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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
DETERMINACIÓN DE LA PRESENCIA DE Staphylococcus spp. COAGULASA
POSITIVO Y SUS PATRONES DE RESISTENCIA A ANTIBIÓTICOS EN
CASOS DE PIODERMATITIS CANINA EN LA CLÍNICA VETERINARIA FMVZ-
UCE.
Autor: Catherine Elizabeth Tulcán Álvarez
Tutora: MSc. Juliette Cadier
Quito, Diciembre del 2018
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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
DETERMINACIÓN DE LA PRESENCIA DE Staphylococcus spp. COAGULASA
POSITIVO Y SUS PATRONES DE RESISTENCIA A ANTIBIÓTICOS EN
CASOS DE PIODERMATITIS CANINA EN LA CLÍNICA VETERINARIA FMVZ-
UCE
Informe final de investigación presentado como requisito para optar el Título de
Médico Veterinario Zootecnista
Autor: Catherine Elizabeth Tulcán Álvarez
Tutora: MSc. Juliette Cadier
Quito, Diciembre del 2018
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DERECHOS DEL AUTOR
Yo Catherine Elizabeth Tulcán Álvarez en calidad de autora y titular de los
derechos morales y patrimoniales del trabajo de titulación “DETERMINACIÓN
DE LA PRESENCIA DE Staphylococcus spp. COAGULASA POSITIVO Y
SUS PATRONES DE RESISTENCIA A ANTIBIÓTICOS EN CASOS DE
PIODERMATITIS CANINA EN LA CLÍNICA VETERINARIA FMVZ-UCE”,
modalidad Proyecto de Investigación , de conformidad con el Art. 114 del
CÓDIGO ORGÁNICO DE LA ECONOMÍA SOCIAL DE LOS
CONOCIMIENTOS, CREATIVIDAD E INNOVACIÓN, concedo a favor de la
Universidad Central del Ecuador una licencia gratuita, intransferible y no
exclusiva para el uso no comercial de la obra, con fines estrictamente
académicos. Conservo a mi favor todos los derechos de autor sobre la obra,
establecidos en la normativa citada.
Así mismo autorizo a la Universidad Central del Ecuador para que realice la
digitalización y publicación de este trabajo de investigación en el repositorio
virtual, de conformidad a lo dispuesto en el Art. 144 de la Ley Orgánica de
Educación Superior.
El autor declara que la obra objeto de la presente autorización es original en su
forma de expresión y no infringe el derecho de autor de terceros, asumiendo la
responsabilidad por cualquier reclamación que pudiera presentarse por esta
causa y liberando a la Universidad de toda responsabilidad.
En la ciudad de Quito, a los 11 días del mes de Diciembre del 2018
______________________
Catherine Elizabeth Tulcán Álvarez C.I. 1723843403
iv
INFORME DE APROBACIÓN DEL TUTOR DEL TRABAJO DE TITULACIÓN
Yo, Juliette Cadier en mi calidad de tutora del trabajo de titulación, modalidad
Proyecto de Investigación, elaborado por CATHERINE ELIZABETH TULCÁN
ÁLVAREZ; cuyo título es: “DETERMINACIÓN DE LA PRESENCIA DE
Staphylococcus spp. COAGULASA POSITIVO Y SUS PATRONES DE
RESISTENCIA A ANTIBIÓTICOS EN CASOS DE PIODERMATITIS CANINA
EN LA CLÍNICA VETERINARIA FMVZ-UCE”, previo a la obtención del Grado
de Médico Veterinario Zootecnista; considero que el mismo reúne los requisitos
y méritos para ser sometido a la evaluación por parte del tribunal examinador
que se designe, por lo que lo APRUEBO, a fin de que el trabajo sea habilitado
para continuar con el proceso de titulación determinado por la Universidad
Central del Ecuador.
En la ciudad de Quito, a los 11 días del mes de Diciembre del 2018.
------------------------------------------------
MVZ Juliette Cadier MSC
Tutora
C.I.
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INFORME DE APROBACIÓN DEL TRIBUNAL
Luego de Calificar el Informe Final de Investigación del trabajo de titulación
denominado “DETERMINACIÓN DE LA PRESENCIA DE Staphylococcus
spp. COAGULASA POSITIVO Y SUS PATRONES DE RESISTENCIA A
ANTIBIÓTICOS EN CASOS DE PIODERMATITIS CANINA EN LA CLÍNICA
VETERINARIA FMVZ-UCE”, previo a la obtención del título de Médico
Veterinario Zootecnista presentado por la señorita Catherine Elizabeth Tulcán
Álvarez.
Emite el siguiente veredicto: ……………………………………………………
Fecha: …………………………………………………………………………….
Para constancia de lo actuado firman:
Presidente: Dra. María Belén Ceballos…...………………………………………….
Vocal principal: Dr. Cristian Vinueza…………………………………………………
Vocal principal: Dr. Julio Soria………………………………………………………..
Tutor: Dra. Juliette Cadier.…………………………………………………………….
vi
Dedicatoria
A Dios, por permitirme llegar a este momento tan especial en mi vida. A mis
padres quienes con sus consejos han sabido guiarme, acompañándome
durante todo mi trayecto estudiantil y de la vida, a mi familia y amigos quienes
me han brindado su amistad y su apoyo incondicional.
vii
Agradecimiento
A Dios por protegerme durante todo mi camino y darme fuerzas para superar
obstáculos y dificultades a lo largo de toda mi vida.
A mis padres, que con su demostración de padres ejemplares me han
enseñado a no desfallecer ni rendirme ante nada y siempre perseverar a través
de sus sabios consejos.
A mi tutora, Dra. Juliette Cadier, por su valiosa guía y asesoramiento a la
realización de la investigación.
A la Universidad Central del Ecuador, en especial a la Facultad de Medicina
Veterinaria y Zootecnia, a su personal docente, por compartir sus conocimientos
y experiencias.
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ÍNDICE GENERAL
ÍNDICE DE FIGURAS ........................................................................................ IX
ÍNDICE DE TABLAS ........................................................................................... X
INDICE ABREVIATURAS Y SÍMBOLOS ........................................................... XI
RESUMEN .......................................................................................................... 1
ABSTRACT ......................................................................................................... 2
CAPÍTULO I ........................................................................................................ 3
INTRODUCCIÓN ................................................................................................ 3
CAPÍTULO II ....................................................................................................... 5
OBJETIVOS ........................................................................................................ 5
CAPÍTULO III ...................................................................................................... 6
REVISIÓN DE LITERATURA.............................................................................. 6
3.1 PIODERMA CANINA .................................................................................... 6
3.2 FACTORES PREDISPONENTES ................................................................ 7
3.3 SIGNOS CLÍNICOS DE PIODERMA ....................................................... 8
3.4 DIAGNÓSTICO CITOLÓGICO LABORATORIAL DE PIODERMA .......... 9
3.5 TRATAMIENTO DE LA PIODERMA EN CANINOS ............................... 10
3.6 GÉNERO STAPHYLOCOCCUS SPP. COAGULASA POSITIVOS ....... 11
3.6.1 STAPHYLOCOCCUS AUREUS ......................................................... 11
3.6.2 STAPHYLOCOCCUS PSEUDINTERMEDIUS ................................... 12
3.7 IDENTIFICACIÓN FENOTÍPICA DE LAS ESPECIES DE
STAPHYLOCOCCUS SPP. COAGULASA POSITIVA ..................................... 12
3.8 RESISTENCIA ANTIMICROBIANA ....................................................... 14
3.9 IMPORTANCIA EN SALUD PUBLICA ................................................... 15
CAPÍTULO IV .................................................................................................... 17
ASPECTOS METODOLÓGICOS ..................................................................... 17
4. MATERIALES Y MÉTODOS ........................................................................... 17
4.1. MATERIALES ......................................................................................... 17
4.2 METODOLOGÍA ........................................................................................... 18
4.2.1 REQUISITOS PARA SELECCIÓN DE LOS ANIMALES ...................................... 18
4.2.2 POBLACIÓN Y MUESTRA ........................................................................... 18
ix
4.2.3 UBICACIÓN DE LA INVESTIGACIÓN ............................................................. 18
4.2.4 PROCEDIMIENTO DE LA INVESTIGACIÓN ..................................................... 19
4.2.5 IDENTIFICACIÓN MICROSCÓPICAS MEDIANTE TINCIÓN .................................. 19
4.2.8 CULTIVO ................................................................................................. 20
4.2.9 IDENTIFICACIÓN FENOTÍPICA ..................................................................... 21
4.2.10 PRUEBAS DE SENSIBILIDAD ANTIMICROBIANA ........................................... 25
4.2.11 CONSERVACIÓN Y MANTENIMIENTO DE LAS CEPAS .................................... 27
4.2.12 ANÁLISIS ESTADÍSTICO ........................................................................... 27
CAPÍTULO V..................................................................................................... 28
RESULTADOS Y DISCUSIÓN ......................................................................... 28
CAPÍTULO VI
CONCLUSIONES ............................................................................................. 38
BIBLIOGRAFÍA ................................................................................................. 40
ANEXOS ........................................................................................................... 46
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1 Toma de muestra de una lesión costrosa y supurativa. ..................... 19
Figura 2. Citología de pioderma canina. A: Neutrófilos polimorfonucleares con
bacterias fagocitadas en tinción Giemsa. B: Bacterias cocos Gram positivos en
tinción Gram...................................................................................................... 20
Figura 3 Staphylococcus spp. en agar Sal Manitol(A),Sangre(B) y Chocolate(C)
.......................................................................................................................... 21
Figura 4. Algoritmo de la determinación fenotípica de S. aureus y S.
pseudintermedius .............................................................................................. 22
Figura 5. S. pseudintermedius en Agar Purpura de Bromocresol .................... 25
Figura 6. Medición del halo de inhibición bacteriana ........................................ 26
x
ÍNDICE DE TABLAS
Tabla 1. Clasificación de las piodermas según las lesiones clínicas (modificada
de Beco et al., 2013a) ......................................................................................... 8
Tabla 2. Pruebas fenotípicas para la discriminación entre S. pseudintermedius y
S. aureus aislados de caninos (modificada de Quinn Patrick et al., 2011;
Bannoehr & Guardabassi, 2012 ) ...................................................................... 13
Tabla 3. Frecuencia de la presencia de lesiones primarias y secundarias en el
diagnostico positivo y negativo de pioderma. ................................................... 28
Tabla 4. Frecuencia de las regiones corporales afectas en un diagnóstico de
pioderma canina ............................................................................................... 30
Tabla 5. Características demográficas de la población estudiada (n=40).
