evaluación de la acción nematicida in vitro e in vivo...

Evaluación de la acción nematicida in vitro e in vivo de especies de

Pleurotus spp., sobre los nematodos Meloidogyne spp. y Radopholus spp. asociados a los cultivos de tomate y

plátano.

Janeth Alexandra Sierra Monroy

Universidad Nacional de Colombia

Facultad de Ciencias Agrarias

Escuela de Posgrados

Palmira, Colombia

2014

Evaluación de la acción nematicida in vitro e in vivo de especies de

Pleurotus spp., sobre los nematodos Meloidogyne spp. y Radopholus spp. asociados a los cultivos de tomate y

plátano.

Janeth Alexandra Sierra Monroy

Tesis de investigación presentada como requisito parcial para optar al título de:

Magister en Ciencias Agrarias

Director:

Ph.D., Carlos Germán Muñoz Perea.

Codirector:

M.Sc., José Fernando Restrepo Henao

Línea de Investigación:

Protección de Cultivos

Universidad Nacional de Colombia

Facultad de Ciencias Agrarias

Escuela de Posgrados

Palmira, Colombia

2014

La ignorancia afirma o niega rotundamente;

la ciencia duda

Voltaire

Agradecimientos

A la Dra. Patricia Velez- Soluciones Microbianas del Trópico, por incluirme dentro

del macroproyecto “Desarrollo de inóculos microbianos con acción nematicida,

bactericida y descomponedora de residuos de cultivo de café y plátano in situ”

A la Dra. María José Boteo y Nathali López Cardona - ICA, por compartir sus

conocimientos, experiencias de vida y apoyo incondicional en este proceso

Al Dr. José Fernando Restrepo- Soluciones Microbianas del Trópico, por su

apoyo en campo y compartir sus conocimientos

Al Dr. Carlos Germán Muñoz-Universidad Nacional de Colombia. Sede Palmira,

por el apoyo incondicional en este proceso.

Al Dr. Nelson Ceballos- Universidad de Caldas, por su apoyo estadístico y moral.

Al Dr. Oscar Guzmán- Universidad de Caldas, por su guía en el proceso de la

tesis.

A Luis Bernardo Gutiérrez auxiliar de Fitopatología- Universidad de Caldas, por

su guía en la realización de trabajo de laboratorio.

A todos los miembros del laboratorio de Veterinaria ICA, por su ayuda y ánimo en

este proceso.

A Josué Ramos Ingeniero Agrónomo ICA, Rocío Alexandra Ortiz estudiante de

Maestría Universidad de Caldas y Jenifer Galeano, por ser incondicionales,

apoyarme y compartir sus conocimientos. A todas y cada una de las personas

que colaboraron en este trabajo.

Resumen y Abstract IX

Resumen

Como alternativa al control químico de nematodos existen hongos nematófagos

productores de toxinas. Se evaluó la acción nemostática y nematicida in vitro e in vivo

con especies de Pleurotus spp. sobre Radopholus sp. y Meloidogyne spp. En el primer

estudio se utilizó P. ostreatus, P. pulmonarius, P. sajor-caju y una mezcla de los tres en

concentraciones de 20, 50 y 75 g en 200 mL agua destilada estéril (ADE), sobre 25

nematodos, incluido un tratamiento químico 330 ppm y uno biológico comercial 2g/L,

durante 24, 48 y 72h de exposición. Se obtuvo diferencias significativas entre los

tratamientos; tanto para P. ostreatus en Meloidogyne spp como para P. sajor-caju en

Radopholus demostraron su eficiencia a las 72h con 75g. En el segundo estudio se

utilizó P. ostreatus para Meloidogyne en plántulas de tomate y P. sajor-caju para

Radopholus en plátano en concentraciones de 75 y 150 g en 200 ml. En almacigo se

estableció que los hongos fueron efectivos para el control de Meloidogyne spp y

Radopholus sp con 64% y 53% de reducción respectivamente, con 150 g en 200 mL

comparados con los testigos.

Palabras clave: Fitonematodos, nematicida, nematostático, Biocontrol, tomate rutgers,

plátano dominico hartón, Basidiomycota.

X Evaluación de la acción nematicida in vitro e in vivo de especies de Pleurotus spp., sobre los

nematodos Meloidogyne spp. y Radopholus sp. asociados a cultivos de tomate y plátano

Abstract

As an alternative to chemical control of nematodes there are nematophagous fungi that

produce toxins. The nemostatic and nematicide action in vitro and in vivo with Pleurotus

spp. on Radopholus sp. and Meloidogyne spp. was evaluated. In a first study, P.

ostreatus, P. pulmonarius, P. sajor-caju and a mixture of the three, in concentrations of

20, 50 and 75 g in 200 mL (sterile distilled water: SDW), were used on 25 nematodes,

together with a chemical treatment 330 ppm and a biological commercial treatment 2g / L.

All the treatments were applied for 24, 48 and 72 hours. A significant difference between

treatments was obtained; both P. ostreatus on Meloidogyne spp., and P. sajor-caju on

Radopholus showed its efficiency after 72 h with 75g. In the second study, P. ostreatus

was used on Meloidogyne in tomato seedlings, and P. sajor -caju on Radopholus in

banana at concentrations of 75 and 150 g in 200 ml (SDW). In plant nurseries was

established that the fungi were effective for the control of Meloidogyne spp and

Radopholus sp with 64% and 53 % reduction respectively, with 150 g in 200 mL

compared to controls.

Keywords: Phytonematodes, nematicide, nematostatic, biological control, Rutgers

tomato, Dominico hartón banana, Basidiomycota.

Contenido XI

Contenido

Pág.

Resumen ......................................................................................................................... IX

Abstract............................................................................................................................ X

Lista de figuras ............................................................................................................ XIV

Lista de tablas ............................................................................................................. XVI

Lista de Símbolos y abreviaturas .............................................................................. XVII

Introducción .................................................................................................................... 1

1. Capítulo 1: Objetivos y Marco teórico .................................................................... 5

1.1 Objetivo ........................................................................................................... 5 1.1.1 Objetivos específicos ............................................................................ 5

1.2 Marco teórico ................................................................................................... 5 1.2.1 Taxonomía y fenología del Plátano ....................................................... 5

1.2.2 Importancia del plátano en Colombia .................................................... 6

1.2.3 Principales plagas y enfermedades del plátano..................................... 7

1.2.4 Taxonomía y fenología del cultivo de tomate ........................................ 7

1.2.5 Importancia del tomate en Colombia ..................................................... 8

1.2.6 Principales plagas y enfermedades ....................................................... 8

1.2.7 Clasificación taxonómica Radopholus similis (Cobb) Thorne (nematodo

Barrenador) ......................................................................................................... 9

1.2.8 Ciclo biológico y patológico R. similis .................................................... 9

1.2.9 Síntomas y daño causado por R. similis .............................................. 10

1.2.10 Clasificación taxonómica Meloidogyne spp. Chitwood (nematodo del

Nudo de la raíz) ................................................................................................. 11

1.2.11 Ciclo biológico y patológico de Meloidogyne spp. ................................ 11

XII Evaluación de la acción nematicida in vitro e in vivo de especies de Pleurotus spp., sobre los


1.2.12 Síntomas y daños causado por Meloidogyne spp. ...............................12

1.2.13 Taxonomía y morfología del género Pleurotus .....................................13

1.2.14 Ciclo biológico de los Basidiomycetes .................................................14

1.2.15 Importancia de los hongos del género Pleurotus .................................15

1.2.16 Acción nematicida del género Pleurotus ..............................................15

2. Capítulo 2: Evaluación de la acción nematicida in vitro de especies de

Pleurotus spp., sobre los nematodos Meloidogyne spp. y Radopholus sp. .............17

2.1 Materiales y Métodos .....................................................................................17 2.1.1 Localización .........................................................................................17

2.1.2 Método de extracción ...........................................................................17

2.1.3 Identificación de especies de Meloidogyne en tomate .........................19

2.1.4 Identificación de especies de Radopholus en plátano ..........................21

2.1.5 Determinación in vitro de la concentración nematostática y/o

nematicida. ........................................................................................................22

2.2 Resultados .....................................................................................................25 2.2.1 Identificación de las especies del género Meloidogyne spp .................25

2.2.2 Nematodos del género Radopholus sp ................................................26

2.2.3 Nematodos del género Meloidogyne spp .............................................27

2.2.4 Nematodos del género Radopholus sp ................................................31

2.3 Discusión ........................................................................................................36

3. Capítulo 3: Evaluación in vivo la acción nematicida de P. sajor-caju y P.

ostreatus sobre los nematodos Radopholus sp. y Meloidogyne spp. en plátano y

tomate respectivamente. ...............................................................................................41

3.1 Materiales y Métodos .....................................................................................41 3.1.1 Localización .........................................................................................41

3.1.2 Evaluación in vivo de la acción nematicida de Pleurotus spp sobre los

nematodos Radopholus sp. y Meloidogyne spp. ................................................41

3.2 Resultados .....................................................................................................44 3.2.1 Meloidogyne: Altura de plántulas (cm) y peso seco .............................44

3.2.2 Meloidogyne: Número de nematodos fitoparásitos en 100 g de raíces e

índice de nudosidad ...........................................................................................46

3.2.3 Radopholus: Altura de plántulas (cm) y peso seco ..............................50

3.2.4 Radopholus: Número de nematodos fitoparásitos en 100 g de raíces .51

3.3 Discusión ........................................................................................................53

Contenido XIII

4. Conclusiones y recomendaciones ........................................................................ 57

4.1 Conclusiones ................................................................................................. 57 4.2 Recomendaciones ......................................................................................... 57

A. Anexo: Análisis de varianza para el efecto nematostatico y nematicida a las 24

horas sobre Meloidogyne spp. ..................................................................................... 59

B. Anexo: Análisis de varianza para efecto nematostatico y nematicida a las 48

horas sobre Meloidogyne spp. ..................................................................................... 61

C. Anexo: Interacción tratamiento*concentración*tiempo de exposición sobre la

mortalidad de Meloidogyne spp ................................................................................... 63

D. Anexo: Análisis de varianza del efecto nematostatico y nematicida a las 24

horas sobre Radopholus sp ......................................................................................... 65

E. Anexo: Análisis de varianza para efecto nematostatico y nematicida a las 48

horas sobre Radopholus sp ......................................................................................... 66

F. Anexo: Interacción tratamiento*concentración*tiempo de exposición sobre la

mortalidad de Radopholus sp ...................................................................................... 67

Bibliografía .................................................................................................................. 69

Contenido XIV

Lista de figuras

Pág.

Figura 1-1: Volcamiento de plantas de plátano y necrosamiento de raíz debido al ataque

de nematodos (Gonzáles 2012). ..................................................................................... 11

Figura 1-2: Marchitez plantas de tomate y nudosidades de raíz debido al ataque de

nematodos. ..................................................................................................................... 13

Figura 1-3: Pleurotus ostreatus cultivado en arroz. ......................................................... 14

Figura 1-4: Hifa de Pleurotus ostreatus produciendo gotas de toxina y parasitación del

nematodo Meloidogyne (Heydari et al. 2006). ................................................................. 16

Figura 2-1: Esquema del método de extracción. A. Licuado de raíces. B. Tamices. C.

Sobrenadante. D. Centrifugado del sobrenadante. E. Solución de sacarosa. F.

Centrifugación con sacarosa. G. Sobrenadante lavado con agua. .................................. 18

Figura 2-2: Hembras adultas de Meloidogyne spp. extraídas de raíces de tomate. ......... 19

Figura 2-3: Morfología generalizada de un patrón perineal (Eisenback et al. 1981). ....... 20

Figura 2-4: Corte de un patrón perineal. (A, B). Corte de la hembra en la región de la

cabeza y remoción del contenido del cuerpo. (C) Corte de la hembra en la mitad de

cuerpo donde se remueve la parte anterior de la hembra y se deja la parte posterior. (D)

Corte de la región perineal (E) patrón perineal listo para el montaje (Hartman y Sasser

1985). ............................................................................................................................. 20

Figura 2-5: Radopholus similis (A) Macho. (B)Hembra. (C, D) cabeza de la hembra. (E, F)

cabeza del macho (Hunt et al. 2005) ............................................................................... 21

Figura 2-6: Individuos móviles e inmóviles ...................................................................... 24

Figura 2-7: Corte perineal de Meloidogyne incognita ...................................................... 25

Figura 2-8: Corte perineal de Meloidogyne javanica ....................................................... 26

Figura 2-9: Radopholus similis (A) cabeza de la hembra. (B) cola de la hembra (C)

cabeza del macho (D) cola del macho ............................................................................ 27

Figura 2-10: Efecto nematostático in vitro Meloidogyne a diferentes concentraciones y

tiempos de exposición ..................................................................................................... 29

Contenido XV

Figura 2-11: Efecto nematicida in vitro Meloidogyne a diferentes concentraciones y

tiempos de exposición .................................................................................................... 30

Figura 2-12: Efecto nemostatico sobre Meloidogyne a las 72 horas con tratamientos a

base de las especies de Pleurotus ................................................................................. 30

Figura 2-13: Efecto nematicida sobre Meloidogyne a las 72 horas con tratamientos a

base de las especies de Pleurotus. ................................................................................ 31

Figura 2-14: Efecto nematostático in vitro Radopholus a diferentes concentraciones y

tiempos de exposición. ................................................................................................... 33

Figura 2-15: Efecto nematicida in vitro Radopholus a diferentes concentraciones y

tiempos de exposición .................................................................................................... 34

Figura 2-16: Efecto nemostático sobre Radopholus a las 72 horas con tratamientos a

base de las especie de Pleurotus. .................................................................................. 35

Figura 2-17: Efecto nematicida sobre Radopholus a las 72horas con tratamientos a base

de las especie de Pleurotus............................................................................................ 36

Figura 3-1: Pelado de cormo de plátano y desinfestación del suelo. .............................. 42

Figura 3-2: Plantas de tomate y plátano en almacigo. .................................................... 43

Figura 3-3: Índice de nudosidad del nematodo Meloidogyne sp. 1: Ausencia de

nudosidad; 3: 1-2 nudosidad por planta; 5: 3-10 nudosidad por planta; 7: 11-30 nudosidad

por planta; 9 más de 30 nudosidad por planta (Castaño 1990). ...................................... 43

Figura 3-4: Altura (cm) de plántulas de tomate Rutgers en cuatro mediciones de altura 45

Figura 3-5: Peso seco del tallo y peso seco de la raíz en tomate Rutgers ...................... 46

Figura 3-6: Peso seco de la raíz en tomate Rutgers ....................................................... 46

Figura 3-7: Número de nematodos en 100 g de raíces en plántulas de tomate Rutgers. 47

Figura 3-8: Índice de nudosidad de raíces en plántulas de tomate Rutgers .................... 48

Figura 3-9: Raíces con nudosidad en plántulas de tomate Rutgers para los tratamientos,

T1 (Agua sin nematodos), T2 (Agua + nematodos), T3 (TROPIMEZCLA® WP), T4

(Carbofuran), T5 (P. ostreatus 75 g/200 mL), T6 (P. ostreatus 150 g/200 mL) ............... 49

Figura 3-10: Peso seco de la raíz en Plátano Dominico Hartón. ..................................... 50

Figura 3-11: Número de nematodos en 100 g de raíces en plántulas de plátano Dominico

Hartón. ........................................................................................................................... 51

Figura 3-12: Raíces de Plátano para los tratamientos: T1 (Agua sin nematodos), T2

(Agua + nematodos), T3 (TROPIMEZCLA® WP), T4 (Carbofuran), T5 (P. sajor-caju 75

g/200 mL), T6 (P. sajor-caju 150 g/200 mL) ................................................................... 52

Contenido XVI

Lista de tablas

Pág.

Tabla 2-1: Tratamientos para la evaluación del efecto nematicida y/o nematostático sobre

Radopholus sp. y Meloidogyne spp, (in vitro). ................................................................. 24

Tabla 2-2: Análisis de varianza del efecto nematostatico y nematicida a las 72 horas

sobre Meloidogyne. ......................................................................................................... 28


sobre Radopholus. .......................................................................................................... 32

Tabla 3-1: Tratamientos para la evaluación del efecto de las especies de Pleurotus con

mayor efecto nematicida sobre Radopholus sp. y Meloidogyne spp (in vivo). ................. 44

Tabla 3-2: Población en 100 g de raíces (juveniles de segundo estadio (J2)), índice de

nudosidad y porcentaje de reducción. ............................................................................. 48

Contenido XVII

Lista de Símbolos y abreviaturas

Símbolos con letras latinas

Símbolo Término Unidad SI Definición

P Peso g

V Volumen ml

T Temperatura C° DF

Símbolos con letras griegas

Abreviaturas

Abreviatura Término

AA Agar agua

ADE Agua destilada estéril

Agu Agua

Biol Biológico

Carb Carbofuran

J2 Juveniles Meloidogyne spp.

Mez Mezcla de Pleurotus spp.

PO Pleurotus ostreatus

PSC Pleurotus sajor-caju

PP Pleurotus pulmonarius

UFC Unidades Formadoras de Colonias

Introducción

Diferentes cultivos conforman la base de la alimentación de la población colombiana y

mundial, por tal razón la canasta familiar demanda diariamente productos tales como el

plátano y tomate.

