4), através de um ajuste não-

linear dos dados experimentais. O acréscimo da cobertura sobre a fatia foi desconsiderado na

espessura. E esta medida foi considerada como a espessura inicial das fatias. A solução

analítica para placas infinitas, intergrada ao longo da espessura é dada por Crank (1975).

R̂F − RS`Rb − RS` =

8IJK

1(2' + 1)J

G

MN�)-(O− (2' + 1)JIJ7/4"JQ Equação 4

onde R̂t é a umidade média no tempo t (base seca), Xeq é a umidade de equilíbrio (base seca) e

Xo é a umidade inicial da amostra (base seca), D é a difusividade efetiva (m2/s), t é o tempo (s)

e l é a semi espessura da fatia de kiwi com ou sem cobertura (m). Para isto, foram utilizados

cinco termos da série infinita.

Além disso, foram realizados os cálculos de retenção de compostos fitoquímicos e

capacidade antioxidante, segundo a Equação 5.

%D = �4 ∗ 100�3 Equação 5

Onde, Cf é a concentração final do compostos e Ci é a concentração inicial em base

seca.

2.2.6. Determinações analíticas

2.2.6.1. Umidade

136

A determinação da umidade das amostras foi realizada através de método gravimétrico.

As amostras foram tituradas e homogeneizadas. Aproximadamente 3 gramas de amostra foram

pesadas e secas utilizando estufa a vácuo a 70 °C até peso constante (AOAC, 1997). A análise

foi realizada em triplicata.

2.2.6.2. Cinzas

A determinação de cinzas foi realizada em mufla a 550 ºC, onde amostras de

aproximadamente 3 gramas, foram incineradas por um período de aproximadamente 5 horas

até que o material se tornasse com coloração cinza claro (AOAC, 1997).

2.2.6.3. Proteínas

As proteínas foram determinadas pelo método micro-Kjeldahl, para Proteína em

Produtos de Frutas, segundo método oficial da AOAC (1997) nº 920.152. Os resultados foram

expressos em % de proteína.

2.2.6.4. Lipídios

A determinação de lipídios foi realizada de acordo com o método de BLIGH & DYER

(1959), que se baseia na extração de gordura a frio, utilizando uma mistura de três solventes:

clorofórmio, metanol e água (1:2:0,8).

2.2.6.5. Fibra total, solúvel e insolúvel

As fibras foram determinadas pelo método enzimático-gravimétrico descrito por

Prosky et al. (1988) e modificado por Céspedes (1999). As amostras de resíduo seco e

triturado foram tratadas com α-amilase termorresistente, seguida de protease e

amiloglucosidade, com a finalidade de remover proteína e amido. A fibra alimentar insolúvel

foi separada por filtração e a fibra solúvel precipitada com etanol a 98%. A solução alcoólica

foi filtrada e os precipitados lavados com etanol a 78%, a 95% e com acetona; sendo em

seguida secos e pesados. As fibras solúveis e insolúveis foram corrigidas devido à presença de

proteínas e cinzas. A fibra alimentar total foi calculada como sendo a soma das fibras

insolúveis e solúveis.

137

2.2.6.6. Determinação de compostos fenólicos totais

O método utilizado para determinação de compostos fenólicos totais foi o método

espectrofotométrico de Folin-Ciocalteu descrito por Waterhouse (2001).

Uma alíquota de 40 µL da amostra foi misturada com 3,16 mL de água destilada e 200

µL de reagente de Folin-Ciocalteau. Após 3 min, 600 µL de solução de carbonato de sódio

(20%) foram adicionados. Após 2h, à temperatura ambiente, no escuro, a absorbância foi

medida a 765 nm em espectrofotômetro (modelo SQ-2800 UV/VIS, marca UNICO, United

Products & Instruments Inc., Nova Jersey, Estados Unidos). Como branco, para calibrar o

espectrofotômetro, foi utilizada uma alíquota de 40 µL de etanol acrescido da solução de

Folin-Cicalteau, água destilada e carbonato de sódio nas mesmas concentrações e condições

citadas anteriormente. Para a quantificação dos compostos fenólicos totais foi construída uma

curva padrão utilizando ácido gálico na faixa de concentração de 0,5 a 100 µg/mL. O teor de

compostos fenólicos totais foi expresso em mg de equivalentes de ácido gálico (GAE).g-1 de

amostra seca.

2.2.6.7. Determinação de vitamina C

O teor de vitamina C das amostras foi determinado pelo método da AOAC de no

985.33 (AOAC, 1998), através de titulação com 2,6-diclorofenol-indofenol e utilização de

ácido oxálico para extração. As análises foram realizadas em triplicata.

2.2.6.8. Atividade antioxidante

A determinação da atividade antioxidante foi realizada de acordo com o método

DPPH. O método DPPH se baseia na captura dos radicais por antioxidantes, produzindo um

decréscimo da absorbância. Ele foi realizado conforme o método descrito por Brand-Williams

et al (1995).

Uma alíquota de 0,3 mL da amostra foi adicionada a 0,3 mL de solução DPPH na

concentração de 0,5 mM/L e a 2,4 mL de etanol (99,5%). Após 60 minutos de reação, a

temperatura ambiente e sob abrigo de luz, foram realizadas as leituras das absorbâncias das

amostras em espectrofotômetro (modelo SQ-2800 UV/VIS, marca UNICO, United Products &

138

Instruments Inc., Nova Jersey, Estados Unidos) a 517 nm. Como controle foi utilizada uma

alíquota de 0,3 mL de metanol acrescido de solução DPPH. O etanol foi usado com branco,

para calibrar o espectrofotômetro. Os resultados foram expressos em mM trolox. g-1 amostra

seca.

2.2.6.9. Cor

A cor superficial das amostras foi determinada em colorímetro Ultra Scan Vis 1043

(Hunter Lab, Reston, EUA), em escala CIELab (L*, a*, b*) utilizando o modo reflectância. As

análises foram realizadas à 25 oC, com o iluminante D-65 e um ângulo de observação de 10o

(modo RSEX). O equipamento foi calibrado através da utilização de um padrão branco e de

um padrão preto light trap.

2.2.7. Estudo de estabilidade

As fatias de kiwi obtidas pelas 7 formulações propostas foram avaliadas em termos de

retenção de compostos fitoquímicos (itens 2.2.6.6 e 2.2.6.7) e atividade antioxidante (item

2.2.6.8) e manutenção destas propriedades ao longo da estocagem. Ademais, os produtos

foram avaliados em termos de cor superficial (item 2.2.6.9) e em relação à deformação na

ruptura (item 2.2.8).

Foram analisados todos os produtos resultantes da secagem a 50 oC. Ao longo do

estudo de estabilidade, as amostras foram armazenadas sob temperatura e umidade controladas

em câmara de circulação de ar (Modelo MA-415UR, Marconi, Brasil) por trinta e um dias a 40

°C.

2.2.8. Propriedades mecânicas

A determinação das propriedades mecânicas das fatias de kiwi com e sem cobertura foi

realizada através foi realizada através da avaliação da tensão e deformação na ruptura

determinados através de ensaio de compressão uniaxial a altas deformações da amostra. Para a

análise, foi utilizada uma placa cilíndrica de acrílico lubrificada de 60 mm de diâmetro, a uma

velocidade constante de 1 mm.s-1 ate’atingir 80% de deformação da amostra, o que garante a

ruptura da estrutura. Os valores de força e altura fornecidos pelo equipamento. A teste foi

139

realizado com o auxílio do texturômetro tipo Universal Testing Machine (modelo TA-TX

plus, Stable Micro Systems, Surrey, Inglaterra). As análises foram realizadas em quintuplicata,

obedecendo à norma da ASTMD 882-02 (2005).

2.2.9. Análise estatística

Os resultados obtidos nos experimentos foram estatisticamente analisados por análise

de variância (ANOVA) utilizando o software estatístico Minitab versão 16. Para verificar a

diferença significativa entre as amostras foi utilizado o teste de Tukey admitindo nível de

significância de 95%.

140

3. Resultados e discursão

3.1. Caracterização da matéria-prima

A composição química do kiwi in natura utilizado nos ensaios de secagem encontra-se

na Tabela 3. Os dados apresentados correspondem a média de, no mínimo, cinco

determinações, com seus respectivos desvios padrões.

Tabela 3. Características químicas do kiwi in natura em base seca.

Características Químicas (%)

Umidade 82,8±0,6

Cinzas 4,5±0,3

Proteínas 3,8±0,6

Lipídios 1,8±0,3

Fibras alimentares 5,3±0,6

Carboidratos 15,5±0,4

Estes valores encontrados são semelhantes aos apresentados na Tabela Brasileira de

Composição de Alimentos – TACO - (UNICAMP, 2011) em base úmida e também

concordam com os conteúdos de umidade (83%), lipídios (1,37%) e carboidratos totais,

calculado por diferença, (14%), encontrados por Lajolo (2001) e Franco (1992). Já os

conteúdos de proteínas e fibras apresentados na TACO foram um pouco menores que os

obtidos no presente trabalho.

As pequenas variações observadas, provavelmente são dadas em função das diferenças

entre os cultivares utilizados, das diferenças no estádio de maturação, clima e local de plantio

do kiwi.

3.2. Curvas das isotermas de sorção

Os resultados experimentais da umidade de equilíbrio, obtidos a 30, 50 e 60 oC para as

amostras de kiwi nas sete formulações estudadas, armazenadas nas soluções salinas com

diferentes atividades de água, estão apresentadas na Tabela 4 e as curvas obtidas pelas

formulações testadas nas isotermas de sorção estão apresentadas no Apêndice B na Figura B1.

141

O conteúdo das umidades de equilíbrio para cada atividade de água é o valor médio de três

repetições.

A variação da composição entre as formulações apresentou pouca influência sobre os

resultados obtidos, principalmente para a temperatura de 30 oC. Já para as temperaturas de 50 oC e 60 oC pode-se observar uma maior diferenciação entre as curvas, todavia sem uma

tendência evidente estabelecida (Apêndice B na Figura B1). Ainda é possível observar que,

como esperado, a umidade de equilíbrio cresce com a atividade de água à temperatura

constante (Tabela 4).