Frecuencia absoluta (n) y frecuencia relativa (%) de hembras y machos de
acuerdo a su estado reproductivo, raza y edad. ............................................... 31
Tabla 6. Porcentaje de especies aisladas de Staphylococcus spp. coagulasa
positivos en piodermas caninas ........................................................................ 32
Tabla 7. Resultados de las pruebas de sensibilidad antimicrobiana realizadas al
total de los aislamientos de Staphylococcus spp. coagulasa positivos ............. 33
Tabla 8. Perfiles de resistencia antimicrobiana de Staphylococcus spp.
coagulasa positivo en muestras clínicas de piodermas caninas ....................... 35
xi
INDICE ABREVIATURAS Y SÍMBOLOS
CLSI: Clinical and Laboratory Standards Institute
CoPS: Staphylococcus spp. Coagulasa positivos
MRS: Estafilococos resistentes a la meticilina.
MRSA: Staphylococcus aureus resistente a la meticilina.
MRSP: Staphylococcus pseudintermedius resistente a la meticilina
SCC: Casete cromosomal estafilocócico
SIG: Grupo Staphylococcus intermedius
pbp2a: proteína de unión a la penicilina 2a
OXA: Oxacilina
P: Penicilina
AMC: Amoxicilina/Clavulanico
CZ: Cefazolina
E: Eritromicina
STX: Trimetoprima/sulfametoxazol
CIP: Ciprofloxacina
ENR: Enrofloxacina
ERI: Eritromicina
CC: Clindamicina
FOX: Cefoxitina
GM: Gentamicina
TET:Tetraciclina
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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
Determinación de la presencia de Staphylococcus spp. coagulasa positivo y sus patrones de resistencia a antibióticos en casos de piodermatitis canina en la clínica veterinaria FMVZ-UCE
Autor: Catherine Tulcán Tutora: MVZ. Juliette Cadier
Fecha: Diciembre 2018
RESUMEN En Clínica Veterinaria de la Universidad Central del Ecuador fueron atendidos
40 caninos con diagnóstico clínico de pioderma. Se tomaron hisopados de las
lesiones que presentaron los pacientes y se realizaron cultivos bacterianos y
pruebas de sensibilidad antimicrobiana. Con el objetivo de identificar las
especies de Staphylococcus spp. coagulasa positivas, involucradas en esta
patología y determinar su susceptibilidad antimicrobiana a fármacos de uso
común en la práctica clínica. La especie aislada con mayor frecuencia fue S.
pseudintermedius 95% (38/40), de las cuales 17/40 (42,5%) se determinaron
oxacilino resistentes y de estas 14 cepas expresaron multirresistencia a más de
3 familias de antimicrobianos. Entre los antibióticos probados, las cepas
presentaron mayor porcentaje de resistencia a: penicilinas (90%), tetraciclina
(55%), clindamicina (40%) y eritromicina (40%). Las cepas presentaron altos
porcentajes de sensibilidad a: ciprofloxacina (87%), gentamicina (72%),
cefalosporinas(67%), enrofloxacina (67%) y sulfametoxazol/trimetoprima (65%).
De los 40 aislamientos tan solo 4 cepas fueron sensibles a todos los
antimicrobianos. La identificación de cepas oxacilino resistentes en la población
canina estudiada justifica las pruebas bacteriológicas, las cuales son una
herramienta importante para colaborar en la utilización responsable de los
antimicrobianos en medicina veterinaria.
Palabras clave: Staphylococcus spp. coagulasa positivas, Staphylococcus
pseudintermedius, antibiograma, pioderma canina, resistencia antimicrobiana,
oxacilino resistentes.
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Determination of the presence of coagulase-positive Staphylococcus spp., and its patterns of resistance to antibiotics, in cases of canine pyodermatitis in the veterinary clinic of FMVZ-UCE
Author: Catherine Tulcán Tutor: MVZ. Juliette Cadier
Date: Diciembre 2018
ABSTRACT
For this study, 40 canines with clinical diagnoses of pyoderma were treated at
the Veterinary Clinic of Universidad Central del Ecuador (Central University of
Ecuador). Swabs were taken from the patients’ lesions, and bacterial cultures
and antimicrobial susceptibility tests were carried out in order to identify
coagulase-positive Staphylococcus spp., which is involved in this pathology. The
swabs also allowed determining the antimicrobial susceptibility of the strains to
drugs commonly used in clinical practice. The most frequently isolated species
was S. pseudintermedius 95% (38/40), of which 17/40 (42.5%) were determined
as oxacillin-resistant, and of these, 14 strains expressed multiresistance to more
than 3 families of antimicrobials. Among the antibiotics tested, the assessed
strains had a higher percentage of resistance to: penicillins (90%), tetracycline
(55%), clindamycin (40%) and erythromycin (40%). The strains presented high
percentages of sensitivity to: ciprofloxacin (87%), gentamicin (72%),
cephalosporins (67%), enrofloxacin (67%) and sulfamethoxazole / trimethoprim
(65%). Of the 40 isolates, only 4 strains were sensitive to all antimicrobials. The
identification of oxacillin-resistant strains in the assessed canine population
justifies the application of bacteriological tests, which are an important tool in
facilitating a responsible use of antimicrobials in veterinary medicine.
Keywords: coagulase-positive Staphylococcus spp./ Staphylococcus
pseudintermedius/ antibiogram/ canine pyoderma/ antimicrobial resistance/
oxacillin-resistant.
3
CAPÍTULO I
INTRODUCCIÓN
La piel de un canino está colonizada por bacterias que hacen parte de su
microbiota normal, algunos de ellos potencialmente patógenos, por lo que,
cuando los mecanismos de defensa de la piel no funcionan adecuadamente, se
produce rápidamente una infección, que se conoce como pioderma canina
(Fogel & Manzuc, 2009; Loeffler & Lloyd, 2018; Miller H., 2013).
La pioderma es una de las patologías dermatológicas infecciosas más comunes
en la clínica veterinaria(Bannoehr & Guardabassi, 2012; Ríos et al., 2015).Los
agentes causales aislados con más frecuencia de esta patología en los caninos
son los Staphylococcus spp. coagulasa positivos (CoPS), como Staphylococcus
aureus (S. aureus) y Staphylococcus pseudintermedius (S. pseudintermedius)
(Summers, Brodbelt, Forsythe, Loeffler, & Hendricks, 2012).
Estas bacterias son importantes en dermatología veterinaria porque son
comensales de la piel y mucosas de caninos sanos y pueden convertirse en
patógenos oportunistas provocando infecciones secundarias piógenas(Quinn
Patrick, Leonard, FitzPatrick, Fanning, & Hartigan, 2011). El tratamiento para
dichas infecciones rutinariamente se ha basado en la selección empírica de
antimicrobianos con eficacia conocida contra Staphylococcus spp., sin tener en
cuenta la especie y la creación de cepas resistentes a estos agentes
antimicrobianos(Loeffler & Lloyd, 2018).
La resistencia a los antimicrobianos es un problema importante en los CoPS
dado que estos organismos pueden adquirir el gen mecA que codifica la
proteína de unión a la penicilina 2a (pbp2a), creando Staphylococcus
resistentes a la meticilina (SRM), principalmente S. aureus y S.
pseudintermedius (SARM y SPRM) (Quinn Patrick et al., 2011)(Videla et al.,
2017). Con frecuencia, las cepas resistentes a meticilina son resistentes a
muchas otras clases de agentes antimicrobianos como fluoroquinolonas,
4
lincosamidas, tetraciclinas y sulfonamidas (Llaguno & Soriano, 2015; Vigo,
Giacoboni, Gagetti, Pasterán, & Corso, 2015) constituyen un reto para el
tratamiento de las infecciones por este tipo de bacteria de forma considerable
tanto en medicina veterinaria como humana (Quinn Patrick et al., 2011; Ríos et
al., 2015).
Adicionalmente, estas cepas resistentes causan un verdadero desafío a nivel de
salud pública por su transmisión zooantroproótica de Staphylococcus aureus
resistente a la meticilina (MRSA) y Staphylococcus pseudintermedius resistente
a la meticilina (MRSP) entre animales y humanos (Saputra et al., 2017; Videla
et al., 2017)
Van Hoovels en el 2006 y otros estudios revelaron que las cepas aisladas de
perros infectados y sus propietarios, presentaron el mismo tipo y patrón de
susceptibilidad antimicrobiana, comprobando la transmisión horizontal de genes
de resistencia (Bond & Loeffler, 2012; Ríos et al., 2015; Van Hoovels,
Vankeerberghen, Boel, Van Vaerenbergh, & De Beenhouwer, 2006). Aunque
inicialmente se identificaban como patógenos nosocomiales importantes, los
MRSA y MRSP ahora se consideran endémicos en la sociedad (Arias et al.,
2017)
En la Clínica Veterinaria FMVZ-UCE la casuística de pioderma en caninos es
elevada. Con este estudio se plantea tomar muestras de lesiones sugerentes a
piodermatitis como: pápulas, pústulas, costras, úlceras, collaretes epidérmicos y
lesiones con presencia de exudado y confirmar el proceso infeccioso mediante
citología dérmica. Posteriormente se aislaran colonias de las bacterias y
mediante pruebas fenotípicas se determinara la especie, en este caso S.
pseudintermedius o S. aureus. Estas bacterias fueron sometidas a pruebas de
susceptibilidad a antimicrobianos, para determinar sus patrones de resistencia y
de esta manera poder realizar estrategias terapéuticas óptimas con los
antibióticos existentes y limitar aún más la aparición de cepas resistentes.