El plátano es una fruta tropical originada en el suroeste asiático, perteneciente a la familia

de las musáceas. Las dos especies más conocidas en nuestro medio son: Musa

paradisíaca y M. sapientum. En conjunto es la fruta tropical más cultivada y una de los

cuatro productos vegetales más importantes en términos globales, después del arroz, el

trigo y el maíz. Según la FAO, para 2012, se registraron en el mundo 5´407.361

hectáreas de plátano, siendo el mayor productor Uganda, con el 31.4% del área

cosechada en el mundo, seguido de Nigeria con 8.4%, Costa de Marfil con 7.7% y

Colombia por su parte participa en un cuarto puesto con el 6.7% del área mundial

cosechada (FAOSTAT 2013).

En Colombia, hay aproximadamente 197.144 hectáreas sembradas de plátano para el

2013 (DANE 2013). Se estima que, del área cultivada en plátano en Colombia, un 89.7%

es cultivo tradicional asociado con café, cacao, yuca y frutales, y el restante 10.3% es

monocultivo tecnificado (Martínez et al. 2006). Los departamentos exportadores de

plátano son Arauca y Antioquia, con participaciones en la producción nacional del 12.1%

y 9% respectivamente (Agronet 2013). En cuanto a su papel en la canasta familiar, el

plátano ocupa el tercer puesto después de la papa y la leche (Belalcázar et al. 1991).

Por otra parte, el tomate es una de las hortalizas de mayor importancia en el mundo

después de la papa, tanto por su área sembrada como por su alto nivel de consumo. Se

cultiva en todas las latitudes y climas variados (Blancard 2011). A nivel mundial se

encuentran sembradas 4´4803.680 ha siendo los principales países productores China

con el 20.8% del área cosechada en el mundo; India con 18.1%; Turquía con 6.2%,

2 Introducción

Nigeria con 5.6% y por último Colombia con el 0.4% de la producción mundial (FAOSTAT

2013).

La producción de tomate en Colombia está concentrada en los departamentos de

Cundinamarca, Norte de Santander con 60.791,4 ton/ha, Antioquia 30.750,6 ton/ha,

Boyacá 30.845,4 y Santander con 25.207,2 ton/ha (Agronet 2013). Para el año 2012 se

sembraron 6.867 hectáreas, lo cual representó el 8.1% del área hortícola del país, con un

volumen de producción de 175.706 toneladas y un rendimiento aproximado de 28 ton/ha

(Agronet 2013; DANE 2013).

En los sistemas de cultivo intensivo, de los que forman parte el plátano y tomate, uno de

los mayores limitantes es el daño ocasionado por nematodos en las raíces, esto afecta el

crecimiento y el desarrollo de las plantas (Araya 2003; Gil et al. 2003; Guzmán 2011). El

fitonematodo Radopholus, es el más abundante y la principal especie fitoparásita en

plátano, representa el 82 y 97% de la población de nematodos en raíces y cormos (Araya

y Moens 2003). Por su parte Meloidigyne, o nematodo del nudo radical, es uno de los

patógenos más estudiados en el mundo en virtud a su amplia distribución geográfica y

los altos daños económicos causados particularmente en tomate (Hincapié y Leguizamón

1999).

Dentro de las medidas de manejo de nematodos, en estos cultivos se realiza mediante la

aplicación de nematicidas al suelo; sin embargo, estudios como el de Hincapié y

leguizamón (1999), han demostrado que los químicos de acción sistémica no son

absorbidos ni trasportados por un sistema radical dañado por acción del nematodo, y los

productos de contacto, reducen las poblaciones de manera provisional; lo que obliga al

agricultor a realizar contantes aplicaciones, generándole altos costos en químicos, que

además, presentan altos niveles de toxicidad extremadamente nocivas para el medio

ambiente y la salud humana (Rosales et al. 1998; Sarah 1998; Araya 2003; Gil et al.

2003).

Como alternativa al control químico existe, la posibilidad de usar herramientas biológicas

como hongos nematófagos en el marco de programas de manejo integrado (Alzate et al.

2012). Algunas especies de hongos basidiomicetos pueden atacar y consumir nematodos

(Luo et al. 2004). Aparte de su habilidad nematófaga muchos de estos hongos pueden

Introducción 3

también vivir saprofíticamente en materia orgánica, atacar otros hongos (micoparásitos) y

colonizar raíces de plantas como endófitos (Hibbett y Thorn 1994). El hongo

descomponedor de madera Pleurotus ostreatus y otras especies del género Pleurotus

producen toxinas tales como el ácido trans-2 decenodioico, que al entrar en contacto con

los nematodos causan inmovilización de estos en cuestión de 30 segundos,

posteriormente las hifas penetran a través de los orificios del nematodo colonizando y

digiriendo completamente al huésped, utilizando su contenido como fuente de nitrógeno

(Barron y Thorn 1987; Hibbett y Thorn 1994; Heydari et al. 2006), En pruebas in vitro,

Mamiya et al. (2005) reportan hongos como Pleurotus ostreatus, P. pulmonarius, P.

eryngii, que tienen la habilidad de inmovilizar y matar rápidamente al nemátodo

Bursaphelenchus xylophilus, que ataca pino. Por su parte Heydari et al. (2006), evaluaron

el efecto antagonista de 5 especies de Pleurotus en estados juveniles (j2) de

Meloidogyne javanica en pruebas in vitro. Todas las especies produjeron pequeñas gotas

de toxina que inmovilizaban rápidamente a los nematodos que posteriormente eran

colonizados por el hongo.

Dada la necesidad de estrategias de Manejo Integrado de Plagas (MIP), que no generen

desequilibro en los agroecosistemas, y con base en estudios anteriores (Barron y Thorn

1987; Hibbett y Thorn 1994; Heydari et al. 2006), el presente trabajo propone evaluar la

acción nematicida in vitro e in vivo de tres especies del género Pleurotus por separado y

en conjunto, sobre los nematodos Radopholus sp. y Meloidogyne spp.

1. Capítulo 1: Objetivos y Marco teórico

1.1 Objetivo

Evaluar la acción nematicida in vitro e in vivo de especies del género Pleurotus, sobre los

nematodos Radopholus sp. y Meloidogyne spp. asociados a los cultivos de plátano y

tomate respectivamente.

1.1.1 Objetivos específicos

Determinar in vitro la concentración nematostática y/o nematicida de los inóculos de

tres especies del género Pleurotus. y su mezcla, para el control de Radopholus sp. y

Meloidogyne spp.

Estimar in vivo la acción nematicida de la concentración seleccionada de una de las

tres especies del género Pleurotus. sobre los nematodos Radopholus sp. y

Meloidogyne spp. en plátano y tomate respectivamente.

1.2 Marco teórico

1.2.1 Taxonomía y fenología del Plátano

El plátano es una planta monocotiledónea herbácea perteneciente a la familia de las

Musáceas. Es originaria del sudeste Asiático y fue traída a nuestro país por los

españoles en el siglo XVl. Las especies más importantes en la familia Musaceae son

Musa acuminata y Musa balbisiana, de cuyos cruzamientos interespecíficos se ha

originado la mayoría de los cultivares de plátano comestibles más importantes del mundo

(Stover y Simmonds 1987).

El plátano, consta de un tallo subterráneo (cormo ó rizoma) del cual brota un Pseudotallo

aéreo; el Cormo emite raíces y yemas laterales que formaran los hijos o retoños.

6 Evaluación de la acción nematicida in vitro e in vivo de especies de Pleurotus spp., sobre los nematodos

Meloidogyne spp. y Radopholus sp. asociados a cultivos de tomate y plátano

Morfológicamente, el desarrollo de una planta de plátano comprende tres fases:

vegetativa, floral y de fructificación (Guerrero 2010).

a) Fase Vegetativa. Tiene una duración de 6 meses y al comienzo de esta ocurre la

formación de raíces principales y secundarias, desarrollo de pseudotallo e hijos.

b) Fase Floral. Tiene una duración aproximada de tres meses a partir de los seis meses

de la fase vegetativa. El tallo floral se eleva del Cormo a través del pseudotallo y es

visible hasta el momento de la aparición de la inflorescencia.

c) Fase de Fructificación. Tiene una duración aproximada de tres meses y ocurre

después de la fase floral. En esta fase se diferencia las flores masculinas y las flores

femeninas (dedos) y hay una disminución gradual del área foliar y finaliza con la cosecha,

el tiempo desde inicio de la floración a la cosecha del racimo es de 81 a 90 días.

1.2.2 Importancia del plátano en Colombia

El plátano es uno de los productos básicos de la dieta alimentaria de los países en

desarrollo, ya que junto con las raíces y los tubérculos, aportan el 40% del total de la

oferta de alimentos en términos de calorías (Meek y Navarrete 2001; Espinel et al. 2006).

Es utilizado en la agroindustria para la producción de harina y de alimentos concentrados

para alimentación animal, así como para la producción de plátano procesado. Este

producto es básico en la dieta de los colombianos, tiene un consumo per capita de 61, 9

kg/año. Las variedades de plátano que más se cultivan, son la variedad dominico hartón

(Musa AAB), Dominico además de otros como el guayabo y guineo etc, distribuidos en

monocultivo e intercalados con otros cultivos (Meek y Navarrete 2001; Espinel et al.

2006).

En Colombia, el plátano es un sector tradicional de la económica campesina, debido a la

seguridad alimentaria, generación de empleo, mejorando el nivel de vida de los

agricultores. Representa el 9,69% del valor de la producción agrícola y su producción

anual se estima en tres millones de toneladas en un área de 380.000 hectáreas,

ocupando el quinto lugar después del café, la caña de azúcar, la papa y las flores

(Corporación Colombia Internacional 2000; Meek y Navarrete 2001; Espinel et al. 2006).

Capítulo 1: Objetivos y Marco teórico 7

1.2.3 Principales plagas y enfermedades del plátano

Algunos de los problemas fitosanitarios más importantes en el cultivo del plátano son las

sigatokas negra y amarilla (Mycosphaerella spp.) que afectan el follaje, el Picudo negro

(Cosmopolites sordidus) que afecta el cormo y los nematodos fitoparásitos que afectan

las raíces y el cormo (Guzmán y Castaño 2004; Guzmán 2011). Los nemátodos en

particular han obligado el desarrollo de varios métodos de manejo, desde químicos hasta

biológicos, que permiten disminuir los daños que ocasionan (Montiel et al. 1997; Buriticá

1999; Guzmán y Castaño 2004).

La problemática con los nematodos se agrava por la falta de prácticas adecuadas de

cultivo por parte de los agricultores, por la siembra de variedades susceptibles y por el

desconocimiento técnico sobre el manejo agronómico de los mismos; pero

principalmente por la utilización de semilla de plátano de baja calidad, la cual propicia la

propagación y generalización de plagas, enfermedades Moko (Ralstonia solanacearum) y

los nematodos fitoparásitos como Radopholus similis (Sarah et al. 1996; Palencia et al.

2006).

1.2.4 Taxonomía y fenología del cultivo de tomate

El tomate es una es una hortaliza perteneciente a la familia de las Solanáceas. Es

originario de Sudamérica, domesticado en México y se ha convertido en una de las

hortaliza más importantes del siglo XX (Noreña et al. 2006; Jaramillo et al. 2007;

Blancard 2011).

La duración del ciclo tomate está determinada por la variedad, manejo agronómico y las

condiciones climáticas El ciclo total del cultivo es de aproximadamente siete meses

(Jaramillo et al. 2007). El desarrollo del cultivo comprende dos fases: Una fase vegetativa

y otra reproductiva de la planta.

a) fase vegetativa: Comienza con la siembra en semillero, seguida de la germinación;

formación de hojas verdaderas y finalmente el trasplante a campo, con una duración

aproximada de 30 a 35 días (Jaramillo et al. 2007).



b) fase reproductiva: que incluye las etapas de floración (que se inicia a los 25 – 28

días después del trasplante), de formación del fruto y de llenado de fruto, hasta la

madurez para su cosecha, la cual se inicia en el primer racimo entre los 85 a 90 días

después del trasplante (Jaramillo et al. 2007).

1.2.5 Importancia del tomate en Colombia

El tomate es un cultivo económica y socialmente importante para el país por su amplia

dispersión de área cosechada y como generador de empleo (Espinal et al. 2005;

Jaramillo et al. 2007).

En Colombia la zona tomatera abarca una extensión 19 departamentos, con más del

80% de la producción en Cundinamarca, Norte de Santander, Huila, Valle, Santander,

Antioquia, Boyacá, Cesar, Nariño, Atlántico y Guajira (Jaramillo et al. 2007). El

componente agrícola, es altamente generador de empleo, una hectárea requiere

alrededor de 160 jornales por ciclo de producción, lo cual representa alrededor de

2.309.440 jornales utilizados en el país anualmente en este cultivo (Jaramillo et al. 2007).

1.2.6 Principales plagas y enfermedades

El cultivo del tomate se presenta como una activad de alto riesgo económico debido

principalmente a los altos costos de producción, pérdidas en la poscosecha por ser un

producto altamente perecedero y los problemas fitosanitarios (Jaramillo et al. 2007).

Entre los problemas fitosanitarios más conocidos, se encuentra Phytophthora infestans,

la mosca blanca (Trialeurodes vaporariorum, Trialeurodes variabilis, Bemisia tabaci), los

nematodos, entre otros. El Mildeo causado por el hongo P. infestans es una enfermedad

destructiva que afecta al tomate y la papa, puede ser una enfermedad muy seria en

tomate, generando grandes pérdidas. La antracnosis es una enfermedad de frutos

maduros o con exceso de maduración. Es causada por varios hongos fitopatogenos del

género Colletotrichum. Esta enfermedad, si no es controlada adecuadamente, puede

generar pérdidas de rendimiento y de la calidad del fruto (Borrego et al. 2008).

Los adultos e inmaduros de moscas blancas como Trialeurodes vaporariorum y Bemisia

tabaci, producen deshidratación, debilitamiento y disminución del rendimiento de las


plantas al chupar la savia de las hojas y la excreción de sustancias azucaradas que

favorecen el crecimiento de hongos sobre las plantas (CATIE. 1990; Cuellar y Morales

2006). Su importancia económica se incrementa debido a que pueden ser posibles

trasmisores de virus que generan pérdidas económicas considerables en los cultivo

(CATIE. 1990).

En el caso de los nematodos, cuando la población es muy alta pueden llegar a

constituirse en plaga. Atacan plantas de tomate en semillero, almácigo y plantación

adulta y bajo ciertas condiciones pueden causar pérdidas económicas importantes. El

género de nemátodos que afecta con mayor frecuencia la producción de tomate es

Meloidogyne (Borrego et al. 2008).

1.2.7 Clasificación taxonómica Radopholus similis (Cobb) Thorne (nematodo Barrenador)

Filum: Nematoda

Clase: Secernentea

Orden: Tylenchida

Suborden: Tylenchina

Superfamilia: Tylenchoidea

Familia: Pratylenchidae

Género: Radopholus

Especie: similis (Thorne, 1961).

1.2.8 Ciclo biológico y patológico R. similis

El ciclo biológico del nematodo barrenador se lleva a cabo dentro y alrededor de las

raíces de las plantas. Penetran en las raíces, rompiendo las paredes de las células y se

alimentan de su contenido (Liceras y Wong 1964), donde la hembra pone numerosos

huevos. Después de iniciar su alimentación, R. similis completa su ciclo de vida entre 20

y 25 días en los tejidos de las raíces y cormos a una temperatura entre 24 y 32°C; siendo

óptima su reproducción entre 25 y 28°C (Sarah et al. 1996; Cocom 2005; Guzmán 2011)

Como la mayoría de nematodos, los estados de desarrollo de R. similis son vermiformes

o con forma de lombriz y tienen cuatro estados juveniles (J1, J2, J3 y J4) y el adulto. El



estado J1 se desarrolla dentro del huevo, muda la cutícula y luego de 8 a 10 días emerge

el J2. Los estados J2, J3 y J4 también mudan la cutícula hasta llegar al estado adulto

entre 10 y 13 días (Guzmán 2011).

R. similis tiene dimorfismo sexual entre machos y hembras. Los machos miden 500 a 700

µm, exhiben un estilete poco desarrollado con perillas básales apenas visibles. En la

región posterior (cola), los machos poseen una espícula de función reproductiva, cubierta

por una membrana hialina llamada bursa (Guzmán 2011). Las hembras por su parte,

miden entre 500 y 880 µm y cerca de 24 µm de diámetro, con un estilete bien

desarrollado de 16 a 21 µm de largo. R. similis usualmente se reproducen sexualmente,

pero pueden reproducirse por partenogénesis (Guzmán 2011).

1.2.9 Síntomas y daño causado por R. similis

El nematodo fitoparásito R. similis es el más abundante y de mayor importancia

económica en la mayoría de las regiones donde se cultivan banano y plátano,

constituyendo entre el 82 y 97% de la población de nematodos en raíces y cormos (Araya

y Moens 2003). Los síntomas en las raíces, son lesiones de aproximadamente 10cm de

longitud, rojizas al principio y luego negras, después que el tamaño de la lesión aumenta

y se forman cavidades en la corteza. Haciendo un corte transversal del rizoma se

encuentra gran cantidad de bolsas de color negro, que avanzan de la parte externa a la

interna, esto se debe a que los nematodos a medida que van destruyendo las capas más

externas del rizoma van introduciéndose a las zonas más internas (Liceras y Wong 1964;

Guzmán y Castaño 2004).