Além disso, a umidade de equilíbrio decresceu com o aumento da temperatura para

umidade relativa constante, sendo este comportamento mais acentuado entre as maiores

gradientes de temperatura. Resultados similares foram reportados na literatura para diferentes

frutas ou produtos alimentícios (LAHSASNI et al., 2004, MOREIRA et al., 2008). Isso ocorre

porque a energia cinética associada às moléculas de água presentes nos alimentos, se eleva

com o aumento da temperatura, resultando na diminuição das forças de atração e,

consequentemente facilitando a saída de água do alimento, o que conduz ao decréscimo da

umidade com a elevação da temperatura a uma determinada atividade de água (SHIVHARE et

al., 2004; PALIPANE e DRISCOLL, 1992). Além disso, o aumento da temperatura possui um

importante efeito sobre as reações químicas, microbiológicas e físico-químicas das frutas,

principalmente pela redução dos número de sítios ativos da água ligada.

142

Tabela 4. Valores experimentais de umidade de equilíbrio (Xeq (g/g matéria seca)) para as formulações estudadas em diferentes

temperaturas de processo.

aw F1 F2 F3 F4 F5 F6 F7

Tem

pera

tura

30 o C

0,074 0,165 ± 0,001 0,184 ± 0,001 0,181 ± 0,006 0,188 ± 0,005 0,191 ± 0,006 0,187 ± 0,009 0,185 ± 0,002 0,076 0,188 ± 0,006 0,195 ± 0,004 0,197 ± 0,001 0,190 ± 0,007 0,19 ± 0,02 0,188 ± 0,001 0,19 ± 0,01 0,324 0,29 ± 0,01 0,283 ± 0,004 0,286 ± 0,006 0,29 ± 0,01 0,287 ± 0,002 0,279 ± 0,005 0,261 ± 0,006 0,560 0,370 ± 0,005 0,36 ± 0,01 0,361 ± 0,001 0,36 ± 0,05 0,380 ± 0,004 0,383 ± 0,003 0,363 ± 0,006 0,689 0,42 ± 0,03 0,412 ± 0,006 0,413 ± 0,001 0,41 ± 0,03 0,43 ± 0,04 0,46 ± 0,02 0,443 ± 0,004 0,751 0,478 ± 0,002 0,484 ± 0,006 0,488 ± 0,004 0,48 ± 0,04 0,47 ± 0,02 0,497 ± 0,001 0,492 ± 0,009 0,843 0,600 ± 0,005 0,611 ± 0,008 0,605 ± 0,008 0,61 ± 0,04 0,608 ± 0,001 0,6 ± 0,1 0,632 ± 0,003

aw F1 F2 F3 F4 F5 F6 F7

Tem

pera

tura

50 o C

0,059 0,14 ± 0,01 0,147 ± 0,005 0,118 ± 0,007 0,156 ± 0,002 0,15 ± 0,01 0,160 ± 0,003 0,164 ± 0,004 0,112 0,159 ± 0,003 0,168 ± 0,001 0,127 ± 0,009 0,162 ± 0,005 0,161 ± 0,003 0,207 ± 0,003 0,17 ± 0,01 0,304 0,227 ± 0,003 0,228 ± 0,003 0,20 ± 0,01 0,233 ± 0,002 0,23 ± 0,01 0,22 ± 0,02 0,23 ± 0,03 0,520 0,305 ± 0,003 0,34 ± 0,04 0,267 ± 0,003 0,294 ± 0,001 0,31 ± 0,02 0,347 ± 0,004 0,284 ± 0,003 0,653 0,381 ± 0,002 0,40 ± 0,03 0,320 ± 0,003 0,326 ± 0,004 0,356 ± 0,005 0,39 ± 0,02 0,308 ± 0,002 0,745 0,420 ± 0,003 0,418 ± 0,004 0,47 ± 0,01 0,402 ± 0,004 0,40 ± 0,02 0,450 ± 0,005 0,398 ± 0,002 0,812 0,508 ± 0,001 0,544 ± 0,001 0,51 ± 0,03 0,511 ± 0,005 0,52 ± 0,01 0,573 ± 0,002 0,46 ± 0,02

aw F1 F2 F3 F4 F5 F6 F7

Tem

pera

tura

60 o C

0,056 0,146 ± 0,001 0,146 ± 0,002 0,12 ± 0,01 0,153 ± 0,005 0,15 ± 0,01 0,149 ± 0,003 0,164 ± 0,002 0,110 0,148 ± 0,009 0,150 ± 0,003 0,121 ± 0,003 0,161 ± 0,002 0,15 ± 0,01 0,170 ± 0,009 0,172 ± 0,007 0,293 0,216 ± 0,007 0,20 ± 0,01 0,193 ± 0,008 0,22 ± 0,01 0,223 ± 0,001 0,224 ± 0,003 0,225 ± 0,001 0,497 0,30 ± 0,02 0,30 ± 0,02 0,261 ± 0,009 0,29 ± 0,03 0,306 ± 0,001 0,317 ± 0,002 0,274 ± 0,006 0,480 0,309 ± 0,002 0,30 ± 0,02 0,277 ± 0,006 0,313 ± 0,003 0,32 ± 0,04 0,32 ± 0,03 0,29 ± 0,03 0,745 0,405 ± 0,007 0,430 ± 0,005 0,473 ± 0,002 0,40 ± 0,01 0,409 ± 0,005 0,45 ± 0,11 0,392 ± 0,009 0,803 0,53 ± 0,02 0,51 ± 0,02 0,52 ± 0,02 0,48 ± 0,02 0,51 ± 0,02 0,56 ± 0,02 0,46 ± 0,02

F1: fatia sem cobertura, F2: fatia com cobertura de pectina sem aditivos, F3: fatia com cobertura adicionada dos compostos puros, F4: fatia com cobertura adicionada de extrato de

caju, F5: fatia com cobertura adicionada de extrato de morango, F6: fatia com cobertura adicionada de extrato de acerola, F7: fatia com cobertura adicionada da mistura dos

extratos.

143

Os dados experimentais das isotermas de dessorção das fatias de kiwi para as sete

formulações propostas nas três diferentes temperaturas estudadas foram ajustados pelo modelo

de GAB, obtendo-se também o coeficiente de determinação (R2). A escolha do melhor ajuste

foi feita analisando-se o coeficiente de determinação para cada condição estudada. Este valor

juntamente com os parâmetros estimados por este modelo estão apresentados na Tabela 5 e as

curvas obtidas pelo ajuste estão apresentados nas Figuras 2 e 3.

Ao se analisar os coeficientes de determinação dos ajustes obtidos pelo modelo

estudado, na Tabela 5, é possível verificar que o modelo de GAB ajustou muito melhor os

dados de umidade de equilíbrio obtidos para todos os processos. Os resultados obtidos pelo

modelo de GAB proporcionaram um bom ajuste aos dados das isotermas de dessorção do

kiwi, apresentando coeficientes de ajuste (R2) para a maioria das condições testadas de cerca

de 0,99, o que mostra que este modelo é aceitável para predizer o comportamento das umidade

de equilíbrio para esta fruta. Resultados semelhantes foram obtidos por Lahsasni et al., (2004)

que utilizaram diferentes modelos matemáticos para ajustar os dados das isotermas de

dessorção de figo da Índia e por Mayor et. al, (2005) que estudaram as isotermas de dessorção

de abóbora. Isso está relacionado ao fato de o modelo de GAB permitir um melhor ajuste dos

dados de sorção dos alimentos até a atividade de água de 0,9 (VAN DER BERG, 1984).

É possível verificar pela Figura 2 e 3 que se tratam de curvas tipicamente sigmoidais

(tipo II), onde se pode observar duas regiões de inflexão devido a mudanças na magnitude dos

efeitos químicos e físicos. Para atividades de água entre 0,2 e 0,4 observa-se o acúmulo de

multi-camadas de água e o enchimento dos poros pequenos. Já para valores entre 0,6 e 0,7,

ocorrem os fenômenos de dilatação, dissolução de solutos e enchimento dos poros grandes.

Este é o comportamento mais comum para alimentos. Este tipo de isotérmica indica uma

formação multi-camada indeterminado após o final da monocamada e é encontrado em

adsorventes com uma ampla distribuição de tamanhos de poro. Perto do primeiro ponto de

inflexão uma monocamada é completada, na sequência, a adsorção ocorre em camadas

sucessivas (LEWICKI, 1997).

O modelo de GAB, também conhecido como modelo de cinética baseado nas

multicamadas, especificamente, é considerado um dos modelos mais versáteis e vem sendo

adotado por diversos pesquisadores para modelar dados de isotermas de sorção de diferentes

144

produtos alimentícios devido o significado físico que está relacionado aos seus parâmetros de

ajuste. O valor de Xm (umidade na monocamada) calculado pelo modelo de GAB é de

particular interesse, uma vez que indica a quantidade de água que está fortemente adsorvida

aos sítios específicos na superfície do alimento, e é considerado como o valor ótimo para

assegurar sua estabilidade (FENNEMA, 1996). Os valores de Xm obtidos para o kiwi variam

de 0,16 a 0,22 de acordo com o modelo de GAB. Esses valores são maiores, porém próximos

aos reportados por Telis et al. (2000) para caquis a 30, 50 e 70°C e Sousa (2008) para figos a

40, 50, 60 e 70°C, todavia ainda são considerados valores microbiologicamente adequados

para as frutas secas.

De acordo com as Figuras 2 e 3, pode-se observar que há uma dependência das

isotermas com a temperatura, na qual a umidade de equilíbrio diminui ligeiramente com o

aumento da temperatura. Este comportamento também foi observado na dessorção de caquis

por Eik (2008), fruta com alto teor de açúcar (25%), todavia, também observou-se uma

inversão deste comportamento para atividade de água superior a 0,80 devido à dissolução dos

açúcares contidos na fruta (isotermas do tipo III). Esta inversão não foi obtida nas isotermas de

dessorção do kiwi (isotermas do tipo II), visto o menor conteúdo de açúcar (15%), tendo em

vista que a isoterma depende da composição do alimento. Roman et al. (1982) também não

observou o cruzamento das isotermas em alta atividade de água, o que foi atribuído à baixa

concentração de açúcares nas maçãs.

145

Tabela 5. Parâmetros de ajuste das isotermas de sorção ajustados pelo modelo de GAB e os

coeficientes de determinação de ajuste (R2).