5
CAPÍTULO II
OBJETIVOS
2.1. Objetivo General
• Determinar la presencia de Staphylococcus spp. coagulasa
positivo y sus patrones de resistencia a antibióticos en casos de
piodermatitis canina en la Clínica Veterinaria FMVZ-UCE.
2.2. Objetivos Específicos
• Diagnosticar la presencia de un proceso infeccioso en la piel de
caninos con lesiones sugerentes a pioderma mediante citología
dérmica.
• Aislar e identificar fenotípicamente a Staphylococcus spp.
coagulasa positivo en caninos con piodermatitis.
• Realizar un antibiograma de las cepas de Staphylococcus spp
coagulasa positivo, para determinar su resistencia antibiótica.
6
CAPÍTULO III
REVISIÓN DE LITERATURA
3.1 Pioderma Canina
La pioderma canina es una infección bacteriana de la piel y de sus estructuras
asociadas. Rara vez pone en peligro la vida del paciente, pero presenta una alta
tasa de morbilidad canina a través del prurito asociado con dolor y cambios
inflamatorios severos potencialmente generalizados. Es una de las principales
presentaciones clínicas dermatológicas que conducen a prescripción
antimicrobiana en la práctica de pequeños animales (Loeffler & Lloyd, 2018).
Estas presentaciones clínicas de piodermatitis canina son numerosas, por lo
que tienen varias clasificaciones: según su fisiopatología (primarias o
secundarias), según la extensión de la infección bacteriana (localizada o
generalizada) y la más utilizada es de acuerdo a su profundidad dentro del
tejido cutáneo que las clasifica en piodermas de superficie, superficiales y
profundas (Fogel & Manzuc, 2009; Loeffler & Lloyd, 2018; Summers, Hendricks,
& Brodbelt, 2014).
En las pioderma de superficie, las bacterias colonizan la superficie de la piel,
por lo general estas lesiones son localizadas e incluyen presentaciones como
parches calientes, dermatitis piotraumática, intertrigo y el síndrome de
sobrecrecimiento bacteriano (Fogel & Manzuc, 2009). A diferencia de la
pioderma superficial en la cual las bacterias se desarrollan en el interior de los
estratos epidérmicos, este es el caso en las foliculitis bacteriana superficial e
impétigos (Fogel & Manzuc, 2009).
En la pioderma profunda, las bacterias penetran la membrana basal en la
dermis, aumentando la proximidad a los vasos sanguíneos, por lo cual existe el
riesgo de diseminación hematógena y bacteriemia, ejemplos de este tipo de
7
infecciones son: la furunculosis, la celulitis y la pioderma de mentón (Beco et al.,
2013b; Loeffler & Lloyd, 2018).
Los agentes causales más comunes de esta infección clínica son los
Staphylococcus spp. coagulasa positivos (CoPS) (Saputra et al., 2017;
Summers et al., 2014), dichas infecciones se ven agravadas por la aparición de
cepas resistentes a la meticilina (Saputra et al., 2017). Si bien estas especies
pueden actuar como patógenos primarios en la pioderma canina,
particularmente en pacientes inmunodeprimidos, generalmente son agentes
infecciosos secundarios (Fogel & Manzuc, 2009; Summers et al., 2014).
3.2 Factores predisponentes
Los mecanismos de defensa físicos, químicos y microbianos de la piel se
encargan de evitar la excesiva colonización de la microbiota normal,
protegiendo la piel de infecciones (Fogel & Manzuc, 2009; Summers et al.,
2014). Estos mecanismos se pueden ver alterados por factores nutricionales,
hormonales, ambientales, infestaciones por endo o ectoparásitos entre otros, y
provocar descamación cutánea conjuntamente con una proliferación bacteriana
excesiva, llegándose a producir una pioderma (Miller H., 2013)
Las piodermas causadas por autotraumatismo, cuando el paciente se lame
intensamente una región corporal debido al prurito, retira parte del ambiente
salino que controla el sobrecrecimiento bacteriano y se puede presentar una
pioderma de superficie (Fogel & Manzuc, 2009). Otros factores que se deben
tener en cuenta al momento de dar nuestro diagnóstico y que podrían alterar los
mecanismos de defensa de la piel son la edad, la raza y el sexo (Bash, 2010;
Fogel & Manzuc, 2009).
Además se debe tener en cuenta que los caninos están predispuestos a
presentar problemas de piel, dado que su apertura externa del folículo piloso es
más amplio que el de los gatos, lo que permite un mayor ingreso de bacterias al
mismo, provocando una foliculitis bacteriana (Fogel & Manzuc, 2009).
8
3.3 Signos clínicos de pioderma
Los signos clínicos suelen ser muy sugestivos de pioderma, pero el diagnóstico
debe confirmarse mediante citología (Bash, 2010; Beco et al., 2013a). La
presentación clínica de la piodermatitis en caninos es muy variada por lo que se
han propuesto una clasificación basada en la apariencia clínica de las lesiones
(Tabla 1), para facilitar a los médicos veterinarios llegar a un diagnóstico
presuntivo (Beco et al., 2013):
Tabla 1. Clasificación de las piodermas según las lesiones clínicas (modificada de Beco et al., 2013a)
Pioderma Localización Aspecto clínico
Piodermas de superficie
Intertrigo Infección de pliegues de Labios, cara, cola, vulva
Eritema, erosión, supuración, humedad, liquenificación, pigmentación
Sobrecrecimiento bacteriano
Zona ventral del cuello, periné, abdomen, región inguinal
Eritema, Hiperpigmentación, liquenificación
Piodermas superficiales
Impétigo Zona ventral del abdomen Pústulas, collaretes, eritema, costras
Foliculitis Folículos pilosos Pápulas, pústulas, collaretes epidérmicos, costras, alopecia
Pioderma mucocutánea
Uniones en labios, párpados, vulva, prepucio, ano
Eritema, erosión, úlceras , costras, despigmentación
Piodermas profundas
Forunculosis localizada
Podal, mentón, nasal Eritema, fisuras, pústulas, nódulos, forúnculos, costras
Celulitis generalizada
Afección del panículo adiposo
Eritema, fisura, pústulas, nódulos, costras, úlceras, necrosis
Abscesos Zonas variadas del cuerpo Cavidades de pus, eritema, úlceras
9
3.4 Diagnóstico citológico laboratorial de pioderma
El diagnóstico de la pioderma canina está basado en la historia clínica, examen
físico y exámenes complementarios. La citología es una manera rápida, fácil y
mínimamente invasiva para detectar la presencia de infección e identificar los
posibles microorganismos (Beco et al., 2013b).
Los métodos para obtener citologías a nivel de la piel dependen de la zona
corporal y el tipo de lesión. En lesiones secas o de difícil acceso, como pliegues
cutáneos o a nivel mucocutaneo; se usa cinta adhesiva para la toma de muestra
(Bash, 2010). En las lesiones exudativas se obtiene la muestra por impronta
directa de un portaobjetos en la lesión o con ayuda de un hisopo que
posteriormente se impronta en un portaobjetos (Bash, 2010). La humectación
del hisopo con solución salina estéril puede mejorar recuperación de
organismos (Beco et al., 2013a).
Las preparaciones citológicas se pueden realizar con las tinciones Giemsa o
Diff-Quik, estas son adecuadas para identificar células inflamatorias y
microorganismos como bacterias que se identificaran por su morfología, tanto
cocos como bacilos que se tiñen de azul-púrpura, esta tinción no refleja si son
Gram-positivas o Gram-negativas (Beco et al., 2013a).
En procesos infecciosos de la piel, los neutrófilos degenerados con el núcleo
pálido e hinchado con bacterias fagocitadas confirmarán una infección
bacteriana activa. En algunos casos se observará la presencia de macrófagos
activos con su citoplasma espumoso debido a la acumulación de enzimas
proteolíticas a menudo se observan en la pioderma crónica o profunda (Bash,
2010). Se debe tomar en cuenta que en piodermas profundas pueden ser
difíciles de detectar, debido a la excesiva fibrosis y cicatrices (Beco et al.,
2013a). En infecciones fúngicas se pueden observar macrófagos, linfocitos,
células plasmáticas y eosinófilos en la mayoría de casos tienen poca
importancia diagnóstica (Beco et al., 2013a).
10
3.5 Tratamiento de la pioderma en caninos
El tratamiento para infecciones bacterianas en la piel con frecuencia implica el
uso de antibióticos sistémicos o tópicos, existen varios artículos publicados con
pautas para el manejo apropiado de estas terapias (Beco et al., 2013a; Hillier et
al., 2014). En casos de piodermas caninas es importante considerar si la
infección es superficial o profunda y que el diagnóstico se encuentre respaldado
con una citología para justificar el tratamiento con antibióticos sistémicos (Hillier
et al., 2014).
Las infecciones superficiales se pueden tratar con terapias tópicas como
champús medicados o cremas antimicrobianas (Beco et al., 2013b), pero si es
profunda y se administra antibióticos por vía oral, se debe tomar en cuenta que
la piel es el órgano más grande del cuerpo y su suministro de sangre es
comparativamente pobre por lo que la duración del tratamiento puede ser hasta
por 21 días o más (Beco et al., 2013b; Loeffler & Lloyd, 2018).