El tejido vascular queda expuesto a la invasión de microorganismos secundarios que

ocasionan la muerte de la raíz en la parte posterior de la lesión. En una plantación

afectada, el primer síntoma del ataque del "nematodo barrenador" se manifiesta por la

aparición de focos de plantas caídas (figura 1-1), poco desarrolladas y vigorosas, en

general la plantación no tiene un aspecto uniforme (Liceras y Wong 1964). Infecciones

severas generan necrosis en el rizoma (figura 1-1), por lo que se denomina la

enfermedad de la “cabeza negra”. Como consecuencia, las raíces destruidas retardan el

crecimiento de la planta, disminuyen el tamaño, numero de hojas, desarrollo de las

plantas y en estados muy avanzados pueden causar la muerte (Liceras y Wong 1964;

Guzmán y Castaño 2004; Guzmán 2011).


Figura 1-1: Volcamiento de plantas de plátano y necrosamiento de raíz debido al ataque

de nematodos 1 (Gonzáles 2012).

1.2.10 Clasificación taxonómica Meloidogyne spp. Chitwood (nematodo del Nudo de la raíz)

Phylum: Nematoda

Clase: Secernentea

Orden: Tylenchida

Suborden: Tylenchina

Superfamilia: Tylenchoidea

Familia: Heteroderidae

Género: Meloidogyne

Especie: incognita, arenaria, javanica, hapla (Thorne,1961).

1.2.11 Ciclo biológico y patológico de Meloidogyne spp.

El género Meloidogyne es endoparásito sedentario. Su ciclo de vida dura entre 27 y 40

días. El primer estadio juvenil no es muy activo y la primera muda tiene lugar en el huevo.

Los especímenes jóvenes móviles en la segunda etapa (J2) emergen de los huevos, se

mueven hacia las raíces y penetran en ellas a través de la punta o donde se encuentran

pequeñas heridas. En la raíz, los J2 invaden la endodermis, se alimentan e inducen la

1 La foto de necrosamiento fue tomada por el autor en una visita de reconocimiento del daño de nematodos en cultivos de plátano en la zona de San peregrino - Caldas.



producción de células gigantes y aumentan la tasa de la división celular. La formación de

estas células bloquea los vasos de xilema que las rodean. También se induce la

multiplicación de las células corticales, lo que resulta en la formación de llagas (Taylor y

Sasser 1983; De Waele y Davide 1998).

Los especímenes jóvenes J2 se alimentan de las células gigantes y mudan tres veces

para convertirse en hembras adultas. Cuando las hembras maduran, forman sacos

donde se depositan los huevos dentro de una matriz gelatinosa para que se forme una

masa de huevos. Una sola masa de huevos puede contener un promedio de 100 por

cada hembra llegándose a reportar hasta 1.000 huevos en una masa que puede llegar a

ser más grande que el cuerpo de la hembra. La reproducción puede ser sexual o por

partenogénesis (De Waele y Davide 1998; Hernández et al. 2012).

1.2.12 Síntomas y daños causado por Meloidogyne spp.

El primer síntoma del ataque de M. incognita en una plantación de tomate es la presencia

de nudosidades, localizadas indistintamente en las raíces laterales y pivotantes. Con

relación a ello se sabe que los nematodos formadores de nudosidad inducen la re

diferenciación de las células del parénquima en las raíces, en células de alimentación

multinucleadas e hipertrofiadas. Estas zonas de células hipertrofiadas interfieren en los

flujos de nutrientes y agua, provocando en la planta síntomas de marchitamiento y

clorosis entre otros (Baeza 1979; Hernández et al. 2012). Las nudosidad pueden medir

desde 1 o 2 milímetros de diámetro en las raíces pequeñas y hasta 1 cm o más en las

raíces grandes (Arias et al. 2009) (Figura 1-2).

En plantas de tres o más meses de edad, se observan cuarteamientos longitudinales

necróticos en las raíces laterales y pivotantes. Este aspecto pude hacerse visible por

encima del nivel del suelo en ataques muy severos. En conjunto las platas presentan

poca cantidad de raíces laterales; la raíz pivotante se deforma, engrosa y el sistema

radical se torna total o parcialmente oscuro (Baeza 1979; De Waele y Davide 1998).

Los síntomas secundarios incluyen la reducción en la altura y desarrollo, inhibición de la

brotación, y deficiencias nutricionales que se manifiestan como clorosis del follaje con la

consecuente defoliación. Otro síntoma característico es la aparición de marchitez

temporal a pesar de haber humedad adecuada en el suelo, debido al menor tamaño del


sistema radical y a que los elementos vasculares se rompen y se deforman,

interrumpiendo mecánicamente el flujo normal de agua y nutrientes. Como resultado,

aparecen síntomas de deficiencia, los cuales conllevan a la disminución de los

rendimientos, en dependencia de la severidad de la infestación del suelo (Baeza 1979;

Arias et al. 2009).

Figura 1-2: Marchitez plantas de tomate y nudosidades de raíz debido al ataque de

nematodos2.

1.2.13 Taxonomía y morfología del género Pleurotus

Género Pleurotus, pertenece al Phylum Basidiomycetes, orden Agaricales, familia

Pleurotaceae (Figura 1-3) y consta de aproximadamente 39 especies. Este género forma

parte del grupo de hongos comestibles más populares y es conocido como hongos ostra

en Estados Unidos, Europa y Asia y como orellanas en Colombia. Alcanzaron gran

importancia en la producción mundial, con cerca de 14,2% de la producción total de

hongos comestibles en el mundo en el año de 1997, siendo China el principal productor

con el 86,8% de la producción mundial y con cerca de 800.000 toneladas producidas al

año (Chang y Miles 2004).

2 Fotos tomadas por el autor en una visita de reconocimiento del daño de nematodos en cultivos de tomate en la zona de Chinchina Caldas.



Figura 1-3: Pleurotus ostreatus cultivado en arroz3.

El género se caracteriza por tener un carpóforo redondeado con la superficie lisa,

abombada y convexa cuando es joven, aplanándose en su proceso de maduración. Su

coloración puede variar de acuerdo con las condiciones ambientales, siendo oscura en

condiciones frías y clara en condiciones de luz y calor; la gama de colores incluye azul

oscuro, crema, blanco, café, gris, amarillo y rosado. Su tamaño puede variar de 5 a 30

cm de diámetro. El cuerpo fructífero generalmente es pequeño cuando crece en troncos y

es más grande cuando se cultiva en tubulares sintéticos con otros substratos. El pie es

excéntrico o lateral, sin embargo cuando llega al sombrero, es central (Chang y Miles

2004).

1.2.14 Ciclo biológico de los Basidiomycetes

La forma de reproducción de los hongos es a través de las esporas, los hongos

superiores poseen en el himenio unas células madres que son las encargadas de

producir los esclerocios, en el caso de los Basidiomycetes, estas son llamadas basidios

(Suárez 2010).

Las esporas son lanzados por el himenio al exterior, si se depositan en lugares húmedos

y de condiciones favorables, darán origen al micelio, éste crecerá bajo tierra o leños

3 Foto tomada por el autor de cultivos realizados por la Bióloga Jenifer Andrea Galeano en el programa de gestión de recursos naturales -Cenicafé.


dando lugar a una seta con basidios en su himenio y se producirán las esporas para que

sean nuevamente liberadas al exterior y se complete el ciclo de reproducción (Suárez

2010).

1.2.15 Importancia de los hongos del género Pleurotus

Los hongos del género Pleurotus, constituyen un verdadero sistema de producción-

consumo, el cual ha adquirido gran relevancia social, económica y ecológica en el

mundo. Son potentes agentes biológicos que utilizan los residuos agrícolas no

comestibles como sustratos, para producir alimentos para el consumo humano

(Rodríguez y Zuluaga 1994; Rodríguez V. N y Gómez C. F 2001). Estos hongos son de

buena calidad nutritiva y con propiedades medicinales (anticancerígena, antibiótica,

reductora del nivel de colesterol e hipertensión, antitrombótica, antidiabética);

suplementos dietéticos; enzimas y productos metabólicos con amplio potencial de

utilización en la industria (Chang y Miles 2004).

El sustrato degradado residual, compuesto principalmente por materiales lignocelulósicos

utilizados para la producción de hongos comestibles, es un subproducto que puede tener

diversas aplicaciones como, abono orgánico para la industria hortícola y de floricultura,

sustrato nematicida, sustrato bactericida y sustrato para la bioremediación in situ de agua

y suelo en regiones contaminadas por hidrocarburos o residuos orgánicos similares a la

lignina, tales como el pentaclorofenol, PCP. Este sustrato parcialmente degradado

contiene una gran variedad de enzimas extracelulares y sustancias nutritivas, las cuales

al aplicarse directamente en zonas contaminadas permiten la degradación de

compuestos contaminantes y favorecen el desarrollo de otros microorganismos

(Rodríguez V. N y Gómez C. F 2001; Chang y Miles 2004).

1.2.16 Acción nematicida del género Pleurotus

La mayoría de las especies del género Pleurotus consumen nematodos. Las especies

que más se han investigado son P. ostreatus, P. florida, P. sajor-caju P. eryngii, y P.

cornucopiae (Hibbett y Thorn 1994; Heydari et al. 2006; Okorie et al. 2011). Estos hongos

producen hifas vegetativas las cuales generan gotas de potentes toxinas. Al hacer

contacto con éstas, los nematodos quedan inactivos rápidamente y contraen la cabeza;

subsecuentemente las hifas del hongo invaden al nematodo por los orificios del cuerpo,



principalmente colonizando la boca al cabo de 24 a 48 h y los digiere de 2 a 3 días,

utilizando los nematodos como un suplemento importante de nitrógeno (Barron y Thorn

1987). Sin embargo, reportan que la capacidad nematicida de estas toxinas y la

expresión de los síntomas varía dependiendo de la especie de hongo y del tiempo de

exposición (Hibbett y Thorn 1994; Heydari et al. 2006) (Figura 1-4).

Figura 1-4: Hifa de Pleurotus ostreatus produciendo gotas de toxina y parasitación del

nematodo Meloidogyne (Heydari et al. 2006).

2. Capítulo 2: Evaluación de la acción nematicida in vitro de especies de Pleurotus spp., sobre los nematodos Meloidogyne spp. y Radopholus sp.

2.1 Materiales y Métodos

2.1.1 Localización

El presente estudio está enmarcado en el macroproyecto “Desarrollo de inóculos

microbianos con acción nematicida, bactericida y descomponedora de residuos de cultivo

de café y plátano in situ”, que se realizó en el Laboratorio de Microbiología de la

disciplina Gestión de Recursos Naturales y Conservación del Centro Nacional de

Investigación de Café y en la empresa Soluciones Microbianas del Trópico Ltda

(ubicadas en La Granja, Cenicafé), del Municipio de Chinchiná, Departamento de Caldas,

con una altitud de 1.378 msnm, temperatura promedio de 21°C, precipitación anual de

2.000 y 4.000 mm, humedad relativa de 80 % y radiación solar de 1189 hrs cal/cm2.

Los inóculos de las especies debidamente certificadas y codificadas de Pleurotus

ostreatus (184), Pleurotus pulmonarius (PO4) y Pleurotus sajor-caju (161), utilizados en

este proyecto fueron suministrados por la bióloga Jenifer Galeano de Cenicafé.

2.1.2 Método de extracción

Para la fase de laboratorio se emplearon los nematodos fitoparásitos de los géneros

Radopholus y Meloidogyne de raíces de plátano variedad Dominico- Hartón y de las

raíces de tomate respectivamente, extraídos por el método de flotación y centrifugación

en azúcar descrito por Meredith (1973), Araya (1995) y Castaño (1998) (Figura 2-1).

18 Evaluación de la acción nematicida in vitro e in vivo de especies de Pleurotus spp., sobre los


Figura 2-1: Esquema del método de extracción. A. Licuado de raíces. B. Tamices. C.

Sobrenadante. D. Centrifugado del sobrenadante. E. Solución de sacarosa. F.

Centrifugación con sacarosa. G. Sobrenadante lavado con agua.

Las raíces se lavaron con agua corriente, después de dejarlas secar a temperatura

ambiente, se pesaron 20 g en una balanza y se cortaron transversalmente trozos de

raíces de 1 cm y luego se homogenizaron. Se colocaron los trozos dentro de una

licuadora, con 100 mL de agua corriente y luego se licuaron en la revolución más baja,

por 10 segundos, tres veces, y cada vez se dejaron reposar por 10 segundos. Se filtró la

mezcla obtenida en una columna de tamices con mallas de 250, 106, 75, 38 y 25 μm,

ubicados en esta secuencia, las muestras se lavaron con agua a presión en cada tamiz

para el desprendimiento de los nematodos, el material que quedo en el tamiz de 25 μm,

fue recolectado en tubos de centrifuga. Posteriormente, se sometieron a 3.500 rpm en

una centrífuga, durante 5 min (Figura 2-1).

Capítulo 2: Evaluación de la acción nematicida in vitro de especies de Pleurotus spp., sobre los

nematodos Meloidogyne spp. y Radopholus sp.

19

Después de la centrifugación se presentó sedimentación de las partículas pesadas en el

fondo del tubo y se procedió a eliminar el sobrenadante. Seguidamente, se llenaron los

tubos con una solución de sacarosa al 50% y se sometieron nuevamente a centrifugación

a 3.800 rpm durante 5 min, con el propósito que los nematodos flotarán en la solución de

sacarosa y se separan de las partículas más pesadas. Luego el sobrenadante se

depositó en el tamiz de 25μm y se lavó con agua corriente a baja presión, para eliminar

la sacarosa y evitar el deterioro físico de los nematodos. Finalmente, se recolectaron 20

mL de agua con nematodos en una caja Petri (Figura 2-1). Para las identificaciones a

nivel de especies si realizaron con la colaboración de las Doctoras Nathali López y Maria

Jose Botero del Instituto Colombiano Agropecuario (ICA).

2.1.3 Identificación de especies de Meloidogyne en tomate

La extracción de las hembras se realizó de raíces con nudos abundantes, fueron

observadas al estereoscopio y por medio de una aguja, 60 hembras se separaron del

tejido y fueron transferidas a una caja petri con agua para evitar su desecación (Figura 2-

2).

Figura 2-2: Hembras adultas de Meloidogyne spp. extraídas de raíces de tomate.

Posteriormente se preparó el patrón perineal, el cual está localizado en la parte posterior

de la región del cuerpo de las hembras adultas. Esta área comprende la región entre el

ano y la vulva (perineo), la terminación de la cola, fasmídios, las líneas laterales y las



estrías cuticulares circulares (Figura 2-3). Los montajes fueron realizados siguiendo la

metodología descrita por Hartman y Sasser (1985) (Figura 2-4).

Figura 2-3: Morfología generalizada de un patrón perineal (Eisenback et al. 1981).

Las hembras fueron diseccionadas y dispuestas en ácido láctico al 45%, para limpiar y

extraer todo el contenido del cuerpo, posteriormente, por medio de una aguja, los

patrones perineales fueron dispuestos en un portaobjetos con una gota de azul de

lactofenol, se cubrieron con el cubreobjetos y fueron observados al microscopio para su

identificación por comparación con las descripciones de Perry et al. (2009).

Figura 2-4: Corte de un patrón perineal. (A, B). Corte de la hembra en la región de la

cabeza y remoción del contenido del cuerpo. (C) Corte de la hembra en la mitad de

Terminación de la cola

Fasmídio

Ala

Estrías

Arco dorsal

Línea lateral Puntuaciones

Ano

Vulva



21

cuerpo donde se remueve la parte anterior de la hembra y se deja la parte posterior. (D)

Corte de la región perineal (E) patrón perineal listo para el montaje (Hartman y Sasser

1985).

2.1.4 Identificación de especies de Radopholus en plátano

Raíces de plantas de plátano fueron lavadas con agua corriente y posteriormente

procesadas mediante el método de licuado, centrifugación y flotación en azúcar para la

separación de nematodos de tejidos vegetales, como se mencionó anteriormente.

Las muestras procesadas fueron dispuestas en cajas Petri. Los nematodos fueron

separados individualmente de las cajas petri con la ayuda de micropipeta y colocados en

placas portaobjetos, para su posterior identificación con ayuda del microscopio. La

identificación pudo ser llevada hasta género y especie, con base en la clave pictórica y

morfometrica para géneros de nematodos fitoparásitos, descrita por Mai y Mullin, (1996),

tanto para hembras como para machos que presentan marcado dimorfismo sexual en la

región anterior (Figura 2-5)

Figura 2-5: Radopholus similis (A) Macho. (B)Hembra. (C, D) cabeza de la hembra. (E,

F) cabeza del macho (Hunt et al. 2005)



2.1.5 Determinación in vitro de la concentración nematostática y/o nematicida.

El inoculo formulado y estandarizado, fue incrementado en bolsas con granos de arroz

del hongo Pleurotus spp. (ostreatus, pulmonarius y sajor caju) suministrado por la Bióloga

Jenifer Andrea Galeano de la disciplina de Gestión de Recursos Naturales y

Conservación del Centro Nacional de Investigación del Café –Cenicafé; como parte del

objetivo del macroproyecto “Desarrollo de inóculos microbianos con acción nematicida,

bactericida y descomponedora de residuos de cultivo de café y plátano in situ”

Para las pruebas de antagonismos, las especies del género Pleurotus empleadas en los

diferentes experimentos se cuantificaron a través de la medición de la variable gramos de

peso seco del micelio. Una vez verificado el registro de esta variable, se procedió a

criopreservar suspensiones de concentración de 20 g, 50 g y 75 g en 200 mL de Agua

destilada estéril (ADE) de cada especie del género Pleurotus (ostreatus, pulmonarius y

sajor caju y su mezcla) en glicerol al 10% a temperaturas bajo cero (Valdés 1996).