Temperatura Parâmetros de ajuste

Xm (g de água/g de kiwi seco) CGAB KGAB R2 (%)

30 oC

F1 0,212 63,7 0,761 99,07

F2 0,196 170,6 0,799 99,18

F3 0,203 124,0 0,784 99,11

F4 0,198 154,4 0,795 99,00

F5 0,214 99,4 0,761 99,13

F6 0,222 65,9 0,757 99,89

F7 0,194 147,0 0,819 99,88

50 oC

F1 0,185 47,1 0,782 99,53

F2 0,191 50,9 0,789 97,97

F3 0,148 45,2 0,888 98,28

F4 0,160 241,0 0,834 98,08

F5 0,170 91,7 0,817 98,36

F6 0,183 133,5 0,828 98,04

F7 0,164 512,0 0,785 98,47

60 oC

F1 0,179 55,8 0,809 97,23

F2 0,174 58,3 0,822 98,55

F3 0,162 31,1 0,871 99,10

F4 0,186 65,8 0,758 97,90

F5 0,194 45,6 0,761 97,80

F6 0,191 54,9 0,814 98,33

F7 0,178 139,5 0,758 99,00

F1: fatia sem cobertura, F2: fatia com cobertura de pectina sem aditivos, F3: fatia com cobertura adicionada dos compostos

puros, F4: fatia com cobertura adicionada de extrato de caju, F5: fatia com cobertura adicionada de extrato de morango, F6:

fatia com cobertura adicionada de extrato de acerola, F7: fatia com cobertura adicionada da mistura dos extratos.

Figura 2. Isotermas de dessorção do kiwi para as formulações F1, F2 e F3, nas temperaturas de 30, 50 e 60°C, ajustadas pelo modelo

de GAB.


caju, F5: fatia com cobertura adicionada de extrato de morango, F6: fatia com cobertura adicionada de extrato de acerola, F7:

extratos.

146

Isotermas de dessorção do kiwi para as formulações F1, F2 e F3, nas temperaturas de 30, 50 e 60°C, ajustadas pelo modelo

sem aditivos, F3: fatia com cobertura adicionada dos compostos puros, F4: fatia com cobertura adicionada de extrato de


Isotermas de dessorção do kiwi para as formulações F1, F2 e F3, nas temperaturas de 30, 50 e 60°C, ajustadas pelo modelo

sem aditivos, F3: fatia com cobertura adicionada dos compostos puros, F4: fatia com cobertura adicionada de extrato de

obertura adicionada da mistura dos

Figura 3. Isotermas de dessorção do kiwi para as formulações F4, F5, F6 e F7, nas temperaturas de 30, 50 e 60°C, ajustadas pelo

modelo de GAB.


caju, F5: fatia com cobertura adicionada de extrato de morango, F6: fatia com cobertura adicionada de extrato de acerola, F7:

extratos.

147

Isotermas de dessorção do kiwi para as formulações F4, F5, F6 e F7, nas temperaturas de 30, 50 e 60°C, ajustadas pelo

a sem aditivos, F3: fatia com cobertura adicionada dos compostos puros, F4: fatia com cobertura adicionada de extrato de


Isotermas de dessorção do kiwi para as formulações F4, F5, F6 e F7, nas temperaturas de 30, 50 e 60°C, ajustadas pelo

a sem aditivos, F3: fatia com cobertura adicionada dos compostos puros, F4: fatia com cobertura adicionada de extrato de

cobertura adicionada da mistura dos

148

3.3. Secagem

A Figura 4 apresenta as curvas dos adimensionais de umidade (Y), conforme descrito

na Equação 3, versus o tempo de secagem das formulações estudadas a 50 °C e 60 °C das

fatias de kiwi. As corridas apresentadas correspondem aos valores médios de dois

experimentos nas mesmas condições de processo.

O processo de secagem pode ser dividido em dois períodos bem definidos. O primeiro

é chamado de período de taxa constante de secagem e o segundo é chamado de período de taxa

decrescente. Durante o primeiro período, a superfície do produto se comporta como uma

superfície composta apenas por água, sendo assim a taxa de umidade removida do produto um

fator estritamente dependente da natureza do produto em questão. O final do período de taxa

constante de secagem é marcado por um decréscimo na taxa de migração de água, visto o

conteúdo de água pertencente ao produto é menor. O período de taxa decrescente de secagem

é dependente da difusão de umidade interna do produto para a superfície e também da

remoção da água superficial.

A duração de cada um dos períodos de secagem depende principalmente do teor de

umidade inicial dos alimentos e da umidade requerida para o armazenamento. Especialmente

para as frutas, a secagem passará por ambos os períodos de secagem e estes perfis podem ser

verificados nas curvas apresentadas na Figura 4, sendo mais facilmente visualizados e

diferenciadas para a temperatura de 60 oC, onde o conteúdo de umidade se reduz e então

lentamente decresce com o aumento do tempo de secagem. Ou seja, a transição dos períodos

de taxa constante e taxa decrescente ocorre em função do tempo de secagem e estão

intimamente relacionados à temperatura de processo.

Figura 4. Cinéticas de secagem do kiwi a 50 °C (A) e 60 °C (B) das sete formulações

F1: fatia sem cobertura, F2: fatia com cobertura de pectina sem aditivos, F3: fatia com cobertura adicionada dos



149

inéticas de secagem do kiwi a 50 °C (A) e 60 °C (B) das sete formulações

estudadas.

F1: fatia sem cobertura, F2: fatia com cobertura de pectina sem aditivos, F3: fatia com cobertura adicionada dos



(A)

(B)

inéticas de secagem do kiwi a 50 °C (A) e 60 °C (B) das sete formulações




150

Observa-se, na Figura 4, que as taxas de secagem aumentam, como esperado, com a

elevação da temperatura, ou seja, a taxa de remoção de umidade cresce com o aumento da

temperatura. Maiores taxas decrescentes de secagem foram obtidas nas secagens a 60 oC, logo,

constata-se que nesta temperatura é necessário um menor tempo para se obter a umidade de

equilíbrio. Ao se comparar as duas temperaturas estudadas observa-se que os períodos de taxa

constante se estendem desde o início da secagem até os tempos de 30 e 15 min

aproximadamente para as temperaturas de processo de 50 oC e 60 oC, respectivamente, para

todas as formulações estudadas. A partir desses tempos, se inicia o período de taxa decrescente

para estes experimentos que, por sua vez, que se mantém até o tempo final do processo de

secagem. Estes valores de taxa de secagem foram calculados pela razão entre a variação do

conteúdo de água pelo tempo de processo. Apesar de muitos autores considerarem como

inexistente o período de taxa constante na secagem de frutas, em alguns casos, onde o

conteúdo de água é muito elevado, este período pode se apresentar nos primeiros minutos da

secagem (entre 15 e 30 min) (MOLINA-FILHO, 2011).

É possível observar apenas uma sutil diferença entre as taxas de secagem numa mesma

temperatura, devido à variação do conteúdo de umidade inicial de cada formulação devido à

impregnação das coberturas.

Um modelo comumente utilizado para descrever as curvas de cinética de secagem de

produtos agrícolas em diferentes condições de secagem é o modelo empírico de Page

(Akpinar, Midilli, & Bicer, 2003). Este modelo foi desenvolvido a fim de superar as

deficiências geradas pelo modelo exponencial, sendo o diferencial do modelo a introdução do

parâmetro empírico “n” no termo referente ao tempo da equação. Os parâmetros obtidos

utilizando a equação empírica de Page e os coeficientes de determinação para cada ensaio

realizado nas temperaturas de 50 e 60 oC estão apresentados nas Tabelas 6.

151

Tabela 6. Parâmetros do modelo de Page e coeficiente de determinação para cada ensaio de

secagem à 50 e 60°C.

Formulações Temperatura (oC) Parâmetros do modelo

R2 (%) k (10-3 min-n) n

F1 50 7,788 1,047 99,89

60 10,373 1,063 99,95

F2 50 3,795 1,224 99,96

60 4,720 1,217 99,97

F3 50 3,422 1,175 99,89

60 4,973 1,071 98,97

F4 50 3,591 1,211 99,96

60 4,263 1,218 99,97

F5 50 2,896 1,222 99,88

60 3,143 1,269 99,94

F6 50 2,361 1,238 99,85

60 3,021 1,256 99,90

F7 50 3,755 1,174 99,88

60 4,271 1,204 99,96




Analisando as Tabelas 6 pode-se observar que o modelo Empírico de Page se ajustou

bem aos dados experimentais, com coeficientes de determinação próximos de 1, podendo

portanto, ser utilizado na representação das curvas de cinética de secagem de kiwi.

Os parâmetros k e n estão relacionados as diferentes variáveis de processo, como a

temperatura do ar de secagem, a velocidade do ar, o conteúdo de umidade inicial, entre outras.

Na Tabela 6, verifica-se que o valor estimado para o parâmetro n não exibiu uma considerável

dependência com as temperaturas para todas as condições e formulações testadas, sendo o seu

152

valor médio de 1,18±0,07. Simal et al (2005) em um estudo de modelagem de curvas de

secagem de cubos de kiwi observou que não havia relação entre as variações de temperatura e

o parâmetro n, sendo este considerado uma constante de processo.

Já com relação ao parâmetro k da equação, observa-se uma dependência com a

temperatura do processo, o qual aumenta com a elevação da temperatura para todas as

condições estudadas. Esse efeito também foi verificado em trabalho de secagem de uva Itália

desenvolvido por Gabas (1998), por Gonçalves (2010) na secagem de carambola e por Simal

et al (2005) na secagem de kiwi. Pode-se verificar uma diferença considerável entre os

parâmetros k obtidos para a formulação F1 (sem cobertura) e as demais (com adição de

cobertura), isso pode está associado a diferença de umidade inicial das fatias de kiwi.

Os valores de k e n são semelhantes aos obtidos por Gonçalves (2010) na secagem de

fatias de carambola revestidos com coberturas de pectina. A ordem de grandeza encontrada

para os valores das constantes de secagem k para as carambolas revestidas foi de 10-3 para a

secagem a 50 oC e de 10-2 para 60 oC, enquanto que para as fatias de kiwi, apesar do aumento

deste parâmetro com a elevação da temperatura, a ordem de grandeza foi de 10-3 para todas as

amostras revestidas. Valores inferiores a estes (da ordem de 10-4) foram obtidos por Canizares

(2015) ao se estudar a secagem de mamão recobertos com pectina.