Para el tratamiento sistémico de pioderma por Staphylococcus spp. se ha
recomendado una amplia gama de antimicrobianos en función de su eficacia in
vitro, experiencia clínica de eficacia in vivo y ensayos clínicos, al manejar estos
antibióticos se debe considerar tres líneas:
Los antibióticos de amplio espectro de primera línea con actividad
antiestafilocócica apropiados para el tratamiento empírico de pioderma son:
Cefalexina, Clavulanato amoxicilina, Clindamicina, Lincomicina, Tetraciclinas
y las Sulfonamidas (Beco et al., 2013b; Hillier et al., 2014).
La segunda línea solo debe usarse cuando no hay resultados con los
antibióticos de primera línea y respaldado con un antibiograma, entre estos
están la cefovecina, cefpodoxima, difloxacina, enrofloxacina,
marbofloxacina, orbifloxacina y pradofloxacina (Beco et al., 2013b; Hillier et
al., 2014).
11
Por último los antibióticos de tercera línea como: azitromicina, ceftazidima,
cloranfenicol, claritromicina, florfenicol, fosfomicina, piperacilina, rifampicina
y tiamfenicol (Medina Ivan, Diaz Jonathan, 2013; Plumb, 2010). Estos
antibióticos no deberían ser usados para el tratamiento de pioderma porque
la mayoría de estos no tienen licencia para animales y hay pocos datos de
seguridad y eficacia (Beco et al., 2013b).
3.6 Género Staphylococcus spp. coagulasa positivos
Los estafilococos (del griego staphyle = "racimo de uvas" y kokkos = "baya"),
son cocos grampositivos, anaerobios facultativos, no móviles, catalasa
positivos, oxidasa negativos, no formadores de esporas, de aproximadamente 1
μm de diámetro, que tienden a aparecer en racimos irregulares que se
asemejan a racimos de uvas (Quinn Patrick et al., 2011; Ríos et al., 2015).
Su importancia radica en que son bacterias coagulasa positivo, que es un factor
de virulencia que convierte el fibrinógeno del plasma en fibrina y son
consideradas como patógenas primarias y más virulentas que las especies
coagulasa negativas (Llaguno & Soriano, 2015; Quinn Patrick et al., 2011; Ríos
et al., 2015). Las principales CoPS con mayor importancia clínica son: S. aureus
es el patógeno más frecuente en el hombre, mientras que S. pseudintermedius
y S. schleiferi son los principales patógenos en el perro (Saputra et al., 2017).
3.6.1 Staphylococcus aureus
Las especies de S. aureus son parte de la microbiota normal de la piel de
diferentes animales, pero en ciertas condiciones pueden ser responsables de
infecciones leves hasta invasivas en la piel que pueden poner en riesgo la vida
del paciente (Sivajothi, 2016).
Esto se debe a que este microorganismo es capaz de producir toxinas y
enzimas extracelulares, estas se encuentran divididas de acuerdo con los
efectos biológicos que producen en las células así como con su localización
12
dentro de la célula bacteriana (Zendejas, Avalos, & Soto, 2014). Entre estas
toxinas tenemos: hemolisinas α, β, γ, σ, enterotoxinas, A-E y G-J, toxina del
síndrome del choque tóxico 1(TSST-1) y la toxina epidermolítica o exfoliativa
que es una de las más importantes en este tema ya que rompen los puentes
intercelulares en el estrato granuloso de la epidermis, provocando la
destrucción del tejido colonizado (Quinn, 2016; Zendejas, Avalos, & Soto,
2014).
3.6.2 Staphylococcus pseudintermedius
La especie S. intermedius coagulasa positiva, fue considerada durante más de
30 años la causa común de infecciones de piel y tejidos blandos en perros
(Bannoehr & Guardabassi, 2012). Varios estudios han demostrado que los
aislamientos fenotípicamente identificados como S. intermedius se diferencian
en tres especies distintas, S. intermedius, S. pseudintermedius y S. delphini,
que juntas se conocen como el grupo Staphylococcus intermedius (SIG)
(Bannoehr & Guardabassi, 2012; Devriese, L.A., Vancanneyt, M., Baele, M.,
Vaneechoutte, M. & Graef, E., Snauwaert, C., Cleenwerck, I., 2005).
Desde la reclasificación de la especie S. intermedius en el 2005, en base a
métodos genéticos de tipificación, se propuso que todos los aislamientos de
caninos deben denominarse S. pseudintermedius (Devriese, L.A., Vancanneyt,
M., Baele, M., Vaneechoutte, M. & Graef, E., Snauwaert, C., Cleenwerck, I.,
2005; Fogel & Manzuc, 2009; Miller H., 2013; Ríos et al., 2015). Esta nueva
especie produce factores de virulencia similares a S. aureus como coagulasas,
proteasas, termonucleasas, y toxinas como la hemolisina, toxinas exfoliativas y
enterotoxinas (Bannoehr & Guardabassi, 2012).
3.7 Identificación fenotípica de las especies de Staphylococcus spp.
coagulasa positiva
En la actualidad, la diferenciación entre los miembros del grupo GSI requiere
test moleculares, a pesar de esto los laboratorios de diagnóstico se basan en el
13
hecho de que la única especie de este grupo que se puede aislar en caninos es
S. pseudintermedius (Bannoehr & Guardabassi, 2012; Devriese et al., 2005).
Sin embargo S. aureus también es parte de su microbiota normal y mediante la
realización cuidadosa de pruebas fenotípicos se puede diferenciar de S.
pseudintermedius(López-Jácome et al., 2014a; Ríos et al., 2015).
La identificación entre estas dos especies es esencial actualmente, ya que
existen diferencias en cuanto al potencial zoonótico y sus puntos de corte en las
pruebas de sensibilidad (Bannoehr & Guardabassi, 2012; Quinn Patrick et al.,
2011). Las pruebas fenotípicas más discriminatorias de estas especies
estafilocócicas aisladas de perros incluyen coagulasa, catalasa, producción
de acetoína, resistencia a polimixina B y la fermentación de manitol y
maltosa (Tabla 2) (Bannoehr & Guardabassi, 2012; Devriese, L.A.,
Vancanneyt, M., Baele, M., Vaneechoutte, M. & Graef, E., Snauwaert, C.,
Cleenwerck, I., 2005; Quinn Patrick et al., 2011).
Tabla 2. Pruebas fenotípicas para la discriminación entre S. pseudintermedius y S. aureus aislados de caninos (Modificada de Quinn Patrick et al., 2011; Bannoehr & Guardabassi, 2012 )
Staphylococcus spp. Coagulasa en placa
Coagulasa en tubo
Catalasa Manitol Maltosa Producción
de acetoína
Polimixina B
Grupo SIG (S. pseudintermedius) - + + ± ± - S
Staphylococcus aureus + + + + + + R
Símbolos: +, más del 90% de cepas positivas. -, más del 90% de cepas negativas. ±, pobre utilización. v, reacciones variables. Resistencia (R) se define como un diámetro de la zona de inhibición <10 mm utilizando un disco de 300-U polimixina B.
14
3.8 Resistencia antimicrobiana
Una bacteria se define como resistente, cuando tienen la capacidad de resistir a
un antibiótico, después de la dosificación recomendada (Schwarz, Loeffler, &
Kadlec, 2017). El uso indiscriminado de antibióticos para fines clínicos ha
provocado que las bacterias desarrollen diversas mecanismos para tolerar los
efectos inhibidores de los agentes antimicrobianos, convirtiéndose en un
problema importante en medicina humana y veterinaria (Schwarz, Loeffler, &
Kadlec, 2017).
El género Staphylococcus ha desarrollado resistencia a la penicilina y a otros
antibióticos β-lactámicos a través de la producción de la enzima β-lactamasa
que destruye el anillo β-lactámico, el mismo que actúa inhibiendo las
transpeptidasas necesarias para la formación de peptidoglicanos en la pared
celular de la bacteria (Ríos et al., 2015). La meticilina fue desarrollada como un
antibiótico resistente a las β-lactamasas, sin embargo en 1960 se aisló S.
aureus resistente a la meticilina y un año después de su introducción
terapéutica fue descartada como medicamento debido a sus efectos adversos
(Videla et al., 2017).
La resistencia a la meticilina tiene una importancia relevante debido al gen
mecA, que codifica la proteína de unión a penicilina 2a (PBP2a),esta proteína
causa resistencia a todos los betalactámicos, y la resistencia a la meticilina es a
menudo asociada a la resistencia a otros antimicrobianos no relacionados (Ríos
et al., 2015; Videla et al., 2017). El gen mecA está contenido dentro de una isla
genómica variable conocida como cromosoma del casete estafilocócico
(SCCmec). Este gen ha sido identificado en S. aureus, S. schleiferi subsp.
coagulans, S. schleiferi subsp. schleiferi y S. pseudintermedius (Videla et al.,
2017).
15
3.9 Importancia en Salud publica
En medicina humana y veterinaria, los MRS codificados por el gen mecA son un
problema creciente. Mientras que los MRSA se encuentran comúnmente en
humanos y una amplia variedad de animales (Sivajothi, 2016), los MRSP
colonizan y producen infecciones más relevantes clínicamente en perros
(Hensel, Brombach, Oechtering, & Burgener, 2018; Lehner et al., 2014). Los
sitios de transporte de los CoPS son las mucosas, las áreas húmedas de la piel
en animales y se ve respaldada por su capacidad para sobrevivir en superficies
secas (partículas de polvo) durante muchos meses, equipándolos para la
propagación nosocomial (Kmieciak & Szewczyk, 2018; Loeffler & Lloyd, 2018;
Van Hoovels et al., 2006).