En la evaluación in vitro se utilizó un producto químico (Carbofuran 330 ppm) (Arboleda

et al. 2010), una mezcla biológica comercial que contiene tres de los hongos que han

obtenido los mejores resultados en el control de nematodos (TROPIMEZCLA® WP =

Paecilomyces lilacinus, Metarhizium anisopliae, Beauveria bassiana, Trichoderma

(especies harzianum y koningii) y Sacharomyces cerevisiae) y los hongos del género

Pleurotus spp. y su mezcla criopreservados. Estos últimos fueron sometidos a choque

térmico en baño maría a 30°C durante 10 minutos, previo a su empleo en las pruebas de

antagonismo sobre los nematodos de los géneros Radopholus sp. hembras en estado

adulto y Meloidogyne spp, juveniles móviles (J2).

Se tomaron 25 nematodos con ayuda de un capilar y se colocaron en 0.5 ml de ADE para

hacer la suspensión acuosa de nematodos y se mezcló con 1mL de cada especie del

género Pleurotus, con concentraciones 20 g, 50 g y 75 g en 200 mL (ADE), incluido un

tratamiento químico (Carbofuran 330 ppm) y uno biológico comercial (TROPIMEZCLA®

WP) junto con un testigo absoluto (nematodos + ADE) en cajas Petri con Agar-Agua

(AA), el cual sirvió de sustrato para los nematodos y los hongos. Las cajas se incubaron

a 25ºC, en condiciones de oscuridad. La evaluación de la movilidad de los nematodos se



23

realizó al cabo de diferentes tiempos de contacto con el producto (24, 48 y 72h). Para

este propósito, antes de cada evaluación, las cajas Petri fueron agitadas suavemente

para dispersar los individuos en las diferentes suspensiones de concentración conocida

del hongo, posteriormente se realizó observaciones al estereoscopio.

Se registró el número de nematodos que mostraron movimiento propio; los nematodos

que no mostraron movimiento se tocaron suavemente con una aguja y si reaccionaron

con movimientos se anotaron como nematodos activos, mientras que los nematodos que

no mostraron movilidad fueron individualmente extraídos de esta solución y dejados en

agua destilada estéril en cajas Petri por 24h, en condiciones de oscuridad. Una vez

transcurrido este tiempo, se realizó nuevamente la evaluación de movilidad como se

describió anteriormente, los nematodos que finalmente no mostraron movilidad se

registraron como individuos muertos (Pinkerton y Kitner 2006). Las variables a evaluar

fueron: número de nematodos móviles, número de nematodos inmóviles, afectados

muertos y afectados vivos (Figura 2-6). Cada tratamiento (Tabla 2-1) tuvo diez replicas

por tratamiento en cada tiempo de exposición (Dong et al. 2006; Heydari et al. 2006),

para un total de 30 cajas Petri por tratamiento.

Para analizar los datos se empleó un diseño completamente al azar, los datos obtenidos

se sometieron a análisis de varianza (ANAVA) y prueba de diferenciación de medias de

Duncan a un nivel de probabilidad del 5%, mediante el empleo del programa Statistical

Analysis System (SAS, 2009) (Xiao et al. 2008; Garrido et al. 2014 ).



Figura 2-6: Individuos móviles e inmóviles

Tabla 2-1: Tratamientos para la evaluación del efecto nematicida y/o nematostático sobre

Radopholus sp. y Meloidogyne spp, (in vitro).

TRATAMIENTOS

T1 Testigo absoluto (Agua estéril)

T2 Carbofuran 330 ppm

T3 Mezcla biológica 2g/L (TROPIMEZCLA®

WP)

T4 P. ostreatus 20g

T5 P. ostreatus 50g

T6 P. ostreatus 75g

T7 P. pulmonarius 20g



T10 P. sajor-caju 20g



T13 Mezcla Pleurotus 20g





25

2.2 Resultados

2.2.1 Identificación de las especies del género Meloidogyne spp

Se pudo reconocer la especie Meloidogyne incognita, encontrando dos tipos de patrones

perineales, de forma oval a redondeada con un típico arco dorsal cuadrado, estrías

gruesas, con campo laterales ausentes o débilmente demarcado, lo cual concuerda con

Perry et al. (2009) y Eisenback et al. (1981) (Figura 2-7)

Figura 2-7: Corte perineal de Meloidogyne incognita

Se encontró también la especie Meloidogyne javanica aunque en menor proporción que

M. incognita. La especie M. javanica presentó patrón perineal redondeado, arco dorsal

bajo, estrías suaves, campo lateral demarcado claramente con una línea paralela,

caracteres que coinciden con los reportados por Eisenback et al. (1981) y Perry et al.

(2009) (Figura 2-8)



Figura 2-8: Corte perineal de Meloidogyne javanica

2.2.2 Identificación de las especie del género Radopholus sp

Se reconoció la especie de nematodo parasitando tejido radical de plátano (Musa AAB)

que corresponde a Radopholis similis. Se observó en la hembra presencia del estilete,

con promedio de 19 µm, largo del cuerpo con un promedio de 581 µm, diámetro medido

a la altura del ano 19 µm, cabeza aplanada o redondeada, glándulas esofágicas

usualmente desiguales en longitud, cola en forma de cono, con la parte posterior

alargada, respectivamente, diámetro del poro excretor a la cabeza de 60 µm. Macho,

largo del cuerpo con un promedio de 560 µm, diámetro del cuerpo al ano de 12 µm,

estilete poco desarrollado de largo 14 µm y prolongación de los labios; y detalle de la

parte terminal con la presencia de espícula 15 µm protegida por bursa, cola conoide y

proyectada al final (Figura 2-9) caracteres que concuerdan con Brooks (2008) y

OEPP/EPPO (2008).



27

Figura 2-9: Radopholus similis (A) cabeza de la hembra. (B) cola de la hembra (C)

cabeza del macho (D) cola del macho

2.2.3 Efecto nomatostático y/o menaticida de Nematodos del género Meloidogyne spp

Para la prueba in vitro, se realizó el análisis de varianza para el efecto nematostático

(individuos inmóviles) y nematicida (individuos muertos) de los tratamientos sometido a

tres tiempos de exposición, indicó diferencias altamente significativas entre los

tratamientos; los coeficientes de variación con valores altos, pueden deberse a método

utilizado para la evaluación y al número de repeticiones. En cuanto a los tiempos de

exposición se observa un aumento en el porcentaje en cada una de las variables

evaluadas (móvil, inmóvil, afectado inmóvil y afectado muerto), lo que indica que la

acción nematostática y nematicida de los productos empleados depende de la

composición de la toxina y del tiempo de exposición (Tabla 2- 2, Anexo A, B y C).

Además, se realizó un análisis de correlación de Pearson a las 72 horas en el que se

encontró una correlación positiva de 0.82360 <.0001 entre el porcentaje de inmóviles con



respecto a el porcentaje de muertos, esto muestra que a mayor porcentaje de inmóviles

mayor porcentaje de individuos muertos generados por los tratamientos evaluados.


sobre Meloidogyne.

Fuentes de

variación

G.L

Primera

observación

Observación en H2O

Móviles Inmóviles Afectados

vivos

Afectados

Muertos

Tratamiento 14 403.40** 377.15** 116.87** 126.26**

Error 135 5.09 5.64 3.61 5.86

Total 149 6335.33 6041.57 2124.06 2559.39

R2 0.89 0.87 0.77 0.69

C.V. 18.60 18.83 30.96 37.41

Ft 79.29 66.17 32.34 21.53

Media 12.13 12.61 6.14 6.47

**/ Denotan diferencias o efectos altamente significativos (< P 0.0001)

En las Figura 2-10 y 2-11 y Anexo C se puede observar la cantidad en promedio de

nematodos que fueron encontrados con y sin movimiento después de 24, 48 y 72 horas

de exposición a las diferentes concentraciones de los diversos tratamientos, a su vez se

puede observar la cantidad de nematodos que después de ser clasificados como

inmóviles y ser expuestos durante 24h en agua destilada estéril, recuperaron o no

recuperaron su movimiento, clasificados como vivos y muertos. Este primer parámetro,

se asume como la acción nematostática, mientras el último indica la cantidad de

nematodos que murieron por efecto de los tratamientos, con base en una población

inicial de 25 individuos por cada género.

En cuanto a las concentraciones se observó que en general, al aumentar éstas y el

tiempo, la inmovilidad y la mortalidad se incrementaron. En las concentraciones inferiores

a 75 g en los mismos tiempos de exposición, la cantidad de nematodos muertos no

superó los 10 individuos. De igual manera, cuando los nematodos fueron tratados con

Carbofurán, la mortalidad no superó los ocho individuos (Figura 2-10 y 2-11). Lo que



29

indica que este nematodo es más sensible a la acción nematicida de PO a 75 g que a los

demás hongos y el Carbofurán tiene poco control al igual que la mezcla biológica

comercial evaluada.

Figura 2-10: Efecto nematostático in vitro Meloidogyne a diferentes concentraciones y

tiempos de exposición

Agua

Biolo

Carbof

MEZ20

MEZ50

MEZ75

PO20

PO50

PO75

PP20

PP50

PP75

PSC20

PSC50

PSC75

24h 1,61 13,6 2,8 9,2 28 20,4 7,6 25,2 27,2 6,4 9,6 12,4 6,4 19,2 17,2

48h 1,6 32 9,6 15,2 32,4 43,6 25,6 47,6 59,2 4,4 38,4 29,2 13,6 43,6 49,2

72h 0,53 56,8 38,4 27,2 56,8 86 66,4 70,8 82,8 11,2 36,8 39,6 61,6 59,2 62,8

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

% d

e n

em

ato

do

s in

mo

vile

s

Agua BioloCarb

ofMEZ20

MEZ50

MEZ75

PO20

PO50

PO75

PP20

PP50

PP75

PSC20

PSC50

PSC75

24h 0 6,4 1,6 5,2 4 14,4 3,2 4 20,4 1,6 2,8 8 4 4,8 14,4

48h 0 11,2 6,4 3,6 14,8 40,4 7,2 26,4 34,4 0,4 9,6 26 2,8 10 17,6

72h 0 25,2 34,8 14 38 42 41,2 32,8 46,8 0 16,4 21,6 22 29,6 24

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

50

% d

e n

emat

od

os

mu

ert

os



Figura 2-11: Efecto nematicida in vitro Meloidogyne a diferentes concentraciones y


En general, para P. ostreatus el aumento en el tiempo de exposición (72h) en todas las

concentraciones empleadas (20,50, y 75 g en 200mL) significó incrementos en la

cantidad de nematodos inmóviles y muertos. Esa tendencia fue particularmente

mantenida con la concentración 75 g en 200mL.

En cuanto a los tiempos, los mayores porcentajes de individuos inmóviles de

Meloidogyne spp. lo presento el tiempo de contacto de 72 horas que varió entre 0,5 a

86%, en contraste con el tiempo de contacto 24 horas varió entre 1,6 a 28% con los

menores porcentajes. El tratamiento que corresponde a la mezcla de los hongos del

género Pleurotus spp. a las 72 horas con una dosis de 75 gramos, presentó el mayor

porcentaje de individuos inactivos, éste tratamiento no presenta diferencias significativas

al tratamiento P. ostreatus (p>0,05), pero si diferencias significativas con los demás

tratamientos (Figura 2-12 y Anexo C ).

* Letras diferentes indican diferencias estadísticas según prueba de Duncan.

Figura 2-12: Efecto nemostatico sobre Meloidogyne a las 72 horas con tratamientos a

base de las especies de Pleurotus

MEZ75

PO75

PO50

PO20

PSC75

PSC20

PSC50

BioloMEZ50

PP75

Carbof

PP50

MEZ20

PP20

Agua

Media 86 82,8 70,8 66,4 62,8 61,6 59,2 56,8 56,8 39,6 38,4 36,8 27,2 11,2 0,53

A A

BBC

BCD CD CD D D

E E E

F

G

H0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

% d

e In

div

idu

os

inm

ovi

les



31

Los individuos muertos de Meloidogyne sp. en el tiempo de contacto de 24 horas oscilan

entre el 0 a 20% en contraste con las 72 horas que varían entre 0 a 46%. El tratamiento

de P. ostreatus a las 72 horas en la dosis de 75 gramos, la que presentó el mayor

porcentaje de individuos muertos (p>0,05), éste tratamiento no presento diferencias

significativas con el tratamiento de la mezcla con las tres especies de Pleurotus spp, P.

ostreatus 20 gramos y la mezcla 50 gramos; el porcentaje de individuos muertos en el

tratamiento de agua no presento diferencias significativas con el tratamiento de P.

pulmonarius 20 gramos (Figura 2-13 y Anexo C).

* Letras diferentes indican diferencias estadísticas según prueba de Duncan.

Figura 2-13: Efecto nematicida sobre Meloidogyne a las 72 horas con tratamientos a

base de las especies de Pleurotus.

2.2.4 Nematodos del género Radopholus sp

La prueba in vitro para Radopholus mostró diferencias altamente significativas entre los

tratamientos y se observa un aumento de individuos inmóviles y muertos entre tiempos,

PO 75MEZ75

PO 20MEZ50

Carbof

PO 50PSC50

BioloPSC75

PSC20

PP 75 PP 50MEZ20

Agua PP 20

Media 46,8 42 41,2 38 34,8 32,8 29,6 25,2 24 22 21,6 16,4 14 0 0

A

AB AB

ABC

BCBCD

CDE

DEFDEF

EFG EFG

FGG

H H0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

50

% d

e In

div

idu

os

Mu

erto

s



lo que indica que la acción nematostática y nematicida de los productos empleados

dependió del tiempo de exposición (Tabla 2-3 y Anexos D y E). Se realizó el análisis de

correlación de Pearson a las 72 horas encontrando una correlación positiva de

0.90733<.0001 entre el porcentaje de inmóviles con respecto al porcentaje de muertos.


sobre Radopholus.

Fuente de

variación

G.L

Primera

observación

Observación en H2O


vivos

Afectados

Muertos

Tratamiento 14 221.61** 217.74** 40.345** 82.20**

Error 135 2.06 1.95 1.844 1.51

Total (C) 149 3381.87 3312.24 813.84 1355.07

R2 0.92 0.92 0.69 0.85

C.V. 7.95 20.80 64.06 27.02

Ft 107.12 111.43 21.87 54.32

Media 18.09 6.72 2.12 4.55

**/ Denotan diferencias o efectos altamente significativos (< P 0.0001)

En general, para P. sajor -caju la inmovilidad para en el tiempo de exposición (72h) en

todas las concentraciones empleadas (20, 50, y 75 g en 200 mL) además, significó

incremento en la cantidad de nematodos muertos. Esa tendencia fue particularmente

mantenida con la concentración 75 g en 200 mL. No obstante, ninguno de los tres

tiempos de exposición (24,48, y 72h) y concentraciones empleadas, la mortalidad lograda

con P. sajor -caju fue superior a 11 individuos (Figura 2-14 y 2-15; Anexo F).

El mayor porcentaje de inmovilidad y mortalidad en los nematodos fue generado por la

exposición durante 72h a la especie del hongo P. sajor-caju con la mayor concentración

(75g) seguido por la mezcla de especies a las 72 h. El hongo que presento menor efecto

nematostatico y nematicida fue P. pulmonarius. De otro lado, se observa que los

individuos inmóviles y móviles aumentan su porcentaje a medida que aumenta el tiempo



33

y la concentración (Figura 2-14 y 2-15), lo cual indica que la acción nematostática y

nematicida de los productos empleados depende de la concentración y del tiempo de

exposición. Por su parte, el Carbofuran y el biológico presentaron un porcentaje de

mortalidad de 21% y 24% respectivamente, el cual aumentó a las a las 72 horas sin

lograr superar los hongos evaluados en este trabajo.

Figura 2-14: Efecto nematostático in vitro Radopholus a diferentes concentraciones y

tiempos de exposición.

Agua BioloCarb

ofMEZ20

MEZ50

MEZ75

PO20 PO50 PO75 PP20 PP50 PP75PSC2

0PSC5

0PSC7

5

24h 1,6 12 10,8 2,8 12 22,8 7,2 12,8 20 3,2 9,2 18 4,4 14 18,4

48h 1,6 22,8 20 11,6 26 27,2 8,4 28,8 30,4 9,2 18,8 24,4 6 21,2 30

72h 0,4 32,4 23,6 12 35,6 48 12 29,2 45,2 7,2 18 24,4 10,8 32 72,4

0

10

20

30

40

50

60

70

80

% d

e n

emat

od

os

inm

ovi

les



Figura 2-15: Efecto nematicida in vitro Radopholus a diferentes concentraciones y


Según la prueba de comparación múltiple de Duncan, el menor porcentaje de individuos

inmóviles de Radopholus sp. fue en el tiempo de contacto de 24 horas entre 2 a 23%

(Anexos D, y F), el porcentaje de inmóviles de Radopholus sp. en el tiempo de contacto

de 72 horas estuvo entre 2 a 73%. El tratamiento de P. sajorcajude de 75 gramos a las

72 horas, presentó el mayor porcentaje de individuos inactivos. Éste tratamiento es

estadísticamente significativo (p>0,05) a los demás tratamientos (figura 2-16).