Ao se aproximar o formato da amostra ao de uma placa plana infinita, torna-se possível

a aplicação do modelo da segunda lei de Fick, o qual é utilizado para se determinar a

difusividade efetiva da água no alimento durante o processo de secagem. Esta é uma

importante propriedade de transporte, pois trata-se é um parâmetro que descreve a facilidade

com que a água é removida do material. Sendo assim, ela pode ser útil na análise de alguns

operações unitárias como é o caso da secagem.

A Tabela 7 apresenta os valores de difusividade efetiva (Def) da água e o R2 (%), para

fatias de kiwi, estimados através de um ajuste não-linear dos dados experimentais obtidos de

secagens nas temperaturas de 50 e 60 oC, utilizando-se cinco termos da série infinita (Equação

7).

153

R̂F − RS`Rb − RS` =

8IJ X(

181)-((81c7)) + (

149)-((49c7)) + (

125)-((25c7))

+ ( 19)-((9c7)) + )-((−(c7))Y

Equação 7

Onde k (min-1) dado pela Equação 8:

c = IJ S44"J

Equação 8

Tabela 7. Valores de difusividade efetiva estimados pelo modelo de Fick e coeficiente de

determinação (R2) para as fatias de kiwi.

Formulações Temperatura oC Def (10-10m2/s) R2 (%)

F1 50 1,31 97,4

60 1,63 97,4

F2 50 1,36 96,6

60 1,58 97,0

F3 50 1,09 95,4

60 1,64 97,7

F4 50 1,31 95,2

60 1,54 95,7

F5 50 1,15 94,9

60 1,45 94,8

F6 50 1,04 94,5

60 1,36 95,0

F7 50 1,18 95,5

60 1,47 95,8




Analisando-se a Tabela 7, verifica-se que o ajuste da Equação 7 aos dados

experimentais gerou valores médios de difusividade efetiva de 1,20 x 10-10m2/s e de

154

1,52 x 10-10m2/s para as temperaturas de 50 e 60 oC, respectivamente, com elevados R2 (acima

de 95%).

Pode-se então afirmar que o variável temperatura apresentou um efeito positivo no

valor da difusividade efetiva, de forma que um aumento de 10 oC acarretou em uma elevação

deste valor para todas as formulações estudadas, fato esperado visto que este é um parâmetro

que dependente fortemente da temperatura de processo na secagem convectiva. Este

comportamento foi obsevado pelo parâmetro k do modelo de Page.

3.4. Caracterização da cobertura

A Tabela 8 apresenta a concentração de vitamina C, compostos fenólicos e atividade

antioxidante (DPPH) das seis coberturas aplicadas ao kiwi.

Dentre as formulações as quais foram incorporadas extratos de frutas (F4, F5, F6 e F7),

destacam-se a que contém extrato de acerola (F6) e a incorporada da mistura dos extratos das

frutas (F7) como as formulações que possuem as maiores concentrações de compostos

fitoquímicos o que por sua vez, confere as maiores atividades antioxidantes as coberturas.

Tabela 8. Conteúdo de compostos fitoquímicos e atividade antioxidante das coberturas

Formulações

Vitamina C

(mg ác. ascórbico/ g

cobertura seca)

Compostos

fenólicos

(mg ác. gálico/g

cobertura seca)

DPPH

(mg Trolox/ g

cobertura seca)

F2 0,01 ± 0,00 c 0,67 ± 0,03 e 0,25 ± 0,02 f

F3 31 ± 1 a 12,9 ± 0,3 c 24,2 ± 0,4 a

F4 0,34 ± 0,02 c 5,21 ± 0,01 d 8,5 ± 0,3 d

F5 0,49 ± 0,02 c 5,00 ± 0,07 d 6,7 ± 0,2 e

F6 1,66 ± 0,04 b 37 ± 2 a 21,4 ± 0,1 b

F7 1,02 ± 0,04 b 17,8 ± 0,8 b 13,7 ± 0,3 c

Letras diferentes na mesma coluna representam diferenças estatísticas significativas (p˂0,05). F2: cobertura de pectina sem

aditivos, F3: cobertura adicionada dos compostos puros, F4: cobertura adicionada de extrato de caju, F5: cobertura adicionada

de extrato de morango, F6: cobertura adicionada de extrato de acerola, F7: cobertura adicionada da mistura dos extratos.

155

A formulação F3 correspondente a cobertura adicionada de compostos puros (ácido

ascórbico e cítrico), se destacou por possuir a maior atividade antioxidante dentre as

coberturas testadas. Isto se deve ao fato de que o conteúdo total de aditivos incorporados é

formado na íntegra por compostos puros os quais tem por característica altos níveis de

capacidade antioxidante.

Em contrapartida, para as formulações contendo extratos de frutas, o conteúdo de

aditivo adicionado às coberturas (1g sólidos totais no extrato/g pectina) são formados por

compostos com e sem a capacidade antioxidante, visto que a medida para adição de extratos

baseia-se no conteúdo de sólidos totais, logo, a concentração de compostos que conferem

atividade antioxidante é menor que a obtida pelo mesmo 1 grama de compostos puros

adicionados a cobertura na formulação F3. Logo, estas formulações apresentam concentrações

inferiores de compostos fitoquímicos e capacidade antioxidante, mesmo considerando o efeito

sinérgico geralmente encontrados em compostos naturais.

É interessante notar que dentre as formulações contendo extratos de frutas, a F6

(contendo extrato de acerola), é a que possue a maior atividade antioxidante, fato que está

relacionado a acerola ser uma fruta excelente fonte de compostos fitoquímicos, em especial

altas concentrações de compostos fenólicos. O conteúdo de compostos fenólicos da cobertura

contendo extrato de acerola é cerca de 7 vezes mais elevada que as observadas pelas

coberturas contendo os outros extratos de fruta isolados (F4 e F5) e 2 vezes mais elevadas que

o conteúdo da cobertura contendo o mistura dos extratos (F7).

3.5. Avaliação das fatias de kiwi após o processo de secagem

3.5.1. Propriedades óticas

A alteração de cor dos kiwis durante o processo de secagem foi avaliado visualmente e

segundo os parâmetros de cor a*, b* e L* (luminosidade). O Quadro B1 do Apêndice B

apresenta as imagens dos kiwis antes e após as secagens para as sete formulações estudadas e

a Tabela 9 apresenta os resultados de cor superficial das amostras para as duas temperaturas de

processo estudadas (50 e 60 oC).

156

Ao analisar os dados de a* e b* observa-se que após a secagem estes aumentaram para

as formulações testadas, o que indica que as cores das amostras estão se distanciando do verde

e se aproximando do vermelho e ao mesmo tempo se distanciando do azul e aproximando do

amarelo. Esse aumento pode ser fortemente visualizado para as formulações com extratos de

frutas com coloração vermelha, sendo esta mudança mais notória para o parâmetro a*.

157

Tabela 9. Parâmetros de cor para as formulações de kiwi antes e depois da secagem.

a*

60 OC 50 OC

Antes Depois Antes Depois

F1 -1,9 ± 0,1 cd D 3,2 ± 0,2 cd B -1,39 ± 0,06 d C 4,0 ± 0,2 c A

F2 -2,9 ± 0,3 e D 2,0 ± 0,2 d B -1,5 ± 0,1 de C 2,8 ± 0,2 cd A

F3 -2,4 ± 0,2 de D 2,8 ± 0,3 cd A -1,53 ± 0,05 de C 1,18 ± 0,09 e B

F4 -1,7 ± 0,1 cd C 3,1 ± 0,3 cd A -1,6 ± 0,1 e C 1,8 ± 0,2 de B

F5 4,3 ± 0,5 a B 18,9 ± 1,3 a A 5,6 ± 0,1 a B 20,5 ± 1,2 a A

F6 -1,3 ± 0,1 c D 10,5 ± 0,7 b A 0,46 ± 0,01 b C 4,1 ± 0,3 c B

F7 -0,31 ± 0,03 b C 4,4 ± 0,3 c B -0,9 ± 0,3 c C 9,0 ± 0,6 b A

b*

60 OC 50 OC


F1 20,2 ± 0,3 ab B 24 ± 1 d A 17,0 ± 0,5 cd D 18,4 ± 0,6 c C

F2 21,8 ± 1,4 a B 24 ± 1 cd A 18,9 ± 0,6 b C 25 ± 1 ab A

F3 20,1 ± 0,8 ab B 26 ± 2 cd A 16,4 ± 0,4 d C 25 ± 1 ab A

F4 21,2 ± 0,8 ab C 27 ± 1 c A 17,2 ± 0,9 cd D 25 ± 1 ab B

F5 22 ± 2 a BC 28 ± 2 c A 19 ± 1 bc C 24 ± 1 b B

F6 12 ± 1 c D 39 ± 1 a A 15,9 ± 0,9 d C 26 ± 2 ab B

F7 19 ± 1 b D 35 ± 2 b A 22 ± 1 a C 27 ± 2 ab B

L*

60 OC 50 OC


F1 47 ± 3 a AB 44 ± 2 b B 49 ± 2 b A 29 ± 2 c C

F2 42 ± 2 a B 51 ± 3 b A 44,2 ± 0,7 c B 46 ± 2 b B

F3 44 ± 4 a B 46 ± 1 b B 51 ± 2 a A 45 ± 2 b B

F4 48 ± 2 a B 53 ± 2 b A 51 ± 2 ab AB 49 ± 3 b B

F5 48 ± 4 a A 49 ± 5 b A 45 ± 3 c A 48 ± 2 b A

F6 47,8 ± 0,9 a B 66 ± 5 a A 40 ± 1 d C 54 ± 2 a B

F7 46 ± 3 a B 64 ± 5 a A 37 ± 1 d C 51 ± 3 ab B

Letras minúsculas em coluna representam diferenças estatísticas (p˂0,05) entre as formulações estudadas. Letras maiúsculas

em linha representam diferenças estatísticas (p˂0,05) entre o antes e depois cada formulação estudada entre as duas

temperaturas.