Las fosas nasales son un sitio importante de transporte de S. aureus y S.
pseudintermedius en animales y humanos (Ishihara et al., 2010; Joffe et al.,
2015; Quinn Patrick et al., 2011). La transferencia de estas bacterias entre
humanos y sus mascotas ya ha sido reportada (Sivajothi, 2016)(Hensel et al.,
2018), diversos estudios han demostrado la transmisión antropozoonótica y
zooantroproótica de MRSA y MRSP, considerándolos una zoonosis de
importancia a nivel mundial (Hensel et al., 2018; Kmieciak & Szewczyk, 2018;
Saputra et al., 2017; Somayaji, Priyantha, Rubin, & Church, 2016; Vigo et al.,
2015).
Se considera que los veterinarios, el personal de hospitales y clínicas
veterinarias son portadores nasales de SPRM y SARM, varios estudios han
identificado las mismas cepas en personas y mascotas que comparten el mismo
hogar (Damborg et al., 2016; Hensel et al., 2018). A diferencia de S. aureus los
S. pseudintermedius no pertenecen a la microbiota normal de humanos pero se
ha demostrado que tiene el potencial para colonizar el organismo humano y se
han reportado casos de infecciones humanas como heridas por mordedura,
bacteriemia, absceso cerebral, endocarditis, sinusitis, otitis, úlceras de pierna
infectadas y neumonía (Kmieciak & Szewczyk, 2018).
16
Por lo tanto los SPRM y SARM deben considerarse como una fuente potencial
de transmisión del segmento SCCmec que determina la resistencia a los
antibióticos de Staphylococcus spp. en piel y mucosas de personas (Somayaji
et al., 2016). En consecuencia, muchos países han establecido programas de
vigilancia para monitorear la aparición de estas cepas resistentes, lo que
permite una estimación de la frecuencia de resistencia a los antimicrobianos
emergente en los animales (Saputra et al., 2017). Aunque en los animales de
compañía en general están pobremente representados en estas actividades, es
importante seguir los cambios de estos microorganismos para prevenir peligros
actuales y futuros para los humanos y mascotas (Kmieciak & Szewczyk, 2018).
En América Latina se realizó una caracterización exhaustiva de bacteriemia por
SARM en humanos que proporciona una sólida evidencia de que el reemplazo
clonal es frecuente y de que la estructura de la población está en continua
evolución (Arias et al., 2017). Por lo que se debe tomar en cuenta la
identificación de linajes genéticos recién surgidos de la especie de
Staphylococcus spp. para ayudar a definir enfoques terapéuticos específicos
para las infecciones por MRS en la región.
17
CAPÍTULO IV
ASPECTOS METODOLÓGICOS
4. Materiales y métodos
4.1. Materiales
Materiales para la toma de muestra
Físicos
• Libreta de apuntes
• Filipina
• Guantes de Examinación
• Fonendoscopio
• Termómetro
• Bozal
• Portaobjeto
• Hisopos
• Suero fisiológico
• Cinta de acetato
• Placas portaobjetos
Químicos
• Medio de transporte
Cari Blair
Biológicos
• Perros
Materiales para la etapa de laboratorio en la FMVZ
Físicos
• Microscopio
• Mechero de Bunsen
• Mandil
• Guantes
• Placas cubreobjetos
• Placas portaobjetos
• Cajas petri
• Autoclave
• Asas bacteriológicas
• Balanza
• Tubos de ensayo
Soluciones, reactivos e indicadores
• Colorantes Tinción Gram
• Colorante para Tinción Giemsa
• Agar Salado Manitol
• Agar Sangre
• Agar Chocolate
• Agar purpura de Bromocresol
• Peróxido de hidrógeno al 3%,
• Metanol
• Aceite de inmersión
18
4.2 Metodología
Este estudio transversal observacional se realizó bajo un muestreo no
probabilístico de caso consecutivo, el cual consistió en reclutar a todos los
individuos de la población accesibles que cumplieron con los siguientes criterios
de inclusión durante el periodo de cuatro meses.
4.2.1 Requisitos para selección de los animales
Criterio de inclusión
Caninos con lesiones sugerentes a piodermatitis como: pápulas,
pústulas, costras, úlceras, collaretes epidérmicos y lesiones con
presencia de exudado.
Caninos con diagnóstico de pioderma mediante citología dérmica en la
cual se observe la presencia de neutrófilos degenerados con bacterias
fagocitadas y en algunos casos de pioderma profunda la presencia de
macrófagos activos.
Criterio de exclusión
Pacientes con cualquier tipo de tratamiento antibiótico en los últimos
siete días, para evitar falsos positivos
4.2.2 Población y muestra
El estudio se realizó a 40 caninos que presentaron problemas dermatológicos
sugerentes a pioderma; atendidos en la Clínica de la Facultad de Medicina
Veterinaria de la UCE, diagnosticados con pioderma canina mediante citología
dérmica, siendo procesadas las muestras en el laboratorio de Bacteriología de
la Universidad Central del Ecuador.
4.2.3 Ubicación de la investigación
El presente trabajo se desarrolló en pacientes de la Clínica Veterinaria de la
“Universidad Central del Ecuador” de la ciudad de Quito, en la provincia de
Pichincha; en el cantón Quito, parroquia Quito. Coordenadas: -0.198375, -
78.506414.
19
4.2.4 Procedimiento de la Investigación
Fase de muestreo
Se realizó el chequeo clínico de los animales, anamnesis, chequeo físico y
dermatológico. Posteriormente se tomó la muestra para citología con la ayuda
de un hisopo estéril y se realizó la extensión por deslizamiento en un
portaobjetos (Figura 1). Se procedió a secar y fijar a la muestra agitándola al
aire. Para realizar el cultivo bacteriológico en caso de que el diagnostico fuera
pioderma, se tomó la muestra utilizando un hisopo estéril y se colocó en un tubo
estéril con medio de transporte Cary Blair. .
Figura 1 Toma de muestra de una lesión costrosa y supurativa.
FUENTE: La autora
4.2.5 Identificación microscópicas mediante tinción
Las tinciones utilizadas en el estudio fueron Gram y Giemsa (Figura 2), las
cuales se complementaron para llegar a un diagnóstico definitivo de pioderma.
Procedimiento
Tinción Giemsa
1. Fijar la muestra con metanol durante 5 minutos.
2. Lavar con agua la muestra y cubrirla con el colorante Giemsa por 20
minutos. Finalmente volver a lavar y secar al aire.
Tinción Gram
1. Añadir solución de cristal violeta a la muestra por 1 minuto.
20
2. Lavar con agua y colocar solución de iodo por 1 minuto.
3. Lavar nuevamente y colocar alcohol 96° por 10 segundos.
4. Después de haber lavado la placa, añadir solución de safranina durante
30 segundos. Finalmente volver a lavar y secar la muestra al aire.
Se realizó la observación al microscopio, si se identificaba neutrófilos o
macrófagos polimorfonucleares con presencia de bacterias, se confirmaba el
diagnóstico de pioderma (Figura 2) (López-Jácome et al., 2014b)(Winn &
Koneman, 2008). Con el diagnostico de pioderma se procedió a realizar el
cultivo bacteriológico y las muestras negativas en la citología se desecharon.
Figura 2. Citología de pioderma canina. A: Neutrófilos polimorfonucleares con bacterias fagocitadas en tinción Giemsa. B: Bacterias cocos Gram positivos en tinción Gram.
Fuente: La Autora
4.2.8 Cultivo
Una vez recibidas las muestras en el laboratorio, fueron procesadas para la
búsqueda del microorganismo. Los medios de cultivo que se utilizaron para el
aislamiento de las colonias fueron Agar Chocolate, Agar Sangre y Agar Sal
Manitol.
Procedimiento
Inocular en los tres agares con el hisopo que se tomó la muestra de la piel,
utilizando una técnica de rayas para facilitar el aislamiento de las colonias.
Incubar a 37°C en una atmósfera aeróbica por 24 horas, después de este
periodo se realizar la lectura.
21
En el agar Chocolate el género Staphylococcus crece fácilmente, sus colonias
se presentaron pequeñas, circulares, blanquecinas, bordes redondeados,
superficie lisa y convexa(Forbes & Sahm, 2009). El agar sangre determino su
actividad hemolíticas, las colonias se presentaron de color blanco con o sin
zonas de beta hemólisis (Bannoehr & Guardabassi, 2012; Becton, 2009).
En el agar Manitol los Staphylococcus crecieron como colonias redondeadas,
halófilas positivas dependiendo de la especie pueden o no fermentar el manitol.
S. aureus fermenta manitol y cambia el medio a un color amarillo, mientras que
S. pseudintermedius es un débil fermentador de manitol y no cambia el color del
medio (Becton, 2009; Zendejas et al., 2014).
Figura 3 Staphylococcus spp. en agar Sal Manitol(A),Sangre(B) y Chocolate(C)
FUENTE: La autora
4.2.9 Identificación fenotípica
Para la determinación de las especies de Staphylococcus spp. se utilizó el
algoritmo de trabajo observado en la figura 4. En el cual se incluye las
siguientes pruebas fenotípicas: catalasa, coagulasa, producción de acetoína,
resistencia a polimixina B y la fermentación de manitol y maltosa (Bannoehr &
Guardabassi, 2012; Devriese, L.A., Vancanneyt, M., Baele, M., Vaneechoutte,
M. & Graef, E., Snauwaert, C., Cleenwerck, I., 2005; Quinn Patrick et al., 2011).
22
Según los resultados obtenidos de sus perfiles bioquímicos y metabólicos, se
clasificaron las especies en S. aureus o S. pseudintermedius.
Figura 4. Algoritmo de la determinación fenotípica de S. aureus y S.
pseudintermedius
FUENTE: (Modificada de Quinn Patrick et al., 2011; Bannoehr & Guardabassi, 2012)
23
Para realizar las pruebas bioquímicas se utilizaron colonias aisladas a partir del
agar chocolate y con estas se realizó las siguientes pruebas bioquímicas:
Prueba de catalasa
El género Staphylococcus posee una enzima especifica llamada catalasa que
discrimina este género de cocos catalasa negativos (Forbes & Sahm, 2009;
Quinn Patrick et al., 2011).