Agua BioloCarb

ofMEZ20

MEZ50

MEZ75

PO20 PO50 PO75 PP20 PP50 PP75PSC2

0PSC5

0PSC7

5

24h 0 9 8 2 10 16 6 10 13 2 5 10 4 11 12

48h 0 17 18 5 16 20 7 16 19 5 14 17 4 12 19

72h 0 24 21 7 21 31 10 18 26 5 13 18 7 29 43

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

50%

de

nem

ato

do

s m

uer

tos



35

* Letras diferentes indican diferencias estadísticas según prueba de Duncan

Figura 2-16: Efecto nemostático sobre Radopholus a las 72 horas con tratamientos a

base de las especie de Pleurotus.

El porcentaje de individuos muertos de Radopholus sp. en el tiempo de contacto de 24

horas varió entre 0 a 16% (Anexos F), para el tiempo 72 horas oscilo entre 0 a 43%. El

tratamiento de P. sajorcajude de 75 gramos, el que presentó el mayor porcentaje de

individuos muertos estadísticamente significativo (p>0,05) a los demás tratamientos. Con

la mezcla de Pleurotus se alcanzó una mortalidad superior al 31% cuando los nematodos

fueron expuestos a una concentración de 75 g en 200 mL durante 72h. La máxima

mortalidad alcanzada con este tratamiento fue de 8 individuos (figura 2-17).

PSC75

MEZ75

PO75

MEZ50

BioloPSC5

0PO5

0PP75

Carbof PP50

MEZ20

PO20

PSC20

PP20 Agua

Media 72 48 45 36 32 32 29 24 24 18 12 12 11 7 0,4

A

BB

CCD CD

DEEF F

G

H H HH

I0

10

20

30

40

50

60

70

80

% d

e In

div

idu

os

inm

ovi

les



* Letras diferentes indican diferencias estadísticas según prueba de Duncan

Figura 2-17: Efecto nematicida sobre Radopholus a las 72horas con tratamientos a base

de las especie de Pleurotus.

2.3 Discusión

Los hongos Basidiomycetos poseen la capacidad de tomar ventaja de la microfauna para

obtener de esta suplementos nutricionales, especialmente nitrógeno, que suele ser el

factor limitante para el desarrollo en su hábitat natural (Luo et al. 2006). Especies del

género Pleurotus se han propuesto como controladores biológicos por su actividad

nematicida. Esta observación es consistente con los resultados obtenidos en el presente

estudio, los cuales confirman la acción nematicida de los hongos evaluados P. ostreatus,

P. pulmonarius y P. sajor-caju sobre los juveniles (j2) de Meloidogyne. y hembras adultas

de Radopholus. Estos resultados son similares a los obtenidos por (Barron y Thorn 1987;

Hibbett y Thorn 1994; Heydari et al. 2006), quienes resaltan la capacidad del hongo de

paralizar los nematodos por medio de gotas de toxina secretadas por sus hifas, que al

entrar en contacto con los nematodos causan inmovilización y su muerte posterior.

En los tratamientos realizados, se observó que el mayor porcentaje de inmovilidad y

mortalidad para el fitonematodo Meloidogyne, fue generado por la especie del hongo P.

ostreatus, mientras que en Radopholus el mayor porcentaje correspondió al efecto del

PSC75

MEZ75

PSC50

PO75D

BioloMEZ5

0Carb

ofPO50

PP75 PP50PO20

MEZ20

PSC20

PP20 Agua

Media 43 31 29 26 24 21 21 18 18 13 10 7 7 5 0

A

BCB

CDDE

EF EFF F

GHG

HI HII

J0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

50%

de

ind

ivid

uo

s m

uer

tos



37

hongo P. sajor-caju. Ambos hongos han sido reportados con la mayor actividad

nematicida en el control de Meloidogyne, destacándose la efectividad de P. ostreatus

(Barron y Thorn 1987; Hibbett y Thorn 1994; Heydari et al. 2006; Okorie et al. 2011). En

el caso de Radopholus este es el primer trabajo en el cual se reporta un efecto

nemostatico de P. sajor-caju sobre este género de nematodo.

En las evaluaciones, para los dos géneros de nematodos, el hongo que presentó menor

actividad nematicida fue P. pulmonarius. Esto concuerda con lo expuesto por Heydari et

al. (2006) quienes notaron que la toxicidad varía entre especies y afirman puede deberse

a la temperatura, el medio, el pH, a la susceptibilidad del nematodo a determinada toxina,

o a la composición de la toxina. Por ejemplo, para P. ostreatus la toxina identificada es

ácido trans-2-decanoico; en P. pulmonarius se han aislado varios componentes que

tienen efectos nematicidas como son ácido s-coriolico, ácido linoleico, p- anisaldehido,

alcohol p-anisílico, 1-(4- metoxifenil)1, 2- propanediol y 2-hydroxy-(4-methoxy)-

propiofenona; finalmente, para P. sajor-caju se ha identificado el alcaloide L-muscarina

(Kwok et al. 1992; Stadler et al. 1994; Nath et al. 1999; Li et al. 2007). Estos compuestos

tienen mayor especificidad para el control de algunas especies de fitonematodos que de

otras, lo cual se observa con las altas diferencias entre tratamientos.

Habria que resaltar que en diversos trabajos donde se enfrenta P. ostreatus con

Meloidogyne (Barron y Thorn 1987; Hibbett y Thorn 1994; Heydari et al. 2006; Okorie et

al. 2011) los resultados son mejores con respecto a otras especies de Pleurotus

evaluadas. Esto demuestra que Meloidogyne es susceptible a ser controlado por la toxina

denominada ácido trans-2-decanoico generada por P. ostreatus, en contraste con

Radopholus, que mostró cierta resistencia a los compuestos de las toxinas de P.

ostreatus, P. pulmonarius y P. sajor-caju. La aplicación de estos hongos para el

biocontrol de los fitonematodos puede estar limitada a ciertos géneros o especies (Tzean

y Liou 1993). Un caso semejante encontró Li et al. (2005) quienes aislaron tres

compuestos del hongo Poria cocos y solo uno de los tres compuestos aislados tenían

actividad hacia los nematodos Panagrellus redivivus y Meloidogyne arenaria, pero sin

actividad nematicida hacia Bursaphelenchus xylophilus. Esto sugiere que la afectación en

ciertas especies de nemátodos puede estar relacionada con los diferentes compuestos

activos presentes en las toxinas de los hongos.



La mezcla de los hongos tuvo un buen sinergismo para el control de los nematodos, sin

embargo el hongo P. ostreatus tuvo el mismo control de Meloidogyne y Radopholus a las

72 horas fue superado por P. sajor-caju. Datos similares fueron reportados por Okorie et

al.(2011) quienes encontraron que la efectividad de la mezcla de P. ostreatus y P.

tuberreguim sobre Meloidogyne resulto eficiente, pero siempre siendo superado por el

tratamiento de P. ostreatus en solitario, el cual generó mayor mortalidad de las larvas, lo

que resultó en aumento de crecimiento de las plantas y una disminución evidente de las

nudosidades.

En lo referente a la metodología utilizada, se encontró una relación directa entre la

concentración de micelio de Pleurotus respecto a la mortalidad de Meloidogyne y

Radopholus. Esto concuerda con trabajos obtenidos por Heydari et al. (2006) donde se

encontró que la mayor concentración tanto para P. ostreatus como para P. sajor-caju

paralizó el 78% y el 62%; de los nematodos, respectivamente. De modo similar, Khan et

al. (2014), encontraron que el extracto de la toxina de P. ostreatus fue más efectiva con

la mayor concentración, alcanzando mortalidad en el 77% de nematodos.

En cuanto al tiempo, se encontró que una exposición más prolongada de los nematodos

a la toxina, aumenta el número de nematodos inmovilizados y muertos, ya que la

exposición de 72 horas a la suspensión de micelio mostro mejor control que la de 24

horas en ambos nemátodos y con todos los hongos evaluados. Los resultados

concuerdan con los obtenidos por (Barron y Thorn 1987; Hibbett y Thorn 1994; Heydari et

al. 2006), quienes encontraron que el número de nematodos afectados aumenta a

medida que se incrementa el tiempo de exposición.

Las toxinas generadas por Pleurotus y por otros hongos nematicidas, pueden inmovilizar

en las primeras horas, permitiendo parasitar los nematodos entre las 24 – 48 h de

exposición Heydari et al., (2006); sin embargo, la afectación de los nematodos por el

hongo depende también del medio de crecimiento del hongo. En medios pobres como el

agar agua, los nematodos son parasitados rápidamente y en medios ricos como el PDA

son paralizados pero no invadidos por el hongo (Truong et al. 2007). Cabe mencionar

que para este trabajo, los hongos produjeron inmovilidad pero no se observó micelio



39

parasitando los nematodos, a pesar de ser enfrentados en medio AA; esto puede

deberse a que el hongo estaba en una suspensión de agua cuando se enfrentó y el

crecimiento estaba retardado a causa del medio, en adición a el tiempo necesario para el

crecimiento de las hifas del hongo en un medio tan adverso.

Esto conlleva a pensar que a pesar de no observarse micelio en los individuos muertos

de las evaluaciones realizadas, es evidente el efecto nemostático generado por el micelio

fragmentado, que en un tiempo prolongado o con una mayor concentración se verá

potencializado y permitirá obtener el efecto nematicida deseado. Ching y Wang (2014)

reportaron resultados similares con un extracto de compost champiñón, donde el extracto

de agua de 50% obtuvo los mejores resultados paralizando nematodos dos días después

de la incubación, para el extracto de agua 25% suprimía la actividad de los nematodos en

un 40% de M. incognita. Este mostró el potencial del uso de extracto de compost de

champiñón como un supresor de la actividad de M. incognita si la toxina no se elimina por

lavado durante 2 días.

De otro lado, el producto químico Carbofurán presentó un porcentaje menor a lo

esperado con una concentración de 330 ppm en las evaluaciones realizadas en ambos

nematodos. Este resultado contrasta con lo reportado por Arboleda et al., (2010) quienes

utilizaron dosis 330 ppm para obtener mortalidades del 98%, sobre R. similis a las 48h

después de ser aplicado. Los hongos P. ostreatus y P. sajor-caju evaluados en este

trabajo resultaron más eficaces que el Carbofurán en concentración de 75g en 200 mL

para reducir las poblaciones de nematodos fitoparásitos. Los ensayos realizados

mostraron que para incrementar la acción nematicida del Carbofurán se debe utilizar

dosis más altas que la recomendada a nivel comercial de 240 ppm y esto aumenta el

efecto tóxico para los humanos y el medio ambiente, pues este producto está catalogado

en la categoría toxicológica I (Arboleda et al. 2010).

En cuanto al producto biológico, se han registrado buenos resultados en trabajos como el

de Anastasiadis et al. (2008) quienes probaron la eficacia de un producto formulado que

contiene esporas de P. lilacinus, las cuales fueron eficaces en la disminución de la

eclosión de huevos y aumento en la mortalidad de nematodos juveniles; sin embargo, se

registró también una disminución adicional de huevos y estados juveniles sólo con el



aumento de la concentración del inóculo. Un estudio similar de Meloidogyne spp en

tomate demuestra que una sola aplicación del producto al suelo antes de la siembra, a

una concentración de 1x106 UFC/g, es suficiente para un óptimo control (Kiewnick y

Sikora 2006). En este trabajo no se obtuvo resultados tan eficaces en el control de los

nematodos con el producto biológico comercial (TROPIMEZCLA® WP). Esto, puede

deberse a un efecto antagónico entre las especies que componen TROPIMEZCLA® WP

en el control de los fitonematodos trabajados, ya que estudios in vitro e in vivo como el de

Leguizamón y Padilla (2001) y Lora y Betancourt (2010) utilizando B. bassiana para el

control de fitonematodos ha sido bajo.

3. Capítulo 3: Evaluación in vivo la acción nematicida de P. sajor-caju y P. ostreatus sobre los nematodos Radopholus sp. y Meloidogyne spp. en plátano y tomate respectivamente.

3.1 Materiales y Métodos

3.1.1 Localización

El estudio se llevó a cabo en la finca Las Camelias vereda la cabaña, ubicada en el

municipio de Manizales, a una altura de 1.400 m.s.n.m, con una temperatura promedio

de 21,6 °C, una humedad relativa del 81, 2 % y una precipitación anual de 2.495 mm

promedio.

3.1.2 Evaluación in vivo de la acción nematicida de Pleurotus spp sobre los nematodos Radopholus sp. y Meloidogyne spp.

Al finalizar la evaluación in vitro se seleccionó el hongo y la concentración con mayor

acción nematostática con una correlación positiva respecto a la acción nematicida. Se

llevó almacigo los hongos P. sajor-caju con 75g/200mL sobre Radopholus sp en plátano.

Dominico-Hartón y P. ostreatus 75g/200mL sobre Meloidogyne sp. en plántulas de

tomate variedad Rutgers. Ambos tratamientos fueron comparados con una concentración

duplicada (150g/200mL) de los hongos más un producto químico (Carbofuran 330 ppm)

(Arboleda et al. 2010) y una mezcla biológica comercial (TROPIMEZCLA® WP =

Paecilomyces lilacinus, Metarhizium anisopliae, Beauveria bassiana, Trichoderma (

especies harzianum y koningii) y Sacharomyces cerevisiae).



Se utilizarón cormos de plátano con un peso promedio de 1.000 gramos, a los cuales se

les realizó limpieza sanitaria o “pelado” (Guzmán et al. 2012) (Figura 3-1). Los cormos de

plátano se sembraron en bolsas plásticas 5 Kg de capacidad y el tomate en bolsas

negras perforadas de 3kg. El llenado de las bolsas se realizó con suelo solarizado por

dos meses y desinfestado con Basamid®G, con el fin de tener suelo libre de nematodos

(Figura 3-1). Se aplicaron los tratamientos, seis semanas en plátano y tres en tomate

después de la siembra. La inoculación de los hongos se realizó de manera preventiva

antes de la inoculación de los nematodos usando 50 mL para plátano y 20 mL en tomate

del producto. Diez días después de la aplicación se inocularon 8.000 adultos de

Radopholus sp en plátano y 5.000 juveniles (J2) de Meloidogyne sp. en tomate alrededor

de la base de cada planta. A los 30 días de aplicar el producto se realizó una segunda

aplicación en ambos cultivares (Okorie et al. 2011).

Figura 3-1: Pelado de cormo de plátano y desinfestación del suelo.

Para la evaluación del efecto de los tratamientos, se empleó un diseño de bloques

completos al azar, con 6 tratamientos (Tabla 3-1) y 20 plantas por tratamiento, como

testigo negativo se tuvo plantas sin nematodos y como testigo positivo plántulas con

nematodos (Figura 3-2). Se realizaron lecturas quincenales de altura de planta (cm) y al

final del experimento a los 90 días de inocular los nematodos en plátano y 45 días en

tomate. Se realizó un muestreo destructivo en el cual, se registró la población de

nematodos en 15 muestras de raíces por tratamiento, extraídos por el método de

Capítulo 3: Evaluación in vivo la acción nematicida de P. sajor-caju y P. ostreatus sobre los

nematodos Radopholus sp. y Meloidogyne spp. en plátano y tomate respectivamente.

43

flotación y centrifugación en azúcar descrito por Meredith (1973), Araya (1995) y Castaño

(1998); peso seco en 5 muestras por tratamiento (tallo- follaje y raíz en tomate; raíz en

plátano) estas se secaron en un horno por 48 h a 80 °C, después de que las muestras

estaban deshidratadas se procedió a pesarlas para así obtener el peso seco; e índice de

nudosidad en el caso del tomate. Para este último, se utilizó la escala de evaluación de

infección de raíces con nudosidad causadas por Meloidogyne spp., propuesta por

Castaño (1990) (Figura 3-3). Los resultados fueron analizados con el programa Statistical

Analysis System (SAS, 2009). Las medias de los tratamientos fueron comparadas

mediante la prueba de Duncan, con una probabilidad del 5% (Okorie et al. 2011).

Figura 3-2: Plantas de tomate y plátano en almacigo.

Figura 3-3: Índice de nudosidad del nematodo Meloidogyne sp. 1: Ausencia de

nudosidad; 3: 1-2 nudosidad por planta; 5: 3-10 nudosidad por planta; 7: 11-30 nudosidad

por planta; 9 más de 30 nudosidad por planta (Castaño 1990).



Tabla 3-1: Tratamientos para la evaluación del efecto de las especies de Pleurotus con

mayor efecto nematicida sobre Radopholus sp. y Meloidogyne spp (in vivo).