158

A associação dessas alterações indica que ocorre escurecimento da fruta após a

secagem, todavia esta mudança está fortemente associada aos extratos adicionados às fatias de

fruta, que por sua vez, forneceram às mesmas a coloração característica da fruta das quais

estes são provenientes (morango, acerola e a mistura dos extratos de morango e acerola). Após

a secagem, os tons vermelhos característicos das frutas que compõem os extratos (acerola e

morango) foram evidenciados, visto a diminuição do conteúdo de água do produto.

Já com relação as formulações F1, F2, F3 e F4, essas alterações são bem mais

discretas, visto que para estas, a mudança de cor é apenas atribuída as características de kiwi

devido a ausência de cobertura (F1) ou fato das coberturas serem transparentes (F2, F3 e F4).

E como o kiwi é uma fruta que não sofre consideravelmente os efeitos do escurecimento

enzimático, apenas pequenas alterações foram verificadas.

Ainda na Tabela 9 os dados referentes à claridade da cor (L*) mostram que após a

secagem, para as frutas recobertas, houve um aumento dos valores deste parâmetro, isto está

relacionado ao efeito luminoso referente à aplicação das coberturas de pectina na fruta. Já para

as amostras que não foram recobertas, o efeito contrário foi obtido, sendo observada a

diminuição da luminosidade destas amostras após os processos de secagem para as duas

temperaturas testadas.

3.5.2. Determinação de vitamina C, compostos fenólicos e atividade antioxidante

(DPPH)

Os teores de vitamina C e compostos fenólicos antes e após a secagem estão

apresentados na Tabela 10 e os percentuais de retenção destes compostos estão dispostos na

Figura 5, respectivamente.

159

Tabela 10. Conteúdo de compostos fenólicos e vitamina C das amostras antes e após a

secagem a 50 e 60ºC.

Vitamina C (mg de ácido ascórbico/ g fruta seca)

50 oC 60 oC


F1 5,7 ± 0,4 d 2,91 ± 0,01 f 5,2 ± 0,4 d 2,40 ± 0,08 f

F2 5,8 ± 0,2 d 3,1 ± 0,1 f 5,1 ± 0,3 d 2,57 ± 0,02 f

F3 17,5 ± 0,4 a 8,84 ± 0,06 a 17,7 ± 0,3 a 7,57 ± 0,01 a

F4 6,3 ± 0,2 d 4,4 ± 0,1 e 5,6 ± 0,5 d 3,5 ± 0,1 e

F5 7,4 ± 0,2 c 5,9 ± 0,3 d 6,7 ± 0,2 c 4,4 ± 0,3 d

F6 9,19 ± 0,09 b 7,33 ± 0,05 b 8,42 ± 0,08 b 6,0 ± 0,1 b

F7 7,9 ± 0,3 c 6,27 ± 0,08 c 7,8 ± 0,3 b 5,4 ± 0,2 c

Compostos fenólicos (mg de GAE/ g fruta seca)

50 oC 60 oC


F1 43,59 ± 0,04 d 16,7 ± 0,8 e 41,5 ± 0,1 d 12,8 ± 0,2 d

F2 41,3 ± 0,2 d 17,7 ± 0,1 e 41 ± 2 d 16,5 ± 0,4 d

F3 51,2 ± 0,3 bc 26,5 ± 0,7 c 53 ± 2 b 26,8 ± 0,4 b

F4 46,7 ± 0,4 cd 24,7 ± 0,6 d 47,4 ± 0,1 c 22,4 ± 0,4 c

F5 46,22 ± 0,08 cd 25,7 ± 0,7 cd 47,1 ± 0,4 c 26,8 ± 0,5 b

F6 68 ± 1 a 39,20 ± 0,07 a 66,5 ± 0,4 a 35,6 ± 2,9 a

F7 56 ± 3 b 32,4 ± 0,3 b 57,1 ± 0,2 b 31,9 ± 0,5 a

Letras minúsculas em coluna representam diferenças estatísticas (p˂0,05) entre as formulações estudadas.

Figura 5. Percentual de retenção de compostos fitoquímicos nas amostras de kiwi submetidos

aos processos de secagem a 50 e 60

Observando a Tabela 10 pode

concentração de compostos fenólicos e vitamina C entre as formulações estudadas, devido

principalmente à diferente compo

evidente ao se observar as formulações F1 e F2 (formulações sem aditivos) cujos os conteúdos

graficados correspondem essencialmente aos determinados na caracterização do kiwi, sendo as

160

Percentual de retenção de compostos fitoquímicos nas amostras de kiwi submetidos

aos processos de secagem a 50 e 60 oC.

Observando a Tabela 10 pode-se verificar que existem diferenças significativas de


diferente composição do aditivo aderido à cobertura. Isso fica ainda



Percentual de retenção de compostos fitoquímicos nas amostras de kiwi submetidos

se verificar que existem diferenças significativas de


cobertura. Isso fica ainda mais



161

pequenas diferenças observadas referentes apenas a fatores que influenciam na composição da

própria fruta, como: estádio de maturação da fruta, época do ano, clima, entre outros. Os

resultados obtidos mostram ainda que a simples aplicação da cobertura de pectina já exerce

influência, mesmo que pequena, sobre a preservação destes compostos termosensíveis, com

são os casos dos compostos fenólicos e da vitamina C. Isto por ser observado na Figura 5 se

comparar os percentuais de retenção destes compostos entre as formulações F1 e F2.

Ainda na Tabela 10 pode-se observar que as formulações F3, F6 e F7 referentes as

coberturas adicionadas dos compostos puros, do extrato de acerola, e da mistura dos extratos

de fruta, respectivamente, são as que possuem as maiores concentrações de compostos

fitoquímicos o que condiz com os resultados obtidos para as correspondentes coberturas

(Tabela 8). Após a secagem, é possível verificar uma significativa diminuição no conteúdo de

compostos fitoquímicos para todas as formulações estudadas, como esperado, todavia estas

três formulações citadas, em particular, obtiveram altos conteúdos de vitamina C e de

compostos fenólicos após a secagem. Isto pode ser justificado pelo fato de se tratarem de

aditivos com altas concentrações de compostos fitoquímicos os quais, naturalmente, agem

associadamente conferindo uma grande proteção ao kiwi contra efeitos oxidativos devido aos

efeitos sinérgicos destes compostos, principalmente para o caso dos extratos de frutas.

É interessante verificar que além possuir altas retenções de compostos fitoquímicos, ao

final dos processos de secagem, os kiwis recobertos com a cobertura da formulação F3

apresentaram as maiores concentrações de vitamina C. Fato que ressalta a importância destes

compostos como agentes tradicionais utilizados na indústria de alimentos para aumento da

estabilidade de produtos alimentícios e redução de processos de oxidação.

Um fator importante a ser observado é que para ambas as temperaturas de processo, as

formulações que possuíam coberturas com extratos de fruta foram capazes de proteger

efetivamente os compostos termosensíveis pertencentes as fatias de kiwi dos efeitos

oxidativos, mesmo após uma exposição prolongada a altas temperaturas e fluxo convectivo de

ar. Isto pode ser observado na Figura 5, pelos percentuais de retenção obtidos para as

formulações estudadas. É importante ressaltar ainda que além de proteger, estas mantiveram

ou até mesmo conferiram nutrientes ao kiwi, como pode ser observado pela Tabela 10 para

quase todas as determinações de vitamina C. Já com relação aos compostos fenólicos, este

162

fenômeno foi menos acentuado, entretanto elevadas retenções destes compostos foram obtidas

(entre 50 e 60 %), com consideráveis concentrações finais principalmente para as frutas

revestidas com o extrato de acerola e com a mistura dos extratos. Isto mostra que o uso das

coberturas aditivadas como um pré-tratamento para a secagem promoveu uma barreira que

minimizou a migração de oxigênio, evitando processos oxidativos, além de exibir semelhantes

coeficientes de permeabilidade a vapor de água, como pode ser confirmado pelos dados de

secagem, permitindo a desidratação do produto. Resultados semelhantes foram obtidos por

Lago-Vanzela (2013) ao estudar a desidratação de abóbora recobertas com revestimentos de

amido.

A maioria das amostras finais obtidas pela secagem a 60 oC possuem menor conteúdo

de nutrientes que as obtidas pelo processo a 50 oC, o que mostra que a elevação de 10 oC por 7

horas de secagem influenciou na degradação destes compostos, o que pode ser justificado pelo

fato dos compostos em questão serem sensíveis à exposição prolongada à elevadas

temperaturas.

Como existe uma correlação forte e direta entre a concentração de compostos

fitoquímicos, principalmente os compostos fenólicos e a capacidade antioxidante das amostras

esta medida também foi mensurada para servir de critério de avaliação dos processos

estudados. A Tabela 11 e a Figura 6 apresentam a capacidade antioxidante das amostras antes

e após o processo de secagem para as duas temperaturas de processo estudadas e as

respectivas retenções obtidas para cada formulação estudada.

Tabela 11. Atividade antioxidante (DPPH) das amostras de kiwi

DPPPH (mg de Trolox/ g fruta

Antes

F1 8,8 ± 0,3

F2 8,2 ± 0,3

F3 15 ± 1

F4 11,0 ± 0,2

F5 10 ± 1

F6 17 ± 1

F7 12 ± 3

Letras minúsculas em coluna representam diferenças estatísticas (p

Figura 6. Percentual de retenção de atividade antioxidante

aos processos de secagem a 50 e 60

163

Atividade antioxidante (DPPH) das amostras de kiwi antes e após a secagem a 50

e 60 ºC.