Procedimiento
a. Colocar sobre un portaobjetos una colonia aislada.
b. Adicionar una o dos gotas de peróxido de hidrógeno al 3% y mezclar.
La catalasa descompone el peróxido de hidrogeno en agua y oxígeno por lo que
se produce una liberación rápida de burbujas y se interpreta como un resultado
positivo (Forbes & Sahm, 2009). Los casos catalasa negativos fueron
descartados.
Prueba de coagulasa
Una característica de los CoPS es que producen dos tipos de coagulasa: ligada
y libre (Quinn Patrick et al., 2011). Esta prueba nos ayudará a diferenciar S.
aureus el cual sus dos coagulasas son positivas, de S. pseudintermedius que
presenta una coagulasa libre positiva y coagulasa ligada negativa (Devriese,
L.A., Vancanneyt, M., Baele, M., Vaneechoutte, M. & Graef, E., Snauwaert, C.,
Cleenwerck, I., 2005).
Prueba en portaobjetos (coagulasa ligada)
Procedimiento
a. Colocar una gota de plasma de conejo sobre un portaobjetos.
b. Con un palillo de madera se añadirá una porción de las colonias aisladas
y se mezcla con movimientos suaves durante 5 a 10 segundos.
La interpretación se realizará después de diez segundos, si se observara la
formación de grumos la prueba sería positiva (Anexo 2 ) (Pérez Rodríguez,
Barreto Galbán, & Ponce de León Consuegra, 2007).
24
Prueba en tubo (coagulasa libre)
Procedimiento
a. Colocar varias colonias en un tubo con 0,5ml de plasma de conejo.
b. Incubar a 35º y verificar la formación de coágulo a las 12 horas.
Si se observara la formación de un coágulo total o parcial la respuesta a la
prueba es positiva (Forbes & Sahm, 2009).
Prueba de Voges Proskauer (MR-VP)
La prueba de acetoína se realizó utilizando el medio Voges-Proskauer rojo
metilo (Laboratorios Difco). Para diferenciar a S. aureus que producen acetoína
a partir de la glucosa, de S. pseudintermedius que no lo produce.
Procedimiento
a. Inocular varias colonias aisladas en el medio MR-VP e incubar a 35°C
por 24 horas.
b. Añadir 0,6 mL de α- naftol y 0,2 de KOH al 40% a 1 mL de cultivo, agite y
deje reposar por 5 a 10 minutos.
Posteriormente realizar la lectura un color rosa a rojo que aparece en la capa
superior del medio indicará una prueba positiva (Anexo 3).
Fermentación de maltosa en Agar Purpura de Bromocresol
S. pseudintermedius difiere bioquímicamente de S. aureus por una
fermentación de maltosa débil (Van Hoovels et al., 2006).
Procedimiento
a. Inocular en el Agar Purpura de Bromocresol una colonia aislada del agar
chocolate.
b. Incubar a 37°C en una atmósfera aeróbica por 24 horas después de este
periodo se realizar la lectura.
En la lectura se observó que S. pseudintermedius no provocó un cambio de
color en el medio (Figura 4), a diferencia de S. aureus que cambio el color del
medio a un tono amarillo por la fermentación de la maltosa (Quinn Patrick et al.,
2011).
25
Figura 5. S. pseudintermedius en Agar Purpura de Bromocresol
FUENTE: La autora
Sensibilidad a la Polimixina B
La prueba de sensibilidad antimicrobiana a la polimixina B discrimina entre las
dos especies de Staphylococcus.
Procedimiento
a. Colocar colonias en un tubo con solución de cloruro de sodio y ajustar el
inóculo a una turbidez equivalente al 0.5 de la escala de MacFarland.
b. Inocular en Agar Mueller-Hinton con un hisopo rotando varias veces.
c. Depositar el sensidisco de Polimixina B 300 en la superficie del agar e
incubar a 37°C en atmósfera aeróbica por 24 horas.
En la lectura si el diámetro es menor a 10 mm se considera resistente, S.
aureus es usualmente Polimixina resistente y S. pseudintermedius es sensible.
4.2.10 Pruebas de sensibilidad antimicrobiana
Una vez identificadas las especies de CoPS determinamos la susceptibilidad
antimicrobiana in vitro, según el método de difusión por discos Kirby Bauer,
recomendado por el Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI, antes
NCCLS)(CLSI, 2018).
La determinación de la resistencia bacteriana in vitro según método, requiere
del uso de discos comerciales de papel impregnados con antimicrobianos, con
sus respectivas cargas. En este estudio fueron incluidos los siguientes:
oxacilina 1ug, penicilina 10ug, amoxicilina/clavulanico 30ug, cefazolina 30ug
26
enrofloxacina 5ug, trimetoprima/sulfametoxazol, ciprofloxacina 5ug, eritromicina
15ug, clindamicina 2ug, cefoxitina 30ug, gentamicina 10ug y tetraciclina 30ug.
Procedimiento
a. Ajustar el inóculo a una turbidez equivalente al 0.5 de la escala de
MacFarland lo que corresponde a un desarrollo de 1,5 x 108 UFC/ml
b. Inocular en Agar Mueller-Hinton con un hisopo rotando varias veces.
c. Depositar los sensidiscos en la superficie del agar e incubar a 37°C en
atmósfera aeróbica de por 24 horas.
Después de este periodo se midió el diámetro de los halos de inhibición en
milímetros (Figura 5), este valor se utilizó como referencia para determinar la
capacidad del antimicrobiano para inhibir el crecimiento de las bacterias, lo que
se conoce como concentración mínima inhibitoria (CMI) (Zaragoza, 2008). Las
bacterias que inhiben su crecimiento por concentraciones bajas de antibiótico
(CMI bajo) se consideran sensibles y por lo contrario las que necesitan
concentraciones de antibiótico altas (CMI alto) serán consideradas
resistentes(Zaragoza, 2008), para esto existen diámetros de inhibición
estandarizados para cada antimicrobiano, según las normas del Clinical &
Laboratory Standards Institute (CLSI) (CLSI, 2016; Prats Pastor, 2006).
Figura 6. Medición del halo de inhibición bacteriana
FUENTE: La autora
27
4.2.11 Conservación y mantenimiento de las cepas
La conservación se realizó por el método de congelación para detener el
crecimiento celular de las bacterias y evitar la posibilidad de variaciones en los
cultivos (Anexo 4). Sin embargo es un proceso que puede causar efectos
dañinos en las células, debido a la formación de cristales de hielo intracelulares,
por lo que es necesario protegerlas con un crioprotector, en este caso se utilizó
glicerol, el cual simula una vitrificación alrededor de la bacteria, lo cual impide la
formación de dichos cristales garantizando su viabilidad (Sánchez & Corrales,
2005) (Hubálek, 2003)
Procedimiento
a. Sembrar colonias aisladas en agar nutritivo en tubo pico de flauta e
incubar a 37°C en una atmósfera aeróbica por 24 horas.
b. Desprender del medio las colonias e inocular en un microtubo con caldo
cerebro corazón (BHI) más glicerol al 10% como crioprotector.
c. Congelar la muestra en un microtubo a - 80°C para su conservación.
4.2.12 Análisis estadístico
Para este estudio se llevó a cabo una estadística descriptiva, cuyo principal fin
fue la organización y resumen de los datos obtenidos, se realizaron tablas de
frecuencia con los porcentajes y valores alcanzados en este estudio mediante el
programa estadístico SPSS 24. Además, se buscaron correlaciones
estadísticamente significativas entre los diferentes aspectos evaluados,
tomando como parámetro de significancia estadística un valor de p<0.05,
utilizando el test exacto de Fisher.
28
CAPÍTULO V
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Entre los meses de Marzo y Junio del año 2018, aproximadamente 900
pacientes fueron atendidos en la clínica veterinaria de la FMVZ UCE. De estos
pacientes, el 10% (90/900) presentaron lesiones sugerente a pioderma, de los
cuales 40/90 (45%) fueron diagnosticados definitivamente como pioderma
mediante citología.
La pioderma es una de las causas más comunes de dermatopatías en los
perros y es una de las más sobrediagnosticadas, quizá debido en parte a que
los signos clínicos y lesiones varían mucho pareciéndose casi a cualquier
dermatopatía (Hill et al., 2014; Miller H., 2013), por lo que se recomienda la
citología para confirmar la presencia de pioderma. A pesar de que esta prueba
tiene una sensibilidad diagnóstica del 93% en piodermas superficiales y del
30% en profundas, es muy poco utilizada en la práctica general (Loeffler &
Lloyd, 2018).
Estudio de los diferentes tipos de lesiones sugerentes a pioderma
en caninos
En el examen físico dermatológico que se le realizó a cada canino, se prestó
especial atención al tipo de lesiones tanto primarias como secundarias y su
frecuencia de aparición (Tabla 3). Se observó que los caninos positivos al
diagnóstico de pioderma y la presencia de les iones secundarias presentaron
una correlación estadísticamente significativa de (p=0,00 <0,05), a diferencia de
los casos negativos a pioderma (p=0,50 >0,05).
Tabla 3. Frecuencia de la presencia de lesiones primarias y secundarias en el
diagnóstico positivo y negativo de pioderma.