Tratamiento Meloidogyne Radopholus

T1 Agua sin nematodos Agua sin nematodos

T2 Testigo negativo (Agua + nematodos) Testigo negativo (Agua +

nematodos)

T3 Mezcla Biológica (TROPIMEZCLA®

WP 2g/L)

Mezcla Biológica (TROPIMEZCLA®

WP 2g/L)

T4 Químico (Carbofuran 330 ppm) Químico (Carbofuran 330 ppm)

T5 P. ostreatus 75 g/200 mL P. sajor-caju 75 g/200 mL

T6 P. ostreatus 150 g/200 mL P. sajor-caju 150 g/200 mL

3.2 Resultados

3.2.1 Meloidogyne: Altura de plántulas (cm) y peso seco

En el análisis de varianza para la altura de las plantas, se encontró diferencias

significativas entre los tratamientos. El tratamiento que tuvo una altura promedio mayor

fue el tratamiento P. ostreatus 150 g/200 mL, que al final del periodo de medición obtuvo

una altura de 59. 4 cm, seguido del agua con 57.5 cm de altura. El tratamiento que

presentó menor promedio fue el testigo relativo Agua con nematodos, seguido de la

mezcla biológica comercial (TROPIMEZCLA® WP) (figura 3-4).



45

* Letras diferentes indican diferencias estadísticas significativas según prueba de Duncan

Figura 3-4: Altura (cm) de plántulas de tomate Rutgers en cuatro mediciones de altura

Se encontraron diferencias estadísticas entre tratamientos para el peso seco del tallo-

hoja. El mejor promedio de la variable peso seco comparado con el testigo sin

nematodos y con nematodos, lo presentó el tratamiento de P. ostreatus 150 g/200 mL

con 6.21 g (p>0,05), siendo estadísticamente similar a P. ostreatus 75 g/200 mL. El

menor promedio lo presentó Carbofuran (figura 3-5).

El tratamiento que presento mayor peso seco de raíz comparado con los testigos fue

carbofuran y el menor fue P. ostreatus 150 g/200 mL. Cabe notar que el tratamiento de P.

ostreatus 150 g/200 mL fue el que presentó mejores resultados en el control de

Meloidogyne. (figura 3-6).

AguaAgua +

NematodosCarbofurán PO 75g Biologico PO 150g

Altura 4 57,85 45,35 48,6 50,25 55,3 59,4

Altura 3 49,3 48,05 39,6 40,2 43,7 46,2

Altura 2 42,25 32,45 34,1 37,1 38,55 39,75

Altura1 25,85 19,45 21,95 23,15 21,35 26,6

AB C ABC ABC BC A

AC ABC ABC BC AB

ABC AB BC BC A

A

C B A BCA

Alt

ura

(cm

)




Figura 3-5: Peso seco del tallo y peso seco de la raíz en tomate Rutgers


Figura 3-6: Peso seco de la raíz en tomate Rutgers

3.2.2 Meloidogyne: Número de nematodos fitoparásitos en 100 g de raíces e índice de nudosidad

El análisis de varianza mostro diferencias altamente significativas entre los tratamientos,

revelando que las plántulas de tomate tratadas con el hongo P. ostreatus redujeron de

AguaAgua +

nematodos

BiológicoCarbofura

nPO 75 g PO 150 g

Peso seco t- h 7,08 3,66 4,93 4,04 6,01 6,21

A

C

ABC

BC

AB AB

Pe

so s

eco

g

AguaAgua +

nematodosBiológico Carbofuran PO 75 g PO 150 g

Peso seco raíz 1,88 4,65 2,36 4,13 3,89 1,92

C

A

BC

ABABC

C

Pe

so s

eco

g



47

manera significativa las poblaciones de Meloigogyne en las raíces con respecto a ambos

testigos. (Figura 3-7).

Para tomate el número de nematodos J2 en 100g de raíces después de 45 días de la

aplicación de los tratamientos osciló entre 34.865 y 21.345, con respecto a 0 y 59.530 del

testigo absoluto y relativo respectivamente. La mayor reducción en el número de

nematodos en las raíces de tomate al final del período evaluado con respeto a los

testigos con nematodos y sin nematodos lo obtuvo el tratamiento a base de P. ostreatus

con una concentración de 150 g/ 200 mL con un número de nematodos de 21.345. Por

su parte el tratamiento que obtuvo el menor control de nematodos fue el Carbofuran con

un valor de 40.150 nematodos en 100g de raíces.


Figura 3-7: Número de nematodos en 100 g de raíces en plántulas de tomate Rutgers.

El análisis de la reducción porcentual de los nematodos fitoparásitos, se realizó tomando

como referencia el testigo relativo. Este reveló que las aplicaciones P. ostreatus 150

g/200 mL redujeron las poblaciones de nematodos fitoparásitos en raíces en un 64%,

seguido por P. ostreatus 75 g/200 mL con una reducción de 55%. El tratamiento que

presentó menor porcentaje de reducción fue Carbofuran con un 33%, lo que demuestra

que este producto no tiene mayores efectos sobre los nematodos del género

Meloidogyne (Tabla 3-2).

AguaAgua +

NematodosBiologico Carbofurán PO 75g PO 150 g

Media 0 59.530 34.865 40.150 26.727 21.345

F

A

CB

DE

# d

e n

em

ato

do

s



Tabla 3-2: Población en 100 g de raíces (juveniles de segundo estadio (J2)), índice de

nudosidad y porcentaje de reducción.

Tratamientos

Población/gr

de raíces

Índice de

nudosidad

Porcentaje de

reducción (%)

T1- Agua sin nematodos 0.000 1.4 -

T2- Agua + nematodos 59.530 8.2 -

T3- TROPIMEZCLA® WP 34.865 7.7 41

T4- Carbofuran 40.150 7.9 33

T5- P. ostreatus 75 g/200 mL 26.727 8.1 55

T6- P. ostreatus 150 g/200 mL 21.345 5.7 64

En cuanto el índice de nudosidad, el análisis de varianza indicó diferencias estadísticas

altamente significativas entre los tratamientos, lo cual indica que la concentración de

inóculo de Meloidogyne spp. afectó severamente el sistema radical de tomate. Los altos

coeficientes de determinación (R2 > 0,74) dan alta confiabilidad a los resultados

obtenidos. El menor índice de nudosidad con respecto al testigo sin nematodos fue el

tratamiento P. ostreatus 150 g/200 mL con un índice de 5.7 (p>0,05) y diferente

estadísticamente de los demás tratamientos mostrando un control mayor de nematodos

(Figura 3-8, Figura 3-9 y Tabla 3-2 ).


Figura 3-8: Índice de nudosidad de raíces en plántulas de tomate Rutgers

AguaAgua +

NematodosBiologico Carbofurán PO 75g PO 150 g

Media 1,4 8,2 7,7 7,9 8,1 5,7

C

AA A A

B

Ind

ice

de

nu

do

sid

ad



49

Figura 3-9: Raíces con nudosidad en plántulas de tomate Rutgers para los tratamientos,

T1 (Agua sin nematodos), T2 (Agua + nematodos), T3 (TROPIMEZCLA® WP), T4

(Carbofuran), T5 (P. ostreatus 75 g/200 mL), T6 (P. ostreatus 150 g/200 mL)



3.2.3 Radopholus: Altura de plántulas (cm) y peso seco

Las variables altura y peso seco están directamente relacionadas con las condiciones

nutricionales de las plántulas, condiciones climáticas y fitosanitarias. En el análisis de

varianza no se encontraron diferencias significativas entre la altura de las plántulas en

cada tratamiento comparadas con el testigo absoluto y el testigo con nematodos.

La aplicación de tratamientos estuvo sujeta a variaciones en el porcentaje de peso seco

en cada caso. Los tratamientos fueron estadísticamente diferentes (p>0,05). El

tratamiento que presentó un mayor porcentaje de materia seca fue el tratamiento P.

sajor-caju 150 g/200 mL con un valor de 19.72 g seguido de P. sajor-caju 75 g/200 mL

con 18.93 g, con respecto al testigo absoluto con 24.96 g y el testigo relativo con 9.03 g.

El tratamiento que presentó menor porcentaje de peso seco fue el tratamiento

Carbofuran, con un peso de 11.85 g (Figura 3-10).


Figura 3-10: Peso seco de la raíz en Plátano Dominico Hartón.

AguaAgua +

NematodosBiologico Carbofurán PSC 75g PSC 150 g

Peso seco raíz 24,96 9,03 16,33 11,85 18,93 19,71

A

C

ABC

BC

ABAB

Pe

so s

eco

g



51

3.2.4 Radopholus similis: Número de nematodos fitoparásitos en 100 g de raíces

Al realizar el análisis estadístico a la variable población de Radopholus similis en raíces,

mostro diferencias altamente significativas (p ≤ 0,01) sobre las poblaciones de

nematodos fitoparásitos. Para el caso del tratamiento sin nematodos se registró una

población de 0 nematodos, mostrando la efectividad de la metodología aplicada para la

esterilización del suelo (Figura 3-11 y Figura 3-12).

Se encontró que el mejor tratamiento comparado con los testigos en cuanto a la

disminución de población de nematodos fitoparásitos en 100g de raíces fue el P. sajor-

caju 150 g/200 mL, con una media poblacional de 5.1473 nematodos, seguido por el P.

sajor-caju 75 g/200 mL, con una media poblacional de 6. 7717 nematodos. Estos

resultados muestras una disminución significativa con respeto al el testigo relativo con

10.8864 nematodos (Figura 3-11). El tratamiento que presentó menor control sobre la

población de nematodos fue Carbofuran, con una población de 8.3252.

* Letras diferentes indican diferencias estadísticas significativas según prueba de Dunca

Figura 3-11: Número de nematodos en 100 g de raíces en plántulas de plátano Dominico

Hartón.

AguaAgua +

NematodosBiologico Carbofurán PSC 75g PSC 150 g

Media 0 10,8864 7,5768 8,3252 6,7717 5,1473

F

A

CB

D

E

# d

e n

em

ato

do

s



El porcentaje de reducción comparado con el testigo con nematodos osciló entre un 24 y

un 53%, siendo el tratamiento químico (Carbofuran) el que presento menor porcentaje,

seguido de la mezcla biológica (TROPIMEZCLA® WP) con 30 %. El tratamiento que

presento mayor porcentaje de reducción fue P. sajor-caju 150 g/200 mL seguido de P.

sajor-caju 75 g/200 mL con 38%

Figura 3-12: Raíces de Plátano para los tratamientos: T1 (Agua sin nematodos), T2

(Agua + nematodos), T3 (TROPIMEZCLA® WP), T4 (Carbofuran), T5 (P. sajor-caju 75

g/200 mL), T6 (P. sajor-caju 150 g/200 mL)



53

3.3 Discusión

El estudio reveló que los hongos del género Pleurotus, registraron una respuesta

significativa con respecto a los parámetros medidos en este trabajo. En el caso de la

variable altura en tomate, se observaron diferencias entre los tratamientos desde el

comienzo del experimento. Esto difiere en parte con los reportes de Silva (1994), quien

solo después de 90 días de inoculación con huevos de M. hapla en pompón, encontró un

efecto estadísticamente significativo sobre la altura de las plantas. Caso similar reportan

Niño et al. (2008), quienes no observaron diferencias significativas durante los primeros

meses en J2 de Meloidogyne sobre uchuva, reportando efectos negativos para la

variable altura solo al final del experimento. En este trabajo la diferencia temprana en la

altura, pudo deberse a que la variedad (Rutgers) utilizada en el experimento, que es

altamente susceptible al ataque del nematodo.

En el caso del plátano, en la variable altura no se encontraron diferencias entre

tratamientos. Datos similares, en la evaluación de fitonematodos en plátano fueron

obtenidos por Becerra et al. (2010) y Valencia et al. (2014); estos últimos argumentan

que la igualdad de medias en la altura de las plantas puede deberse a que los cormos

utilizados y sembrados en el experimento fueron del mismo peso aproximado y fueron

evaluados bajo las mismas condiciones nutricionales. Sin embargo, esta explicación es

poco probable, puesto que es ideal tener homogeneidad al inicio del experimento para

así poder medir el efecto del nematodo sobre las variables de respuesta. Por su parte,

Fogain (2000) menciona que los parámetros vegetativos no deberían ser usados como

indicadores de la infestación de los nematodos, ya que no se muestran efectos del

nematodo R. similis en los parámetros de crecimiento durante los dos primeros ciclos del

cultivo.

De igual manera, se puede atribuir a efectos en la fisiología de las plantas, puesto que

absorben mayor cantidad de agua y aumentan su elongación como respuesta inicial al

ataque de los nematodos y en contraste posterior a la infestación tiene efectos negativos

afectando la tasa fotosintética, toma de nutrientes y normal crecimiento, entre otras

(Melakeberhan y Ferris 1989; Fadul et al. 1998; Gaviria 1999).



En cuanto al peso seco de tomate, la población de nematodos del nudo radical se

relaciona de manera negativa con el peso seco de la raíz, lo que indica que a mayor peso

seco de raíz mayor densidad poblacional de este fitonematodo. Singh (2013) reporta

resultados similares con este trabajo, encontrando que M. incognita causa aumento

significativo en el incremento del peso en raíz y disminución de la longitud debida a las

altas poblaciones del nematodo. Hincapié y Leguizamón (1999), en el control de

Meloidogyne en almácigos de café con el hongo Verticillium chlamydosporium, reportaron

que en el tratamiento inoculado con 1,5g de arroz colonizado por el hongo y el

tratamiento químico presentaron los más bajos pesos en promedio para esta variable,

resultando estadísticamente similar con el tratamiento testigo. Esta relación fue positiva

para Radopholus; es decir, a menor peso seco de la raíz menor densidad poblacional.

Esto concuerda con los resultados de Becerra et al. (2010) y Valencia et al. (2014), en el

que los menores pesos seco de la raíz datos los obtuvieron de los tratamientos con mejor

resultados para el control de R. similis. Es de esperar entonces que en plátano a mayor

cantidad de raíces exista un mejor desarrollo de la planta y absorción de nutrientes (Villa

et al. (2008).

El índice de nudosidad, que solo se evalúo para Meloidogyne, es una medida del daño

de la población de nematodos. En su proceso alimenticio, las larvas inducen la

sintomatología característica de los nemátodos del nudo radical (Parada y Guzman 1997;

Fadul et al. 1998). En este trabajo, el uso de P. ostreatus 150 gr/200 ml resulto en la

reducción significativa de nudosidad, estos resultados concuerdan con otros estudios de

nematodos en vegetales (Freitas et al. 1999; Dávila y Hío 2005; Anwar y McKenry 2010).

Caso similar reportan Okorie et al. (2011), quienes encontraron que el número de

nudosidad estuvo de 0 y 5 en las accesiones de tomate evaluadas con P. ostreatus,

teniendo la accesión TGX 1440-11E un control completo.

Al final del experimento, P. ostreatus 150 g/200 mL redujo un 64% la población de

Meloidogyne. Dicho resultado es comparable con lo reportado en otros hongos que han

venido siendo aplicados para el control de nematodos, como lo muestran Fadul et

al.(1998) en su estudio donde reportan que para el análisis de números de nematodos J2

recuperados en café tratados con el hongo Paecilomyces lilacinus mostro efectos sobre

el incremento de la población del nematodos, haciendo una reducción de un 52% con las



55

dosis más altas. Por su parte, en plátano las poblaciones de Radopholus se redujeron

por el hongo P. sajor-caju 150 g/200 m en un 53 %, esto constituye un buen resultado si

se compara con trabajos como el de Felde et al. (2006), en el cual han aplicado hongos

biocontroladores, obteniendo porcentajes entre 44% a 65 %. Se puede asumir que

siendo este el primer trabajo en el que se prueba el hongo P. sajor-caju, se encuentra un

buen resultado. Teniendo en cuenta que en el presente trabajo se prueba por primera

vez el hongo P. sajor-caju, resulta factible que en un futuro se pueda incluir en un manejo

integrado exitoso para el control del fitonematodo Radopholus similis.

Cuadra et al.(1999) evaluaron el efecto de Nemacur, Terracur y Carbofuran, durante los

tres primeros años de desarrollo del cafeto infestado con Meloidogyne, encontrando que

ninguno de los productos fue eficaz en el control de los nematodos. González (2012),

realizó ensayos con Fluensulfone y Carbofuran sobre Meolidogyne, Helicotylenchus y R.

similis, en plátano dominico hartón., reportando que el Fluensulfone tuvo una mayor

eficacia para el control de estos fitonematodos que el Carbofuran, con este último

necesitando altas concentraciones para tener efecto sobre la población de nematodos.

Esto concuerda con los resultados obtenidos en este trabajo, donde el tratamiento

químico (Carbofuran) no fue eficaz en el control de Meloidogyne spp y R. similis. A pesar

de que no se obtuvo el mejor resultado con la mezcla biológica, los resultados

concuerdan con lo reportado para guayabo por Mosquera y Murcia (1997), quienes

encontraron una reducción del 38% de la población de Meloidogine con el hongo B.

bassiana.

Finalmente, el presente trabajo reveló que el tratamiento de P. ostreatus 150 g/200 mL,

mostraron los mejores valores en las variables avaluadas. Esto demuestra que P.

ostreatus contiene características nematicidas en almacigo para el control de

Meloidogyne spp, Lo cual concuerda con los resultados obtenidos por Okorie et al.

(2011), quienes realizaron la evaluación de los hongos P. ostreatus, P. tuberregium, y su

mezcla utilizando basidios, encontrando que las especies de Pleurotus son un recurso

nematicida importante, aunque que reportan que la acción de P. ostreatus es más

efectiva para la mortalidad de los juveniles J2, resultado en un incremento del

crecimiento de la planta y disminución de las nudosidades. En el caso del plátano, el



tratamiento que presento mejores valores fue P. sajor-caju 150 g/200 mL, por lo que se

puede explicar que la toxina generada por P. sajor-caju tiene efecto para control el de R.

similis.