DPPPH (mg de Trolox/ g fruta seca)

50 oC 60 oC

Depois Antes Depoisc 3,04 ± 0,07 f 8,7 ± 0,2 ef 2,4 ± 0,2c 3,14 ± 0,05 f 8,2 ± 0,4 f 2,8 ± 0,3ab 9,08 ± 0,07 b 15,3 ± 0,3 b 7,73 ± 0,06c 6,6 ± 0,2 d 10,6 ± 0,7 d 5,5 ± 0,c 5,17 ± 0,05 e 10,2 ± 0,6 de 5,10 ± 0,01a 10 ± 1 a 17,8 ± 0,3 a 9,7 ± 0,6bc 7,3 ± 0,3 c 12,9 ± 0,7 c 6,8 ± 0,3

Letras minúsculas em coluna representam diferenças estatísticas (p˂0,05) entre as formulações estudadas.

etenção de atividade antioxidante nas amostras de kiwi submetidos

os processos de secagem a 50 e 60 oC.

antes e após a secagem a 50

Depois

0,2 d

0,3 d

0,06 b

0,2 c

0,01 c

0,6 a

0,3 b

ões estudadas.

nas amostras de kiwi submetidos

164

Dentre as formulações propostas, as que apresentaram maior capacidade ao final do

processo de secagem foram as F3 e a F6, respectivamente o que reforça a ideia da correlação

entre os compostos fitoquímicos e a atividade antioxidante, também abordada por Bennett

(2011) e por Wang, Cao, & Prior (1996), que estudaram esta relação em diferentes frutas. Já

para as formulações F4 e F5, apesar de possuírem uma menor capacidade antioxidante, estes

se destacam pela manutenção desta propriedade (percentual de retenção variando entre 50% e

60%).

O mesmo comportamento verificado para a retenção de compostos fenólicos e a

vitamina C foi obtido para a capacidade antioxidante das amostras em relação a variação de

temperatura, que foi significativamente maior para a temperatura de 50 oC.

3.5.3. Estabilidade ao longo do armazenamento

A degradação de importantes nutrientes presentes nas frutas frescas podem ocorrer

durante o processamento, como por exemplo, na secagem por ar aquecido por se tratarem de

compostos termosensíveis (Zhao & Chang, 1995) (avaliação abordada anteriormente) e podem

se propagar durante o armazenamento devido à exposição prolongada a condições adversas

(Lin & Zhao, 2007).

A Figura 7 e as Tabelas 12, 13 e 14 apresentam os conteúdos de vitamina C, compostos

fenólicos e atividade antioxidante das sete formulações de kiwi estocadas ao longo de 31 dias

em ambiente controlado (temperatura e umidade relativa do ar fixos).

Pode ser observado na Figura 7 e pelas Tabelas 12, 13 e 14 que a incorporação de

ingredientes funcionais, como os ácidos ascórbico e cítrico ou mesmo os extratos de fruta, à

cobertura de pectina, contribuiu para a manutenção de níveis mais elevados de compostos

inerentes ao kiwi durante a avaliação da estabilidade na estocagem, sendo possível verificar

baixas taxas de degradação para os compostos estudados. Este fato pode ser claramente

visualizado para a formulação F6 que contém extrato de acerola tanto para os compostos

fitoquímicos como para a atividade antioxidante. Ao se comparar esta formulação com a F3

(formulação com ácidos), constata-se que mesmo com conteúdo inicial significantemente

menor, a formulação F6 apresenta um conteúdo final de compostos fitoquímicos e atividade

antioxidante próximo ao final obtido na formulação F3. Isto evidencia que os antioxidantes

165

naturais, pertencentes aos extratos de frutas, atuam mais efetivamente contra processos

oxidativos, visto que agem de forma associada.

Apesar de após a secagem a ordem estabelecida para a concentração de compostos

serem similares (sendo F3, F6 e F7 as formulações com maiores níveis) algumas diferenças

em particular podem ser verificadas entre a taxa de decaimento na concentração de compostos

e capacidade antioxidante obtidas para as formulações estudadas.

Para a vitamina C, pode-se verificar que as coberturas com extratos de frutas,

independente da concentração verificada após a secagem, tiveram um decaimento muito

menor no seu conteúdo ao longo do estudo de estabilidade que a cobertura com os compostos

puros (F3), que por sua vez, possuía em sua composição ácido ascórbico. Vale ressaltar que a

formulação aditivada de extrato de acerola (fruta com relevante conteúdo de desta vitamina)

ao final de período de armazenamento possuía uma concentração semelhante a formulação F3,

com percentuais de retenção de 62 % e 52 % respectivamente. Ainda na Tabela 9, ao se

comparar as concentrações entre estas duas formulações, um conteúdo estatisticamente

semelhante foi verificado para este composto entre a formulação F3 no 31o dia do estudo e a

F6 no 14o dia do estudo, apesar de uma diferença inicial de 24 %. o que mostra claramente os

efeito sinérgico da mistura dos compostos encontrados nas frutas.

Figura 7. Curva do conteúdo de vitamina C

166

conteúdo de vitamina C, compostos fenólicos e atividade antioxidante ao

longo de 31 dias de estocagem.

e atividade antioxidante ao

167

Tabela 12. Conteúdo de vitamina C (mg aa/g kiwi seco) durante o armazenamento .

0 dias 7 dias 14 dias 31 dias

F1 2,6 ± 0,2 e A 2,2 ± 0,1 e AB 1,9 ± 0,1 d BC 1,68 ± 0,03 e C

F2 2,32 ± 0,05 e A 2,1 ± 0,1 e AB 2,0 ± 0,1 d BC 1,82 ± 0,02 e C

F3 7,45 ± 0,07 a A 6,3 ± 0,2 a B 5,4 ± 0,2 a C 3,84 ± 0,04 a D

F4 3,51 ± 0,09 d A 3,1 ± 0,1 d B 2,8 ± 0,1 c C 2,27 ± 0,09 cd D

F5 4,1 ± 0,3 d A 3,4 ± 0,2 cd B 3,0 ± 0,2 c BC 2,50 ± 0,05 c C

F6 5,7 ± 0,2 b A 4,05 ± 0,08 b B 3,7 ± 0,1 b B 3,00 ± 0,07 b C

F7 4,9 ± 0,3 c A 3,6 ± 0,1 c B 3,0 ± 0,1 c BC 2,6 ± 0,2 c C

Letras minúsculas em linha representam diferenças estatísticas (p˂0,05) para mesma formulação ao longo do tempo.

Letras maiúsculas em coluna representam diferenças estatísticas (p˂0,05) ao longo do tempo.

Tabela 13. Conteúdo de compostos fenólicos (µg GAE/g kiwi seco) durante o armazenamento


F1 13,4 ± 0,3 e A 7,3 ± 0,1 e B 7,0 ± 0,1 d B 6,7 ± 0,1 c B

F2 22,6 ± 0,5 d A 14,2 ± 0,1 d B 13,3 ± 0,7 c B 13,4 ± 0,2 b B

F3 26,1 ± 0,4 c A 17,7 ± 0,6 b B 17 ± 2 ab B 13,02 ± 0,08 b C

F4 23,32 ± 0,09 d A 17,38 ± 0,09 b B 14,41 ± 0,03 bc C 13,1 ± 0,2 b D

F5 27,4 ± 0,2 c A 15,35 ± 0,06 c B 13,7 ± 0,3 c C 13,1 ± 0,5 b C

F6 36,5 ± 0,6 a A 22,1 ± 0,2 a B 18,8 ± 0,1 a C 17,1 ± 0,7 a D

F7 33,92 ± 0,02 b A 21,2 ± 0,3 a B 16,86 ± 0,05 ab C 15,9 ± 0,1 a D



Tabela 14. Atividade antioxidante (mg Trolox/g kiwi seco) durante o armazenamento.


F1 2,4 ± 0,2 e A 2,26 ± 0,01 e A 2,140 ± 0,006 c A 2,062 ± 0,007 e A

F2 5,03 ± 0,03 d A 2,89 ± 0,05 d B 2,41 ± 0,06 c C 2,09 ± 0,05 e D

F3 9,4 ± 0,2 a A 5,6 ± 0,1 a B 4,1 ± 0,3 a C 3,44 ± 0,02 b C

F4 5,2 ± 0,2 d A 4,33 ± 0,06 c B 2,87 ± 0,03 d C 2,34 ± 0,02 c D

F5 5,90 ± 0,06 c A 4,3 ± 0,1 c B 3,99 ± 0,01 a C 2,34 ± 0,02 b D

F6 9,26 ± 0,08 a A 5,1 ± 0,2 b B 4,28 ± 0,06 a C 3,91 ± 0,02 a C

F7 6,62 ± 0,04 b A 4,93 ± 0,04 b B 3,90 ± 0,04 a C 3,41 ± 0,03 b D



168

Com relação às demais formulações contendo extratos de frutas, pode-se verificar que

apesar das formulações F4, F5 e F7 partirem de um conteúdo relativamente semelhantes de

vitamina C, ao longo do armazenamento, é verificada uma queda mais acentuada deste

composto para a formulação F7, que por sua vez se iguala as concentrações das formulações

F4 e F5 no 14o dia (formulação com menor conteúdo de vitamina C).

Com relação à retenção de compostos fenólicos é possível verificar que para

formulações contendo extratos de frutas o efeito protetor da cobertura é predominante durante

a secagem e até o 14o dia de armazenamento visto a diferença entre capacidade de retenção e

concentração de compostos fenólicos obtidos pelas mesmas. A partir do 14o dia de

armazenamento as concentração de compostos fenólicos para as formulações F5, F6 e F7

foram estáveis e estatisticamente semelhantes, o que sugere que o aditivo incorporado a estas

coberturas já não é mais o fator dominante para evitar oxidação da fruta e sim, este papel está

diretamente relacionado ao efeito do recobrimento físico em si.

Ao se comparar as formulações F1 e F2 (Figura 7 e Tabelas 12, 13 e 14), pode-se

observar que mesmo partindo de uma concentração de compostos e capacidade antioxidante

na maioria dos casos diferentes (conteúdo após a secagem), ao longo da estabilidade, as

concentrações destes compostos decaem sutilmente até um ponto em que já não diferem

estatisticamente uma da outra, fato que ocorre geralmente a partir do 7º dia. Isto mostra que o

efeito protetor da cobertura de pectina durante o processo de secagem é bem mais

representativo que ao longo do armazenamento.

Considerando que a atividade antioxidante de uma amostra está intimamente

relacionada a concentração de compostos com propriedades funcionais pertencentes a ela. Este

fato pode ser constatado ao se analisar as razões entre as formulações F3 e F6 ao longo da

estabilidade. O mesmo perfil de decaimento e diferença entre as concentrações compostos

fenólicos e vitamina C nos diferentes tempos foram observados para as atividades

antioxidantes. Pode-se ainda verificar na Figura 7 e nas Tabelas 12, 13 e 14 que além de as

formulações possuírem capacidades antioxidantes semelhantes, os percentuais de retenção

também acompanham a tendência apresentada para a maioria das amostras correspondentes as

medidas de compostos fenólicos e vitamina C.