LESIONES PRIMARIAS LESIONES SECUNDARIAS
Presenta No presenta Presenta No presenta Total
PIO
DER
MA
n(%) n(%) n(%) n(%) n(%)
Negativo 48(53,3) 2(2,2) 16(17,8) 34(37,8) 50(55,6)
Positivo 40(44,4) 0(0%) 38(42,2) 2(2,2) 40(44,4)
Total 88(97,8) 2(2,2) 54(60) 36(40) 90(100)
29
El alto porcentaje de aparición de lesiones secundarias puede deberse a que
estas son producto de lesiones primarias que suelen ser transitorias y
evolucionan durante el tiempo a secundarias (Fogel & Manzuc, 2009). Por lo
tanto el tiempo que transcurre desde la presentación de las lesiones hasta el
momento del examen físico es muy importante desde el punto de vista
diagnóstico.
Debido a esto es imprescindible en el momento de la anamnesis indagar
respecto al comienzo del problema y si el animal recibió algún tratamiento
tópico previo a la consulta dado que las cremas o lociones pueden provocar
irritación local sobre todo cuando son utilizadas compulsivamente por el
propietario y provocar lesiones que no son propias de la dermatopatía (Fogel &
Manzuc, 2009).
Figura 6. Frecuencia de presentación de lesiones en la población de los 40
caninos con pioderma.
78%
70%
65%
48%
25%
13%
13%
13%
10%
10%
5%
5%
5%
3%
3%
0% 20% 40% 60% 80% 100%
Eritema
Costra
Alopecia
Erosión
C.epidermico
Pústula
Úlcera
Hiperqueratosis
Pápula
Hiperpigmentación
Tumor
Hipopigmentación
Liquenificación
Comedones
Callo
30
Distribución de las lesiones
En cuanto a la distribución de las lesiones en las distintas regiones del cuerpo,
estas se encontraron de manera más frecuente a nivel de dorso, abdomen y
extremidades y menos común a nivel de cabeza, tórax y cola (Tabla 4). La
mayor frecuencia de aparición de lesiones a nivel de dorso (15.6%) puede
deberse a que las dermatopatías alérgicas por pulgas son más frecuentes a
nivel de esta zona y el prurito da lugar a una lesión piotraumática secundaria
(Miller H., 2013).
El abdomen y las extremidades son regiones que los caninos pueden rascarse
y morderse con mayor facilidad y lastimarse con más frecuencia. Debido a
estas razones y a que hay muchos casos en los que las lesiones se desarrollan
en lugares atípicos, la distribución de las lesiones sólo nos ayudarán a aportar
un indicio con respecto a la causa primaria del problema de la piel y a
desarrollar nuestra lista de diagnósticos diferenciales (Miller H., 2013)(Fogel &
Manzuc, 2009).
Tabla 4. Frecuencia de las regiones corporales afectas en un diagnóstico de pioderma canina
REGIÓN Cabeza Tórax Dorso Abdomen Extremidad Cola Total
n(%) n(%) n(%) n(%) n(%) n(%) n(%)
PIO
DE
RM
A Neg. 6(6,7) 1(1,1) 16(17,8) 5(5,6) 18(20,0) 4(4,4) 50(55,6)
Posit. 7(7,8) 1(1,1) 14(15,6) 9(10,0) 5(5,6) 4(4,4) 40(44,4)
Total 13(14,4) 2(2,2) 30(33,3) 14(15,6) 23(25,6) 8(8,9) 90(100)
Influencia de las características demográficas en piodermas caninas
Los datos demográficos de los 40 casos positivos a pioderma de este estudio
se resumen en la Tabla 5. Con respecto al sexo de los pacientes positivos a
pioderma, 60%(24/40) fueron machos y 40% (16/40) hembras. Del total de
pacientes muestreados el 82,5% (33/40) eran enteros. A pesar del mayor
porcentaje de caninos machos y pacientes enteros encontrados en nuestro
31
estudio, no hay informes de aparente predisposición sexual o que el estado
reproductivo puedan contribuir al diagnóstico de una pioderma (Fogel &
Manzuc, 2009; Miller H., 2013).
En cuanto a la raza, 67.5% (27/40) de los animales positivos a pioderma eran
de una raza determinada entre estas con mayor frecuencia se muestrearon
Pastores Alemánes (4/40), Poodle (4/40), Schnauzer (4/40) entre otras y el
32,5% (13/40) fueron mestizos (Anexo 5). Es relevante conocer la
predisposición racial debido a que existen algunas dermatopatías de tipo
hereditaria que podrían actuar como enfermedades de base para la aparición
de pioderma(Fogel & Manzuc, 2009).
Con respecto a la edad, el 62,5% (25/40) de caninos que presentaron pioderma
fueron adultos, esto se puede deber a que después del año de edad los caninos
presentan con mayor frecuencia enfermedades alérgicas y endocrinopatías, lo
que contribuye a la aparición de piodermas secundarias (Fogel & Manzuc,
2009).
Por lo tanto las características demográficas no influyen de manera significativa
en la predisposición de un animal a presentar infecciones bacterianas en piel.
Sin embargo estos datos son importantes dado que la pioderma puede ser
secundaria a un problema de base con relación a la raza, edad, sexo y estado
reproductivo (Fogel & Manzuc, 2009).
Tabla 5. Características demográficas de la población estudiada (n=40). Frecuencia absoluta (n) y frecuencia relativa (%) de hembras y machos de acuerdo a su estado reproductivo, raza y edad. EST. REPRODUCTIVO RAZA EDAD
ENTERO CASTRADO MESTIZO RAZA CACHORRO ADULTO GERIÁTRICO Total
n(%) n(%) n(%) n(%) n(%) n(%) n(%) n(%)
SEX
O M 22(91,7) 2(8,3) 7(29,2) 17(70,8) 3(12,5) 15(62,5) 6(25,0) 24(60)
H 11(68,8) 5(31,3) 6(37,5) 10(62,5) 1(6,3) 10(62,5) 5(31,3) 16(40)
Total 33(82,5) 7(17,5) 13(32,5) 27(67,5) 4(10,0) 25(62,5) 11(27,5) 40(100)
32
Identificación fenotípica de las especies de Staphylococcus spp.
coagulasa positiva (CoPS)
En los 40 casos de pioderma se aislaron CoPS, de los cuales 38/40 (95%)
fueron S. pseudintermedius y 2/40 (5%) fueron S. aureus (Tabla 6). Nuestros
resultados están de acuerdo con el estudio de Lima en el 2012 y Ravens en el
2014 en los cuales se aislaron un 82%(28/34) y 88% (24/27) respectivamente
de S. pseudintermedius. Estos estudios coinciden en que la especie S.
pseudintermedius es la causa común de infecciones de piel y tejidos blandos en
perros desde su reclasificación en el 2005(Devriese, L.A., Vancanneyt, M.,
Baele, M., Vaneechoutte, M. & Graef, E., Snauwaert, C., Cleenwerck, I., 2005).
Tabla 6. Porcentaje de especies aisladas de Staphylococcus spp. coagulasa
positivos en piodermas caninas
Resistencia antimicrobiana de Staphylococcus spp. coagulasa
positiva
Los resultados del antibiograma realizado a cada uno los 40 aislamientos de
Staphylococcus spp. identificados se muestran en la Tabla 7, en la misma no se
clasifica las dos especies aisladas en el estudio, debido a que los aislamientos
de S. aureus (2/40) no son una muestra representativa, por lo tanto se
generalizó como Staphylococcus spp. coagulasa positiva.
Staphylococcus spp. Frecuencia
n=40
Porcentaje
% IC 95%
S. pseudintermedius 38 95,0 82 99
S. aureus 2 5 1 18
Total 40 100
33
Tabla 7. Resultados de las pruebas de sensibilidad antimicrobiana realizadas al total de los aislamientos de Staphylococcus spp. coagulasa positivos
Antibióticos Sensibilidad Staphylococcus
spp. IC 95%
40/40 % Inferior Superior
Oxacilina R 18 45 30 60
S 22 55 38 71
Cefoxitina R 14 35 19 50
S 26 65 50 80
Cefazolina
R 9 22,5 9 36,0
S 27 67 52 82
I 4 10 3 17
Penicilina R 36 90 80 99
S 4 10 3 17
Amox. + Ac. clav. R 6 15 6 24
S 34 85 73 96
Gentamicina
R 9 22,5 10 34
S 29 72,5 58 86
I 2 5 1,7 11
Clindamicina
R 16 40 24 55
S 22 55 38 71
I 2 5 1,7 11
Trimetoprim + sulfa
R 11 27,5 13 41
S 26 65 49 80
I 3 7,5 2.5 19
Enrofloxacina
R 4 10 3 17
S 27 67 52 82
I 9 22 8,9 36
Ciprofloxacina
R 4 10 0,2 19
S 35 87 76 98
I 1 2,5 0.4 12
Tetraciclina
R 22 55 38 71
S 17 42 26 58
I 1 2,5 0.4 12
Eritromicina R 16 40 24 55
S 24 60 44 73
R: resistente, S: sensible, I: intermedio
34
La importancia de los de los MRSA y los MRSP, además de su resistencia a los
antibióticos b-lactámicos, radica en que la mayoría de estas bacterias también
son resistentes a múltiples fármacos así como se puede observar en el
presente estudio. La resistencia a la oxacilina se presentó en 17/40 (42,5%)
cepas S. pseudintermedius, de las cuales 14/17 (82%) expresaron
multirresistencia a más de tres familias de antimicrobianos.
Estas cepas multirresistentes fueron aisladas de pacientes caninos que
registraron en su historia clínica el uso de antibióticos tanto sistémicos como
tópicos, sin un principio activo específico dado que el propietario pocas veces lo
recuerda y antecedentes dermatológicos como dermatitis alérgica a pulgas,
dermatofitosis y piodermas recidivantes. Por lo tanto se podría concluir que esta
multirresistencia es el resultado del tratamiento empírico de estas
dermatopatías y al uso inapropiado de cremas medicadas por parte de los
propietarios (Fogel & Manzuc, 2009).
De estas cepas MRSP multirresistentes cinco de ellas presentaron resistencia a
nueve antibióticos diferentes (OX-P-FOX-GM-TET-CZ-E-AMC-CC) (Tabla 8).