En síntesis, los resultados del presente trabajo revelan un control preventivo de M.

incognita, M. javanica y R. similis con el uso de los hongos P. ostreatus y P. sajor-caju

ambos en concentraciones de 150 gr/200 ml en condiciones de almacigo. Estos dos

hongos podrían sumarse como un complemento del manejo integrado en tomate y

plátano.

4. Conclusiones y recomendaciones

4.1 Conclusiones

Se demostró que los hongos P. ostreatus y P. sajor-caju tienen efecto tanto

nematostático como nematicida.

Los hongos P. ostreatus y P. sajor-caju presentaron un control preventivo

favorable para la disminución de los nematodos M. incognita, M. javanica y R.

similis, lo cual los propone como controladores biológicos de estos fitonematodos.

Entre mayor tiempo de exposición y mayor concentración a los hongos del género

Pleurotus, estos muestran mejores resultados para control de los nematodos M.

incognita, M. javanica y R. similis

El hongo P. pulmonarius, el producto químico comercial (carbofuran) y la

mezcla biológica comercial (TROPIMEZCLA® WP) puede considerarse un

producto poco eficaz para reducir las poblaciones de M. incognita, M. javanica y

R. similis

Los resultados de campo indicaron que es necesario aumentar las

concentraciones de los hongos P. ostreatus y P. sajor-caju, para obtener datos

similares a la evaluación in vitro.

4.2 Recomendaciones

Se recomienda evaluar la utilización de concentraciones superiores del

tratamiento 6 (Pleurotus ostreatus) para el género Meloidogyne spp y (Pleurotus

sajor-caju) para el género Radopholus sp; dentro de un programa de manejo

integrado de nematodos fitoparásitos.

Se recomienda utilizar una mezcla de los hongos de Pleurotus que obtuvieron

los mejores resultados con los productos químicos, para ver si tiene algún



efecto de sinergia, potencializando el producto en campo. Puesto que en la

evaluación realizada tanto el producto químico como la mezcla biológica

comercial tuvieron efectos sobre los fitonematos estudiados.

Es necesario indicar que sería conveniente realizar nuevos estudios con las

especies que resultaron más efectivas en la reducción del nematodo en otras

presentaciones del hongo como extracción de la toxina, con el fin de utilizar

menos inoculo del hongo.

A. Anexo: Análisis de varianza para el efecto nematostatico y nematicida a las 24 horas sobre Meloidogyne spp.

Fuente de

variación

G.L

Primera

observación

Observación en H2O


vivos

Afectados

Muertos

Tratamiento 14 46.69** 46.63 ** 29.8** 20.45**

Error 135 1.83 1.87 1.40 1.04

Total (C) 149 901.39 905.17 606.59 426.54

R2 0.73 0.72 0.69 0.67

C.V. 6.31 39.59 63.21 64.52

Ft 25.45 24.94 21.26 19.67

Media 21.47 3.45 1.87 1.58

**/ Denotan diferencias o efectos altamente significativos (< P 0.0001).

B. Anexo: Análisis de varianza para efecto nematostatico y nematicida a las 48 horas sobre Meloidogyne spp.

Fuente de

variación

G.L

Primera

observación

Observación en H2O


vivos

Afectados

Muertos

Tratamiento 14 197.80** 194.9** 77.68** 97.60**

Error 135 4.25 4.33 2.50 3.93

Total 149 3343.47 3312.54 1424.69 1897.47

R2 0.83 0.82 0.76 0.72

C.V. 11.79 28.03 40.45 56.45

Ft 46.50 45.06 31.10 24.81

Media 17.49 7.42 3.91 3.51

**/ Denotan diferencias o efectos altamente significativos (< P 0.0001).

C. Anexo: Interacción tratamiento*concentración*tiempo de exposición sobre la mortalidad de Meloidogyne spp

Producto

Tiempo

(h)

Concentración

gr/200ml

Comportamiento con el producto

% Inmoviles

Comportamiento con ADE 24 (h)

%muertos Moviles (n°) Inmoviles (n°) Afectados vivos

(n°)

Afectados

muertos (n°)

Testigo absoluto

24 0 24.5 0.5 1.6 0.5 0 0

48 0 24.6 0.4 1.6 0.4 0 0

72 0 24.9 0.1 0.53 0.1 0 0

Carbofuran

24 300* 24.2 0.7 2.8 0.3 0.4 1.6

48 300* 22.6 2.4 19.6 0.8 1.6 6.4

72 300* 15.4 9.6 38.4 0.9 8.7 34.8

Mezcla biológica

24 2* 21.6 3.4 13.6 1.8 1.6 6.4

48 2* 17.0 8.0 32.0 5.2 2.8 11.2

72 2* 10.8 14.2 59.8 7.9 6.3 25.2

P. ostreatus

24

20 23.1 1.9 7.6 1.1 0.8 3.2

50 18.6 6.5 25.2 5.3 1.0 4.0

75 18.2 6.8 27.2 1.7 5.1 20.4

48

20 18.5 6.4 25.6 4.6 1.8 7.2

50 12.8 11.9 47.6 5.3 6.6 26.4

75 10.2 14.8 59.2 6.2 8.6 34.4

72

20 6.1 16.6 66.4 6.3 10.3 41.2

50 6.0 17.7 70.8 9.5 8.2 32.8

75 4.3 20.7 82.8 9.0 11.7 46.8

64 Evaluación de la acción nematicida in vitro e in vivo de especies de Pleurotus spp., sobre los nematodos Meloidogyne spp. y Radopholus sp.

asociados a cultivos de tomate y plátano

P. pulmonarius

24

20 23.2 1.6 6.4 1.2 0.4 1.6

50 22.6 2.4 9.6 1.7 0.7 2.8

75 21.6 3.1 12.4 1.1 2.0 8.0

48

20 23.7 1.1 4.4 1.0 0.1 0.4

50 15.3 9.6 38.4 7.2 2.4 9.6

75 17.5 7.3 29.2 0.8 6.5 26.0

72

20 22.2 2.8 11.2 2.8 0.0 0.0

50 15.8 9.2 36.8 5.1 4.1 16.4

75 15.1 9.9 39.6 4.5 5.4 21.6

P. sajor-caju

24

20 23.4 1.6 6.4 0.6 1.0 4.0

50 20.1 4.8 19.2 3.6 1.2 4.8

75 20.6 4.3 17.2 0.7 3.6 14.4

48

20 21.6 3.4 13.6 2.7 0.7 2.8

50 14.0 10.9 43.6 8.4 2.5 10.0

75 12.7 12.3 49.2 7.9 4.4 17.6

72

20 19.6 15.4 61.6 9.9 5.5 22.0

50 10.2 14.8 59.2 7.4 7.4 29.6

75 9.3 15.7 62.8 9.7 6.0 24.0

Mezcla Pleurotus

24

20 22.6 2.3 9.2 1.0 1.4 5.2

50 17.9 7.0 28.0 6.0 1.0 4.0

75 19.9 5.1 20.4 1.5 3.6 14.4

48

20 21.2 3.8 15.2 2.9 0.9 3.6

50 16.9 8.1 32.4 4.4 3.7 14.8

75 13.7 10.9 43.6 0.8 10.1 40.4

72

20 18.1 6.8 27.2 3.3 3.5 14.0

50 10.7 14.2 56.8 4.7 9.5 38.0

75 3.5 21.5 86.0 11.0 10.5 42.0

*La concentración para Carbofuran está dada en ppm, la mezcla biológica está dada en g/L.

D. Anexo: Análisis de varianza del efecto nematostatico y nematicida a las 24 horas sobre Radopholus sp

Fuente de

variación

G.L

Primera

observación

Observación en H2O


vivos

Afectados

Muertos

Tratamiento 14 28.65** 27.44** 4.03** 12.85**

Error 135 0.88 0.918 0.51 0.70

Total 149 520.29 508.14 124.77 274.67

R2 0.77 0.76 0.45 0.65

C.V. 4.25 33.97 83.41 42.88

Ft 32.45 29.90 7.95 18.33

Media 22.1 2.82 0.85 1.95

**/ Denotan diferencias o efectos altamente significativos a (P<0.0001).

E. Anexo: Análisis de varianza para efecto nematostatico y nematicida a las 48 horas sobre Radopholus sp

Fuente de

variación

G.L

Primera

observación

Observación en

H2O

Móviles Inmóviles A.vivos A.Muertos

Tratamiento 14 54.54** 55.69** 8.17** 27.77**

Error 135 1.94 1.76 1.25 0.77

Total 149 1025.07 1018.29 283.07 492.77

R2 0.74 0.76 0.40 0.79

C.V. 6.92 27.85 71.96 27.54

Ft 28.16 31.51 6.54 36.05

Media 20.11 4.77 1.55 3.19

**/ Denotan diferencias o efectos altamente significativos a (P<0.0001).

F. Anexo: Interacción tratamiento*concentración*tiempo de exposición sobre la mortalidad de Radopholus sp

Producto

Tiempo (h)

Concentración

gr/200ml

Comportamiento con el producto

% Inmoviles

Comportamiento con ADE 24 (h)

%muertos Moviles (n°) Inmoviles (n°) Afectados vivos

(n°)

Afectados

muertos (n°)

Testigo absoluto

24 0 24,5 0.4 1.6 0.4 0 0

48 0 24.7 0.4 1.6 0.4 0 0

72 0 24.7 0.1 0.4 0.1 0 0

Carbofurandan

24 300* 22.3 2.7 10.8 0.7 2.0 8.0

48 300* 19.9 5.0 20.0 0.5 4.4 17.6

72 300* 19.0 5.9 23.6 0.6 5.2 20.8

Mezcla biológica

24 2* 22.0 3.0 12.0 0.8 2.2 8.8

48 2* 19.2 5.6 22.8 1.5 4.2 16.8

72 2* 16.8 8.1 32.4 2.1 6.0 24.0

P. ostreatus

24

20 23.2 1.8 7.2 0.3 1.5 6.0

50 21.8 3.2 18.2 0.7 2.5 10.0

75 19.5 5.0 20.0 1.7 3.3 13, 2

48

20 22.7 2.1 8.4 0.3 1.8 7.2

50 17.7 7.2 28.8 3.1 4.1 16.4

75 17.3 7.6 30.4 2.6 4.8 19.2

72

20 21.8 3.0 12.0 0.5 2.5 10.0

50 16.7 7.3 29.2 2.7 4.5 18.0

75 13.7 11.3 45.2 4.8 6.5 26.0

68 Evaluación de la acción nematicida in vitro e in vivo de especies de Pleurotus spp., sobre los nematodos Meloidogyne spp. y Radopholus sp.

asociados a cultivos de tomate y plátano

P. pulmonarius

24

20 24.1 0.8 3.2 0.3 0.5 2.0

50 22.7 2.3 9.2 1.0 1.3 5.2

75 20.5 4.5 18.0 2.1 2.4 9.6

48

20 22.5 2.3 9.2 1.0 1.3 5.2

50 20,2 4.7 18.8 1.1 3.6 14.4

75 18.9 6.1 24.4 1.8 4.3 17.6

72

20 23.0 1.8 7.2 0.5 1.3 5.2

50 20.5 4.5 18.0 1.2 3.3 13.2

75 18.9 6.1 24.4 1.5 4.4 17.6

P. sajor-caju

24

20 23.8 1.1 4.4 0.1 1.0 4.0

50 21.5 3.5 14.0 0.8 2.7 10.8

75 20.3 4.6 18.4 1.6 3.0 12.0

48

20 23.3 1.5 6.0 0.6 0.9 3.6

50 19.7 5.3 21.2 2.2 3.1 12.4

75 17.3 7.5 30.0 2.7 4.8 19.2

72

20 22.1 2.7 10.8 0.9 1.8 7.2

50 16.8 8.0 32.0 0.7 7.2 28.8

75 6.5 18.1 72.4 1.5 10.8 43.2

Mezcla Pleurotus

24

20 24.2 0.7 2.8 0.2 0.5 2.0

50 22.0 3.0 12.0 0.4 2.4 9.6

75 19.2 5.7 22.8 1.7 4.0 16.0

48

20 21.8 2.9 11.6 1.6 1.3 5.2

50 18.5 6.5 26.0 2.4 4.1 16.4

75 18.1 6.8 27.2 1.5 5.1 20.4

72

20 21.9 3.0 12.0 1.2 1.8 7.2

50 16.1 8.9 35.6 3.6 5.3 21.2

75 12.8 12.0 48.0 4.3 7.7 30.8

*La concentración para Carbofuran está dada en ppm, la mezcla biológica está dada en g/L

Bibliografía

AGRONET 2013. Sistema de estadística Agropeguaria. Recuperado de http://www.agronet.gov.co/www/htm3b/repparamnuke_2011.asp?cod=28.

ALZATE, D.;PIEDRAHITA, Ó. y CAYCEDO, J. 2012. Efecto In vitro de Purpureocillium lilacinum (Thom) Luangsa-Ard et al. y Pochonia chlamydosporia (Goddard) Zare y Gams sobre el nematodo barrenador Radopholus similis (Cobb) Thorne. Agronomía, 20 (2), 25 - 36.

ANASTASIADIS, I.;GIANNAKOU, I.;PROPHETOU-ATHANASIADOU, D. y GOWEN, S. 2008. The combined effect of the application of a biocontrol agent Paecilomyces lilacinus, with various practices for the control of root-knot nematodes. Crop Protection, 27, (3), 352-361.

ANWAR, S. y MCKENRY, M. 2010. Incidence and reproduction of Meloidogyne incognita on vegetable crop genotypes. Pak. J. Zool, 42, 135-141.

ARAYA, M. 1995. Reflexiones sobre el uso de nematicidas en banano (Musa, AAA). Análisis y comentario. En: CORBANA 20(44): 67-73.

ARAYA, M. 2003. Situación actual del manejo de nematodos en banano (Musa AAA) y plátano (Musa AAB) en el trópico americano. En G. Rivas y F. Rosales (Ed.). Manejo Convencional y alternativo de la Sigatoka Negra, Nematodos y Otras Plagas Asociadas al Cultivo de Musáceas en los Trópicos, (pp. 79-102) INIBAP, Francia.

ARAYA, M. y MOENS, T. 2003. Parasitic nematodes on Musa AAA (Cavendish subgroup cvs ‘Grande naine’,‘Valery’and ‘Williams’). En: Turner, D., & Rosales, F. (eds.). Banana Root System: Toward a Better Understanding for Its Productive Management, (pp. 201-223.) Montpellier, France: INIBAP. .

ARBOLEDA, F.;GUZMÁN, Ó. y RESTREPO, J. 2010. Efecto in vitro de extractos acuosos de higuerilla (Ricinus communis Linneo) sobre el nematodo barrenador (Radopholus similis (cobb) thorne). Agronomía, 18 25 - 36.

ARIAS, Y.;GONZÁLEZ, I.;RODRÍGUEZ, M.;ROSALES, C.;SUÁREZ, Z. y PETEIRA, B. 2009. Aspectos generales de la interacción tomate (Solanum lycopersicon L.) _ Meloidogyne incognita. Revista de Protección Vegetal, 24, 1-13.

BAEZA, C. 1979. Síntomas debidos a nemátodos de las especies de Meloidogyne en café. Avances Técnicos, Cenicafé.

BARRON, G. y THORN, R. 1987. Destruction of nematodes by species of Pleurotus. Canadian Journal of Botany, 65, 774-778 doi: 10.1139/b87-103.

http://www.agronet.gov.co/www/htm3b/repparamnuke_2011.asp?cod=28

70 Evaluación de la acción nematicida in vitro e in vivo de especies de Pleurotus sp., sobre los

nematodos Meloidogyne spp. y Radopholus spp. asociados a cultivos de tomate y plátano

BECERRA, J. F.;CASTAÑO-, J. y VILLEGAS, B. 2010. Efecto de la micorrización sobre el manejo de nematodos en plántulas de plátano híbrido FHIA-20AAAB. Agronomía, 18, 7-18.

BELALCÁZAR, C.;CAYÓN, S. G. y LOZADA, Z. E. 1991. Ecofisiología del cultivo. En: El cultivo de plátano en el trópico ICA, Manual de Asistencia Técnica 50, 91-109.

BLANCARD, D. 2011. Enfermedades del tomate, Eds Mundi-Prensa Libros. 671 p.

BORREGO, M.;VICENTE, J. y MARTÍNEZ CÓRDOVA, L. R. 2008. Historia de la agronomía: una visión de la evolución histórica de las ciencias y tecnicas agrarias, Mexico, D.F. 371 p.

BROOKS, F. 2008. Burrowing Nematode. The Plant Health Instructor. doi: 10.1094/PHII2008102001.

BURITICÁ, C. 1999. Directorio de patógenos y enfermedades de las plantas de importancia económica en Colombia. Medellín Colombia: ICA y Universidad de Nacional de Colombia.

CASTAÑO, J. (ed.) 1998. Prácticas de Laboratorio de Fitopatología, (2ª ed). Universidad de Caldas. Manizales, Colombia. 45 p.