169

A alteração da cor superficial dos kiwis é um fator determinante para a avaliação da

qualidade do produto seco, pois está fortemente relacionado a características de qualidade

visto que suas alterações podem ser resultado de processos oxidativos. A Figura 5 e a Tabela

15 apresentam os parâmetros de cor (a*, b* e L*) das superfícies dos kiwis ao longo do

armazenamento.

Analisando a Figura 8 e a Tabela 15 é possível observar algumas alterações com

relação aos parâmetros a* e b* durante o tempo de estocagem estudado, sendo o parâmetro a*

o que mais se modificou, tendo um crescimento aproximadamente linear ao longo da

estocagem, enquanto que para o parâmetro b* pequenas ou nenhuma alteração foi verificada.

Dentre as formulações estudadas, a F1 foi a que mais se modificou em relação aos

parâmetros a* e b*, como esperado, visto que se trata da formulação controle (fatias sem

revestimento). Já entre as formulações que utilizaram coberturas como barreira protetora ao

oxigênio, a formulação F2 se destacou como uma das que apresentaram os menores valores

desses parâmetros ao final do estudo e isto está relacionado ao fato deste revestimento

proteger sem interferir na coloração das fatias. Um fato interessante a ser observado é que

dentre as formulações contendo extratos de frutas incorporados, as F6 e F7 foram as que

apresentaram os maiores valores para o parâmetro a* tanto ao início como no final do estudo

de estabilidade, isto está relacionado à coloração vermelha inerente ao extrato de acerola

pertencente a ambas as formulações. Este fato pode ser facilmente visualizado através das

fotos apresentadas no Quadro B1 do Apêndice B. Já para as formulações com cobertura de

caju e morango, que possuíam coloração menos intensa, apesar de ao final do estudo de

estabilidade apresentar coloração menos intensa (parâmetro a*), estas foram as quais cujos

aumentos foram mais significativos.

Já com relação ao parâmetro L*, para a maioria das amostras estudadas (amostras com

revestimento) foi observada pequena ou nenhuma diminuição deste parâmetro para as

formulações estudadas ao longo da estocagem. Ao se comparar as formulações F1 e F2

(formulações com e sem cobertura, respectivamente) é possível verificar que já ao sétimo dia

de estocagem, a primeira já apresenta diferença significativa comparado à medida após a

secagem. A queda deste parâmetro é um resultado esperado, tendo em vista a diminuição da

umidade ocorrida ao longo do tempo. Já para a formulação F2, esta diminuição só é observada

ao final do estudo de estabilidade, o que ressalta o efeito da cobertura sobre o

conferido as fatias de kiwi.

Figura 8. Parâmetros de cor (L*, a* e b*) das superfícies do kiwi ao longo da estocagem.

170

final do estudo de estabilidade, o que ressalta o efeito da cobertura sobre o

Parâmetros de cor (L*, a* e b*) das superfícies do kiwi ao longo da estocagem.

final do estudo de estabilidade, o que ressalta o efeito da cobertura sobre o luminosidade

Parâmetros de cor (L*, a* e b*) das superfícies do kiwi ao longo da estocagem.

171

Tabela 15. Parâmetros de cor (L*, a* e b*) para as formulações de kiwi durante a estocagem.

a*


F1 3,4 ± 0,2 bc C

4,0 ± 0,2 bc C

5,6 ± 0,5 a B

8,3 ± 0,9 a A

F2 1,9 ± 0,2 e C

3,7 ± 0,3 c B

3,3 ± 0,1 c B

6,5 ± 0,5 b A

F3 4,3 ± 0,6 ab B

4,5 ± 0,4 abc B

4,0 ± 0,3 bc B

7,1 ± 0,5 ab A

F4 2,1 ± 0,2 de C

3,9 ± 0,1 c B

4,4 ± 0,4 b B

6 ± 1 b A

F5 2,84 ± 0,02 cd C

4,9 ± 0,7 ab B

4,7 ± 0,5 ab B

6,4 ± 0,3 b A

F6 4,5 ± 0,4 a BC

5,2 ± 0,4 a B

4,3 ± 0,3 bc C

7,4 ± 0,3 ab A

F7 4,6 ± 0,3 a B

4,5 ± 0,2 abc B

4,2 ± 0,4 bc B

6,4 ± 0,3 b A

b*


F1 21 ± 4 a A 18,4 ± 0,6 abc A 18,8 ± 0,5 a A 20,1 ± 0,7 ab A

F2 17 ± 2 ab A 17,0 ± 0,3 bc A 15,8 ± 0,9 b A 16,4 ± 0,6 c A

F3 17,7 ± 0,8 ab A 18 ± 1 abc A 18 ± 1 a A 19 ± 1 b A

F4 17,7 ± 0,9 ab A 18,5 ± 0,6 abc A 18 ± 1 a A 20 ± 1 ab A

F5 18,8 ± 0,9 ab A 18 ± 1 ab A 18 ± 1 a A 19 ± 0,3 bc A

F6 15,4 ± 0,9 b A 16 ± 1 c A 15,2 ± 0,1 b A 17 ± 1 c A

F7 15,7 ± 0,6 ab AB 20,4 ± 0,9 a AB 16 ± 1 a B 18,2 ± 0,6 a A

L*


F1 33 ± 4 a A 29 ± 2 ab AB 25,09 ± 1 cd B 25 ± 1 abcd B

F2 33 ± 1 a A 31 ± 2 a A 31,25 ± 1 a A 27 ± 1 ab B

F3 29,1 ± 0,3 abc A 29 ± 2 ab A 29,44 ± 1 ab A 27 ± 1 a A

F4 28 ± 2 bc A 30 ± 2 ab A 26,74 ± 0,3 bc A 21 ± 1 d B

F5 26 ± 1 c A 25,9 ± 0,3 b A 23,16 ± 2 d A 22 ± 2 bcd A

F6 31,3 ± 0,3 abc A 28 ± 2 ab B 26,83 ± 1 bc B 22 ± 1 cd C

F7 32 ± 1 ab A 30 ± 2 a A 29,87 ± 0,4 a A 26 ± 2 abc B

Letra minúsculas em coluna representam diferenças estatísticas (p˂0,05) entre as formulações estudadas para cada tempo de

estocagem. Letras maiúsculas em linhas representam diferenças estatísticas (p˂0,05) entre a mesma formulação ao longo do

armazenamento.

Assim como ocorrem mudanças nas propriedades químicas e óticas no kiwi seco ao

longo da estocagem, alterações nas propri

apresenta o gráfico de força de compressão para as amostras de kiwis secos ao longo do

tempo de estocagem.

Figura 9. Força necessária à deformação

Tabela 16. Força necessária à deformação

0 dias

F1 23,3 ± 0,8 a C

F2 17 ± 1 b D

F3 16 ± 2 b C

F4 13 ± 1 bc C

F5 14 ± 1 bc C

F6 13 ± 1 bc C

F7 10,8 ± 0,2 c C

Letra minúsculas em coluna representam diferenças estatísticas

de estocagem. Letras maiúsculas em linhas representam difer

172


longo da estocagem, alterações nas propriedades físicas também são esperadas. A Figura 9


orça necessária à deformação das amostras de kiwi ao longo do período de

estocagem.

orça necessária à deformação das amostras de kiwi ao longo do período de

estocagem.

Força (kg/m²)

7 dias 15 dias 31 dias

28 ± 2 ab B 36 ± 1 a A 37 ± 1

21,8 ± 0,9 c C 25,6 ± 0,9 b B 32 ± 1

23,2 ± 0,4 bc B 25,9 ± 0,4 a A 36 ± 3

30,4 ± 3 a B 36 ± 3 a A 36,9 ± 0,6

29,7 ± 1 a B 37 ± 1 a A 36,9 ± 0,5

16 ± 1 d C 21 ± 1 c B 26 ± 2

22 ± 2 c B 26 ± 3 b AB 27 ± 1

Letra minúsculas em coluna representam diferenças estatísticas (p˂0,05) entre as formulações estudada

de estocagem. Letras maiúsculas em linhas representam diferenças estatísticas (p˂0,05) entre a mesma formulação ao

longo do armazenamento.


também são esperadas. A Figura 9


das amostras de kiwi ao longo do período de

das amostras de kiwi ao longo do período de

31 dias

1 a A

1 b A

3 ab A

0,6 a A

0,5 a A

2 c A

1 c A

entre as formulações estudadas para cada tempo

entre a mesma formulação ao

173

Para evitar maiores desvios na análise todas as amostras foram medidas da mesma

maneira, de maneira a serem selecionadas pelas similaridades nas dimensões das fatias de

kiwi (casca e polpa). No estudo de estabilidade foi possível verificar através de análises de

compressão que a força necessária para provocar uma deformação de 80 % nas diferentes

amostras cresceu ao longo da estocagem para todas as formulações estudadas. Isto se deve

a perda de umidade das amostras ao longo do armazenamento o que faz com que a fatias de

kiwi fiquem mais resistentes a deformação.

As formulações F2, F6 e F7 apresentaram uma força para deformação similar no

último dia de estocagem, e estas foram as que necessitaram da menor força de compressão

para obter deformação. Em contrapartida, as demais formulações se mostraram mais

rígidas, fato que está relacionado à maior perda de água pela fruta. Um destaque especial

deve ser dado para a formulação F1 que partiu de um força mais elevada no tempo t=0 dias,

devido o menor conteúdo de umidade inicial apresentada pela mesma.

174

4. Conclusão

As isotermas de dessorção do kiwi obtidas para as sete formulações, nas três

temperaturas estudadas foram bem ajustadas pelo modelo de GAB com elevados

coeficientes de determinação.

A cinética de secagem mostrou que a temperatura influenciou na taxa de secagem e

que, de uma maneira geral, as formulações com amostras recobertas e a formulação

controle apresentaram comportamentos semelhantes, o que mostra que o revestimento

possui pequena influência a secagem.

A aplicação das coberturas contendo antioxidantes contribuiu para minimizar

significativamente os efeitos indesejáveis da oxidação de nutrientes, além de promover uma

melhoria da manutenção das características de qualidade dos kiwis ao longo da estocagem

por 31 dias a 40 oC. Pode-se concluir que entre os recobrimentos aplicados aos kiwis, as

formulações F3 (cobertura com compostos puros) e F6 (cobertura com extrato de acerola)

obtiveram os melhores resultados em termos de manutenção da qualidade nutricional da

fruta, sem influenciar as cinéticas de secagem.