Estos resultados de multirresistencia coincide con el informe de Bemis en el
2009, en el cual se registra más del 90% de MRSP resistentes a al menos
cuatro familias de fármacos y con el estudio de Vigo en el 2015, en el cual solo
el 10% (3/28) fueron MRSP, pero de igual manera presentaron resistencia a
más de 3 familias de antibióticos.
La aparición de estas cepas multirresistentes es un fenómeno que se está
produciendo en todo el mundo y que obstaculiza el tratamiento de infecciones
por estafilococos en humanos y animales (Schwarz, Loeffler, & Kadlec, 2017).
(Arias et al., 2017).Esto se debe a los diferentes mecanismos de resistencia
codificados por genes localizados en plásmidos o la adquisición de elementos
genéticos móviles, como el SCCmec, que contribuyen a la adquisición del
fenotipo de resistencia a múltiples fármacos (Schwarz et al., 2017).
35
Tabla 8. Perfiles de resistencia antimicrobiana de Staphylococcus spp. coagulasa positivo en muestras clínicas de piodermas caninas
N° de Antibióticos Fenotipo de resistencia N° de Cepas
9 OX-P-FOX-GM-TET-CZ-E-AMC-CC 5
8 OX-P-FOX-GM-STX- TET-E-CC 1
8 OX-P-FOX-ENR-TET-CZ-E-CC 1
7 OX-P-FOX-STX- TET-E-CC 1
7 OX-P-FOX-CZ-STX- TET-CC 1
6 OX-P-STX- TET-E-CC 1
6 OX-P-FOX-STX-CC-CIP 1
6 OX-P-FOX-CZ-E-CC 1
6 P-CIP-STX-ENR-TET-E 1
6 P-STX-GM-TET-E-CC 1
5 OX-P-FOX-E-CC 1
5 OX-P-FOX-TET-E 1
4 P-TET-E-CC 1
4 P-ENR-CIP-STX 1
3 GM-P-TET 1
3 P-TET-E 1
3 OX-P-CC 1
2 P-TET 6
2 P-STX 1
2 OX-P 2
1 P 6
0 4
OXA: oxacilina,P: penicilina, AMC: amoxicilina/clavulanico, CZ: cefazolina,E: eritromicina STX: trimetoprima/sulfametoxazol; CIP: ciprofloxacina;ERI: eritromicina; ENR: Enrofloxacina, CC: clindamicina; FOX:cefoxitina; GM: gentamicina; TET: tetraciclina.
36
Las cepas aisladas presentaron un mayor registro de resistencia a la Penicilina
con un 90 % (36/40) de resistencia, resultado que se esperaba debido a la
producción de β-lactamasas de los Staphylococcus spp. (Ríos et al., 2015).Por
lo que se las considera prácticamente sin valor terapéutico en las piodermas
caninas (Beco et al., 2013b).
Con respecto a las Tetraciclinas las bacterias presentaron un 55% (22/40) de
resistencia, esta elevada frecuencia coincide con el estudio realizado por Huerta
en el 2011 en el cual determino un mayor porcentaje (41%) de cepas
resistentes en caninos que presentaban pioderma que en perros sano, lo que
probablemente está relacionado con la rápida propagación de su resistencia
que se adquiere principalmente por transferencia horizontal de genes por el uso
frecuente de estos antibióticos en la práctica veterinaria (Lira, Lima, Coutinho,
Junior, & Barreto, 2012).
Los CoPS presentaron una resistencia del 40% (16/40) para clindamicina y
eritromicina, esto se puede deber a que además del gen mecA, los MRSP
también puede contener una amplia gama de genes de resistencia a
antibióticos que confieren una co-resistencia, en este caso debido al gen ermB
que es un mecanismo de resistencia presente en S. pseudintermedius (Vigo et
al., 2015). A pesar de que son antibióticos de primera línea, debe limitarse su
uso para que la presión de selección no genere más cepas resistentes
(Schwarz et al., 2017).
Con respecto a la cefazolina, las bacterias aisladas presentaron un 67% de
sensibilidad. Varios estudios coinciden en que las especies MRS se deben
considerar resistentes a todos los otros b-lactámicos, incluidas las
cefalosporinas y amoxicilina clavulánico, dado que la adición de un inhibidor de
β-lactamasa (por ejemplo, Clavulanato) no superará la resistencia a la meticilina
(Papich, 2012).Esto representa un problema terapéutico debido a que estos dos
antibióticos son de primera línea para el tratamiento empírico de la pioderma
canina (Fogel & Manzuc, 2009)(Beco et al., 2013b).
37
Con respecto a gentamicina y sulfametoxazol/trimetoprima, los CoPS
presentaron un bajo porcentaje de resistencia del 22,5% y 27,5%
respectivamente. En relación a la gentamicina, otros estudios indicaron un
elevado porcentaje de resistencia 58,6 % y en el cual demostraron la presencia
de elementos móviles genéticos (IS256) que confieren resistencia a los
aminoglucósidos, que sólo presentaba S. aureus y que ahora se presenta en S.
pseudintermedius (Proietti et al., 2012). Mientras que para
Sulfametoxazol/trimetoprima varios estudios revelaron una baja resistencia a
esta combinación(Silva et al., 2014).Sin embargo en Italia en el 2012, se reportó
un 97% de resistencia de los CoPS hacia este fármaco (Proietti et al., 2012).
Finalmente en cuanto a la Ciprofloxacina y Enrofloxacina las cepas presentaron
tan solo un 10% de resistencia, por lo que pueden constituir una buena opción
en el tratamiento de la pioderma canino, sin embargo al ser antibióticos de
segunda línea solo deben usarse cuando existe evidencia de cultivo de que los
medicamentos de primera línea no serán efectivos, estos antibióticos no son
apropiados para el tratamiento antibiótico empírico (Beco et al., 2013b)
La antibioticoterapia empírica contribuye a aumentar la prevalencia de cepas
resistentes a múltiples fármacos, ya que el uso intensivo de antibióticos actúa
ejerciendo una presión selectiva sobre las cepas resistentes, que pueden
adquirir progresivamente nuevos genes de resistencia y aumentando el riesgo
de transferencia de los mismos entre humanos y animales (Schwarz et al.,
2017).
38
CAPÍTULO VI
CONCLUSIONES
Las características demográficas (raza, edad, sexo y estado
reproductivo), las lesiones primarias y secundarias y las regiones
afectadas no influyen de manera significativa en la predisposición de un
animal a presentar infecciones bacterianas en piel. Sin embargo esta
información es de gran valor diagnóstico y terapéutico cuando la
pioderma es secundaria a un problema dermatológico primario.
La principal bacteria involucrada en los casos de pioderma canina con
una frecuencia del 95% fue S. pseudintermedius de las cuales 17/40
(42,5%) cepas se determinaron oxacilino resistentes, de estas 14
expresaron multirresistencia a más de tres familias de antibióticos y de
estas 5 cepas presentaron resistencia a 9 tipos de antibióticos diferentes
(OXA-ERY-CLIN-TMS-CIP-CMP).
Los antibióticos con mayores índices de sensibilidad bacteriana frente a
S. pseudintermedius fueron Ciprofloxacina y Enrofloxacina que
presentaron tan solo un 10% de resistencia, seguido de la Cefazolina con
un 22,5% de resistencia. Sin embargo estos fármacos de segunda línea
solo deberían ser usados en el caso de cepas multirresistentes,
respaldado con un antibiograma, para evitar la diseminación de
estafilococos resistentes a los medicamentos en nuestro medio.
Las tasas de resistencia y de resistencias cruzadas que se evidencian en
este estudio representan un grave problema que obliga a reevaluar el
tratamiento empírico de la pioderma canina, con el fin de que en el futuro
los pacientes con infecciones causadas por bacterias multirresistentes no
se vean comprometidos por la falta de agentes antimicrobianos efectivos.
39
A pesar de que las técnicas moleculares permiten una identificación
certera de S. pseudintermedius, la mayoría de los laboratorios de
diagnóstico veterinario utilizan la identificación fenotípica por lo que el
desarrollo del protocolo de identificación establecido en el presente
trabajo es relevante.
RECOMENDACIONES
Es necesario realizar pruebas genotípicas a las cepas
meticilinoresistentes para confirmar la presencia del gen mecA y otros
elementos móviles genéticos como IS256 y ermB que están involucrados
en la multirresistencia a los antibióticos. Esto permite la identificación de
linajes genéticos de la especie de Staphylococcus spp. para ayudar a
definir enfoques terapéuticos específicos para las infecciones por MRS
en la región.
Más investigaciones son requeridas en una muestra más grande para
conocer con mayor profundidad y detalle la realidad en resistencia
antimicrobiana en nuestro país. Para esto es necesario que los
veterinarios realicen con más precisión registros en cuanto a la historia
clínica, en casos de pioderma y los tratamientos previos con antibióticos.
40
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46
ANEXOS
1. Ficha Dermatología
47
,
2. Prueba de coagulasa en portaobjetos: +, S. pseudintermedius produce coagulasa ligada. -, S. aureus no produce coagulasa ligada
3. Prueba de acetoína en medio Voges-Proskauer rojo metilo: +, S. aureus produce acetoína. -, S. pseudintermedius no produce acetoína.
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4. Conservación y mantenimiento de las cepas aisladas
5. Frecuencia de presentación de razas en la población de los 40 caninos con pioderma
3%
3%
3%
3%
3%
3%
3%
5%
8%
8%
10%
10%
10%
33%
0% 5% 10% 15% 20% 25% 30% 35%
Akita
American bully
Basethaun
Bull Terrier
Pequines
Rottweiler
Sharpey
Sthitzu
Golden Retriver
Labrador
Pastor Aleman
Poodle
Schnauzer
Mestizo