175


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181

CAPÍTULO 7

Conclusões gerais

183

1. Conclusões gerais

As principais conclusões deste trabalho sobre o desenvolvimento de filmes e

coberturas antioxidantes de pectina foram:

• Os extratos de fruta com elevados conteúdos de compostos fitoquímicos, como o caso

do de acerola, podem ser utilizados na tecnologia de alimentos como compostos

antioxidantes para proteção de diversos produtos alimentícios contra processos

oxidativos.

• Os filmes de pectina com extratos de fruta apresentaram-se transparentes, todavia com

coloração característica inerente à cor do extrato incorporado. Além disso, suas

estruturas apresentaram similares características às dos filmes sem adição de

compostos antioxidantes.

• A adição de compostos fitoquímicos aos filmes de pectina resultaram em um

aprimoramento de suas propriedades ópticas, intensificando seu efeito foto-protetor

devido à diminuição da absorção de luz UV, o que torna os mesmos potencialmente

aplicáveis como embalagem.

• O filme de acerola apresentou a maior atividade antioxidante e concentração de

compostos fenólicos, dentre os filmes estudados.

• Dentre os simulantes de alimentos líquidos estudados, foi observada uma maior

concentração de compostos fenólicos no metanol que na água, devido à maior

afinidade entre o solvente e estes compostos.

• Em relação aos simulantes sólidos, é possível concluir que o gel contendo fibras de

celulose forneceu uma maior resistência ao processo difusivo de compostos fenólicos.

Tendo em vista que o objetivo de aplicação destes filmes está direcionado a alimentos

basicamente sólidos, cujas matrizes são mais complexas, este sistema oferece uma

idéia mais realista da velocidade de liberação destes compostos fitoquímicos.

• A segunda lei de Fick descreveu bem o processo difusional dos compostos fenólicos

pela matrix do filme de pectina.

• Os valores de difusividade efetiva dos compostos fenólicos nos géis de gelatina foram

consideravelmente superiores aos obtidos para os filmes de pectina, como esperado.

184

Logo, o pressuposto assumido que é a difusão no filme controla o processo de

migração, é válido.

• O modelo de GAB ajustou satisfatoriamente os dados das isotermas de dessorção do

kiwi, para as formulações com e sem revestimento.

• A aplicação das coberturas contendo antioxidantes contribuiu para minimizar

significativamente os efeitos indesejáveis da oxidação de nutrientes, sem influenciar o

comportamento da cinética de secagem. Além disto, ela promoveu uma melhoria da

manutenção das características de qualidade dos kiwis ao longo da estocagem por 31

dias a 40 oC.

• Os revestimentos com extrato de acerola e com ácido ascórbico e cítrico foram os mais

efetivos na manutenção da qualidade nutricional do produto desidratado além de

adicionar alguns nutrientes à fruta.

• Os extratos de frutas podem ser uma alternativa natural e efetiva aos tradicionais

aditivos antioxidantes normalmente aplicados em produtos alimentícios, além de ser

uma opção que é bem vista pelo mercado consumidor.

• Além de evitar o escurecimento enzimático, a aplicação de coberturas contendo

extratos de frutas frescas pode conferir cor aos produtos, quando esta característica for

desejada.

• A utilização de coberturas e filmes antioxidantes é uma tendência atual na área de

tecnologia de alimentos por ser uma alternativa natural e biodegradável atuando como

revestimentos com ação antioxidante, tendo por resultado a extensão a vida de

prateleira de alimentos.

185

Apêndices

Apêndice A

Figura A1

187

1. Processo de preparação dos extratos de fruta

188

Figura A2. Fotos dos extratos de frutas. *Legenda: Extratos aquosos (A) e alcoólicos (L) de acerola (A1), caju

(A2), mamão (A3), morango (A4) e pequi (A5).

L-A2 L-A1

A-A1

L-A4 L-A5

A-A2 A-A3 A-A4 A-A5

L-A3

Figura

189

Figura A3. Processo de preparação dos filmes

190

A1

A4

A5 A6

A2

A3

191

Figura A4. Fotografias dos filmes controle e aditivados de extratos de frutas

*Legenda: A1 – controle; A2 – acerola; A3 – caju; A4 – mamão; A5 – morango; A6 – pequi

Apêndice B

Figura B1. Isotermas de dessorção do kiwi para as sete formulações propostas a 30 °C (A),

50 °C (B) e 60 °C (C).

192

Isotermas de dessorção do kiwi para as sete formulações propostas a 30 °C (A),

(A)

(B)

(C)

Isotermas de dessorção do kiwi para as sete formulações propostas a 30 °C (A),

50 oC

Antes

F1

F2

F3

F4

F5

F6

F7

Quadro B1. Fotos das fatias de kiwi antes e após a secagem para as duas temperaturas de

processo (50 e 60 oC).




193

60 oC Depois Antes

Fotos das fatias de kiwi antes e após a secagem para as duas temperaturas de


cobertura adicionada de extrato de caju, F5: fatia com cobertura adicionada de extrato de morango, F6:


Depois

Fotos das fatias de kiwi antes e após a secagem para as duas temperaturas de


cobertura adicionada de extrato de caju, F5: fatia com cobertura adicionada de extrato de morango, F6:


194

Anexos

196

PRODUÇÃO CIENTÍFICA E ATIVIDADES ACADÊMICAS

1. Artigos publicados em periódicos indexados

• Eça, K.S.; Sartori, T.; Menegalli, F.C. Films and edible coatings containing

antioxidants - a review. Brazilian Journal of Food Technology (Online), v. 17, p. 98-

112, 2014.

• Eça, K.S. ; Gomes, M.T.M.S. ; Viotto, L.A. . Uso de Membranas para o Tratamento de

Vinhaça. STAB (Piracicaba), v. 32, p. 31-35, 2014.

• Gomes, M.T.M.S.; Eça, K.S.; Viotto, L.A. . Concentration of Vinasse Using

Membrane Filtration Processes. Journal of Agricultural Science and Technology

(USA. Print), v. 2, p. 875-886, 2012.

• Gomes, M.T.M.S. ; Eça, K.S. ; Viotto, L.A. . Concentração da vinhaça por

microfiltração seguida de nanofiltração com membranas. Pesquisa Agropecuária

Brasileira (1977. Impressa), v. 46, p. 633-638, 2011.

2. Artigos submetidos para publicação em periódicos indexados

• Eça, K.S.*; Machado, M.T.C.; Hubinger, M.D.; Menegalli, F.C. Active packaging

films: characterization and release of polyphenols compounds to food simulant.

Submited to: LWT- Food Science and Technology.

• Eça, K.S.*; Machado, M.T.C.; Hubinger, M.D.; Menegalli, F.C. Development of active

films from pectin and fruit extracts: light protection, antioxidant capacity and

compounds stability. Submited to: Journal of Food Science.

• Machado, M.T.C.*; Eça, K.S.; Vieira, G.S.; Menegalli, F.C.; Martínez, J. and

Hubinger, M.D. Prebiotic oligosaccharides from artichoke industrial waste: evaluation

of different extraction methods. Submited to: Industrial crops and products.

3. Trabalhos resumidos publicados em anais de eventos

• Machado, M.T.C.; Eça, K.S. ; Hubinger, M.D. ; Menegalli, F.C. . Caracterização de

filmes de pectina aditivados com compostos antioxidantes. In: VIII Congresso de

197

Microscopia dos Materiais, 2014, Campinas. VIII Congresso de Microscopia dos

Materiais, 2014.

• Machado, M.T.C.; Eça, K.S.; Menegalli, F.C. ; Hubinger, M.D. Extração de açúcares

com poder prebiótico a partir de resíduo industrial de alcachofra. In: 9 CIBIA -

Congreso Iberoamericano de Ingeniería de Alimentos, 2014, Valência. 9 CIBIA

Congreso Iberoamericano de Ingeniería de Alimentos, 2014.

• Eça, K.S. ; Machado, M.T.C. ; Hubinger, M.D. ; Menegalli, F.C. . Incorporação de

extratos de frutas com propriedades funcionais à biofilmes de pectina. In: 9 CIBIA -

Congreso Iberoamericano de Ingeniería de Alimentos, 2014, Valência. 9 CIBIA -

Congreso Iberoamericano de Ingeniería de Alimentos, 2014.

• Eça, K.S. ; Machado, M.T.C. ; Hubinger, M.D. ; Menegalli, F.C. Atividade

antioxidante e determinação de micronutrientes em extratos alcoólicos e aquosos de

frutas brasileiras. In: Jornadas AGROBIOENVASES, 2012, Florianópolis. Jornadas

AGROBIOENVASES, 2012.

• Eça, K.S. ; Machado, M.T.C. ; Hubinger, M.D. ; Menegalli, F.C. Filmes de pectina

aditivados com extratos de frutas.. In: Jornadas AGROBIOENVASES, 2012,

Florianópolis. Jornadas AGROBIOENVASES, 2012.

• Gomes, M.T.M.S.; Eça, K.S.; Viotto, L.A. Comparison between ultrafiltration process

and micro followed by ultra to concentrate vinasse.. In: II International Symposium

on Agricultural and Agroindustrial Waste Management, 2011, Foz do Iguaçu.

Anais do II International Symposium on Agricultural and Agroindustrial Waste

Management, 2011.

• Debien, I.C.N.; Gomes, M.T.M.S.; Eça, K.S.; Silva, F.C ; Viotto, L.A. . Estudo do

processo de ultrafiltração da água de coco (Cocus Nucifera): Avaliação do fluxo de

permeado.. In: 9 SLACA - Simpósio Latino Americano de Ciências de Alimentos,

2011, Campinas. Ciência de Alimentos e Qualidade de Vida: Saúde, Meio Ambiente e

Sustentabilidade, 2011.

4. Estágio de capacitação docente

• Participação no Programa de Estágio Docente (PED) (Grupo C) – Operações

Unitárias I. (2o semestre de 2013)

198

• Participação no Programa de Estágio Docente (PED) (Grupo C) – Operações

Unitárias I. (1o semestre de 2014)

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