CASTAÑO, Z. 1990. Estandarización de la estimación de daños causados por hongos, bacterias y nemátodos en fríjol (Phaseolus vulgaris). Revista Fitopatología Colombiana, 13, 9-19.

CATIE. 1990. Guía para el manejo integrado de plagas del cultivo de tomate. Proyecto Manejo Integrado de Plagas Centro Agronómico Tropical de Investigación Enseñanza. Programa de Mejoramiento de Cultivos Tropicales, Bib. Orton IICA/CATIE.

CHANG, S.-T. y MILES, P. G. 2004. Mushrooms: Cultivation, Nutritional Value, Medicinal Effect and Environmental Impact. CRC Press, Boca Raton, CRC press. 451 p.

CHING, S. y WANG, K. 2014. Mushroom Compost to battle against nematode pests on vegetable crops. Department of Plant and Environmental Protection Science. University of Hawaii at Mānoa

COCOM, J. 2005. Evaluación de la actividad biológica de extractos vegetales sobre Radopholus similis y Colletotrichum gloeosporioides. Proyecto de graduación Lic. Ing. Agr. Guácimo, CR, Universidad EARTH.

CORPORACIÓN COLOMBIA INTERNACIONAL, I. 2000. Inteligencia de mercados plátano. Perfil de producto.

CUADRA, R.;PÉREZ, J.;MACHADO, J. y VÁZQUEZ, J. 1999. Efecto de la aplicación de Nemacur, Terracur y Furadan sobre nematodos de las agallas en plantaciones de cafeto. Revista de Protección Vegetal (Cuba), 14, 111-115.

CUELLAR, M. E. y MORALES, F. J. 2006. La mosca blanca Bemisia tabaci (Gennadius) como plaga y vectora de virus en fríjol común (Phaseolus vulgaris L.). Revista Colombiana de Entomología, 32, 1-9.

Bibliografía 71

DANE 2013. Encuesta Nacional Agropecuaria Año 2013. Boletin de Prensa. Recuperado de http://www.dane.gov.co/files/investigaciones/agropecuario/enda

/ena/2013 /boletin_ena_2013.pdf. DÁVILA, L. y HÍO, J. C. 2005. Evaluación de la actividad biocontroladora de

Arthrobotrys sp. y Paecilomyces sp. sobre Meloidogyne javanica in vitro y bajo condiciones de invernadero en crisantemo (Drendranthema grandiflora Andernson). Agronomía Colombiana, 23, 91-101.

DE WAELE, D. y DAVIDE, R. 1998. Nematodos noduladores de las raíces del banano. Plagas de Musa. Hoja divulgativa No. 3.

DONG, J. Y.;LI, X. P.;LI, L.;LI, G. H.;LIU, Y. J. y ZHANG, K. Q. 2006. Preliminary results on nematicidal activity from culture filtrates of Basidiomycetes against the pine wood nematode, Bursaphelenchus xylophilus (Aphelenchoididae). Annals of microbiology, 56, 163-166.

EISENBACK, J.;HIRSCHMANN, H.;SASSER, J. y TRIANTAPHYLLOU, A. 1981. A guide to the four most common species of root-knot nematodes (Meloidogyne spp.), with a parcial key. International Meloidogyne Proyect. 45 p.

ESPINAL, C. F.;MARTÍNEZ, H. J. y GAITÁN, X. A. 2005. LA CADENA DEL CAFÉ EN COLOMBIA UNA MIRADA GLOBAL DE SU ESTRUCTURA Y DINAMICA 1991-2005. Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural Observatorio Agrocadenas Colombia. No. 59.

ESPINEL, C.;MARTINEZ., H. y PEÑA, Y. 2006. La cadena del plátano en Colombia. Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural. Documento de trabajo N0. 12.

FADUL, G.;LEGUIZAMÓN, J. y CHAVES, B. 1998. Control de Meloidogyne spp. en almácigos de café con el hongo Paecilomyces lilacinus. Cenicafé (Colombia), 49, 85-101.

FAOSTAT 2013. (División de Estadísticas de la FAO). Recuperado de www.faostat.fao.org.

FELDE, A. Z.;POCASANGRE, L.;CARÑIZARES-MONTEROS, C.;SIKORA, R.;ROSALES, F. y RIVEROS, A. 2006. Efecto de inoculaciones combinadas de hongos endofíticos en el biocontrol de Radopholus similis. INFOMUSA (Biodiversity International). 15, 12-18.

FOGAIN, R. 2000. Effect of Radopholus similis on plant growth and yield of plantains (Musa, AAB). Nematology, 2: 2, 129-133.

FREITAS, L.;FERAZ, S. y ALMEIDA, A. 1999. Controle de Meloidogyne javanica em tomateiro pela producto de mudas em sustrato infestado com Paecilomyces lilacinus. Nematologia Brasileira 23, 65-73.

GARRIDO, F.;CEPEDA, M.;HERNÁNDEZ, F.;OCHOA, F.;CERNA, E.;MORALES, D. y CHÁVEZ, C. 2014 Actividad nematicida de extractos de nogal pecanero para el control del nemátodo agallador Meloidogyne incognita bajo condiciones de laboratorio. Agraria, 11.

http://www.dane.gov.co/files/investigaciones/agropecuario/enda

http://www.faostat.fao.org/



GAVIRIA, B. 1999. Estrategias para el manejo de nematodos fitoparásitos en el cultivo de crisantemo (Dendranthema grandiflora) en el Oriente Antioqueño. (Tesis de doctorado). Universidad Católica de Oriente, Ríonegro, Antioquia.

GIL, L.;CASTRO, B. y CADENA, G. 2003. El estudio de las enfermedades del cafeto en Colombia. Chinchiná (Colombia), Ceficafé.

GONZÁLES, C. 2012. Evaluación de MCW-2 (Fluensulfone) sobre nematados fitoparásitos in vitro e in situ en plántulas de plátano Dominico Hartón.

GUERRERO, M. 2010. Guía técnica del cultivo del plátano. Programa Mag-Centa-frutales. , Centro Nacional de Tecnologia Agropecuaria y Forestal “Enrique Alvarez Córdova”. 45 p.

GUZMÁN, O. 2011. The banana and plantain borer nematode (Radopholus similis Cobb Thorne). Luna Azul, 137-153.

GUZMÁN, O. y CASTAÑO, J. 2004. Reconocimiento de nematodos fitopatógenos en plátanos dominico hartón (Musa AAB Simmonds), África, FHIA-21 en la granja Montelindo, municipio de Palestina (Caldas), Colombia. Rev. Acad. Colomb. Cienc, 28.

GUZMÁN, O.;CASTAÑO, J. y VILLEGAS, B. 2012. Efecto de la limpieza sanitaria de cormos de plátano (Musa AAB Simmonds) sobre nematodos Fitoparásitos U.D.C.A Act. & Div. Cient, 15, 87-95.

HARTMAN, K. y SASSER, J. 1985. Identification of Meloidogyne species on the basis of differential host test and perineal pattern morphology. In: Barker, K.R., Carter, C.C. and Sasser, J.N. (eds) AnAdvanced Treatise on Meloidogyne. Volume II: Methodology. A cooperative publication of the Department of Plant Pathology and the United States Agency for International Development, North Carolina State University Graphics, Raleigh, North Carolina. 236 p.

HERNÁNDEZ, D.;ARIAS, Y.;GÓMEZ, L.;PETEIRA, B.;MIRANDA, I. y RODRÍGUEZ, G. 2012. Elementos del ciclo de vida de población cubana de Meloidogyne incognita (Kofoid y White) Chitwood en Solanum lycopersicum L. Revista de Protección Vegetal, 27, 188-193.

HEYDARI, R.;POURJAM, E. y GOLTAPEH, E. M. 2006. Antagonistic effect of some species of Pleurotus on the root-knot nematode, Meloidogyne javanica in vitro. Plant Pathology Journal, 5, 173-177.

HIBBETT, D. y THORN, R. 1994. Nematode-trapping in Pleurotus tuberregium. Mycologia, 696-699.

HINCAPIÉ, R. y LEGUIZAMÓN, C. 1999. Efecto de Verticillium chlamydosporium Goddar en el control de Meloidogyne spp. Goeldi en almácigos de café var. Caturra. Cenicafé, 50, 286-298.

HUNT, D.;LUC, M. y MANZANILLA, R. 2005. Identification, morphology and biology of plant parasitic nematodes. Plant parasitic nematodes in subtropical and tropical agriculture, 2, 11-52.

Bibliografía 73

JARAMILLO, J.;RODRÍGUEZ, V.;GUZMÁN, M.;ZAPATA, M. y RENGIFO, T. 2007. Buenas prácticas agrícolas (BPA) en la producción de tomate bajo condiciones protegidas. Corpoica, FAO, Bogotá[Links].

KHAN, A.;SAIFULLAH, M. I. y HUSSAIN, S. 2014. Organic control of phytonematodes with Pleurotus species. Pakistan Journal of Nematology, 32, 155-161.

KIEWNICK, S. y SIKORA, R. 2006. Biological control of the root-knot nematode Meloidogyne incognita by Paecilomyces lilacinus strain 251. Biological Control, 38, 179-187. doi: 10.1016/j.biocontrol.2005.12.006.

KWOK, O.;PLATTNER, R.;WEISLEDER, D. y WICKLOW, D. 1992. A nematicidal toxin from Pleurotus ostreatus NRRL 3526. Journal of chemical ecology, 18, 127-136.

LEGUIZAMÓN, J. y PADILLA, H. 2001. Efecto de Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae en el control del nemátodo del nudo radical del café.Cenicafé (Colombia), 52(1), 29-41.

LI, G.;WANG, X.;ZHENG, L.;LI, L.;HUANG, R. y ZHANG, K. 2007. Nematicidal metabolites from the fungus Pleurotus ferulae Lenzi. Annals of microbiology, 57, 527-529.

LI, G. H.;SHEN, Y. M. y ZHANG, K. Q. 2005. Nematicidal activity and chemical component of Poria cocos. J. Microbiol, 43, 17-20.

LICERAS, L. y WONG, F. 1964. El Nemátode Barrenador del Plátano Radopholus similis (Cobb, 1893) Thorne, 1949. Revista Peruana de Entomología, 7 - 1.

LORA, D. y BETANCOURT, C. 2010. Evaluación de los hongos Beauveria bassiana, Metarhizium anisopliae y Paecilomyces lilacinus en el control de Meloidogyne spp. en Lulo Solanum quitoense y tomate de árbol Solanum betacea. Fitosanidad,14(1), 59.

LUO, H.;LI, X.;LI, G.;PAN, Y. y ZHANG, K. 2006. Acanthocytes of Stropharia rugosoannulata function as a nematode-attacking device. Applied and environmental microbiology, 72, 2982-2987. doi: 10.1128/AEM.72.4.2982.

LUO, H.;MO, M.;HUANG, X.;LI, X. y ZHANG, K. 2004. Coprinus comatus: A basidiomycete fungus forms novel spiny structures and infects nematode. Mycologia, 96, 1218-1224.

MAI, W. y MULLIN, P. 1996. Plant-parasitic nematodes: a pictorial key to genera (No. Ed. 5). Comstock Publishing Associates. 277 p.

MAMIYA, Y.;HIRATSUKA, M. y MURATA, M. 2005. Ability of wood-decay fungi to prey on the pinewood nematode, Bursaphelenchus xylophilus (Steiner and Buhrer) Nickle. Japanese Journal of Nematology, 35, 21-30.

MARTÍNEZ, C. H.;PEÑA, M. Y. y ESPINAL, G. C. 2006. La cadena del plátano en Colombia. Una mirada global de su estructura y dinámica 1991-2005. Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural. Observatorio Agrocadenas Colombia. Documento de Trabajo No. 61. Recuperado de http://www.catie.ac.cr/econegociosagricolas/.../caracterizacion_platano.pdf.

MEEK, E. y NAVARRETE, A. 2001. Acuerdo de competitividad de la cadena productiva del plátano en Colombia. Ministerio de Agricultura y Desarrollo

http://www.catie.ac.cr/econegociosagricolas/.../caracterizacion_platano.pdf



Rural de Colombia, Instituto Interamericano de Cooperación para la Agricultura (IICA).

MELAKEBERHAN, H. y FERRIS, H. 1989. Impact of Meloidogyne incognita on physiological efficiency of Vitis vinifera. Journal of Nematology, 21(1):74-80.

MEREDITH, J. 1973. Algunos métodos de campo y laboratorio para trabajar con nematodos. Maracaibo (Venezuela). 44p.

MONTIEL, C.;SOSA, L.;MEDRANO, C. y ROMERO, D. 1997. Nematodos fitoparásitos en plantaciones de plátano (Musa AAB) de la margen izquierda del río Chana. Rev. Fac. Agron. (LUZ). 14, 245-251.

MOSQUERA, A. y MURCIA, N. 1997. Efecto de extractos vegetales y hongos patógenos en la población de nematodos en guayaba Psidium guajava L. Fitopatología Colombiana, 21, 25-29.

NATH, A.;PATYAL, S. y SHARMA, V. 1999. Nematicidal principle from the fungus Pleurotus sajor-caju. Current science, 76.

NIÑO, N.;ARBELÁEZ, G. y NAVARRO, R. 2008. Efecto de diferentes densidades poblacionales de Meloidogyne hapla sobre uchuva (Physalis peruviana L.) en invernadero. Agronomía Colombiana, 26, 58-67.

NOREÑA, J.;RODRÍGUEZ, V. y ZAPATA, M. 2006. El cultivo de tomate bajo invernadero (Lycopersicon esculentum, Mill). Boletín Técnico. 36 p.

OEPP/EPPO 2008. Diagnostics Radopholus similis. Bulletin OEPP/EPPO. European and Mediterranean Plant Protection Organization Bulletin 38, 374–378.

OKORIE, C.;ONONUJU, C. y OKWUJIAKO, I. 2011. Management of Meloidogyne incognita with Pleurotus ostreatus and P. tuberregium in Soybean. International Journal of Agriculture and Biology (Pakistan), 00, 401–405

PALENCIA, C.;GÓMEZ, S. y MARTIN, S. 2006. Manejo sostenible del cultivo del plátano, Corporación Colombiana de Investigación Agropecuaria – CORPOICA. 4p.

PARADA, R. y GUZMAN, R. 1997. Evaluación de extractos botánicos contra el nemátodo Meloidogyne incognita en frijol (Phaseolus vulgaris). Agronomía Mesoamericana. San Salvador, El Salvador., 8, 108-114.

PERRY, R.;MOENS, M. y STARR, J. 2009. Root-knot nematodes. CAB International 2009. 483p.

PINKERTON, J. N. y KITNER, M. L. C. 2006. Effects of biologically-derived products on mobility and reproduction of the root-lesion nematode, Pratylenchus penetrans, on strawberry Nematrópica, 36, 181 - 196.

RODRÍGUEZ, N. y ZULUAGA, J. 1994. Cultivo de Pleurotus pulmonarius (Fr.) Quél. en pulpa de café. Cenicafé (Colombia), 45, 81-92.

RODRÍGUEZ V. N y GÓMEZ C. F 2001. Cultive hongos comestibles en pulpa de café. Avances técnicos Cenicafé, 285, 7-13.

ROSALES, F.;TRIPON, S. y CERNA, J. 1998. Producción de banano orgánico y/o ambientalmente amigable. Memorias del taller internacional realizado en la EARTH. INIBAP. Costa Rica. 264 pp.

Bibliografía 75

SARAH, J. 1998. Las prácticas culturales como medio de control de nematodos en el banano. Producción de banano orgánico y/o ambientalmente amigable. Memorias del taller internacional en Guácimo, Costa Rica. Honduras: Centro Editoral, 138-151.

SARAH, J.;PINOCHET, J. y STANTON, J. 1996. El nematodo barrenador del banano Radopholus similis Cobb. Plagas de Musa - Hoja Divulgativa No. 1, INIBAP.

SILVA, J. 1994. Efecto de Meloidogyne hapla en 20 variedades de pompón. (Tesis de maestría). Facultad de Agronomía, Universidad Nacional de Colombia, Bogotá.

SINGH, S.;PANDEY, R. K. y GOSWAMI, B. 2013. Bio-control activity of Purpureocillium lilacinum strains in managing root-knot disease of tomato caused by Meloidogyne incognita. Biocontrol Science and Technology, 23, 1469-1489.

STADLER, M.;MAYER, A.;ANKE, H. y STERNER, O. 1994. Fatty acids and other compounds with nematicidal activity from cultures of Basidiomycetes. Planta medica, 60, 128-132.

STOVER, R. H. y SIMMONDS, N. W. 1987. Bananas. Harlow, Longman Scientific & Technical. 468 p.

SUÁREZ, C. 2010. Obtención in vitro de micelio de hongos comestibles, shiitake (Lentinula edodes) y orellanas (Pleurotus ostreatus y Pleurotus pulmonarius) a partir de aislamientos de cuerpos fructíferos, para la producción de semilla., Universidad Nacional de Colombia. 86 p.

TAYLOR, A. y SASSER, J. 1983. Biología, identificación y control de los nematodos de nódulo de la raíz. Universidad de Carolina del Norte. 111 p.

TRUONG, B.-N.;OKAZAKI, K.;FUKIHARU, T.;TAKEUCHI, Y.;FUTAI, K.;LE, X.-T. y SUZUKI, A. 2007. Characterization of the nematocidal toxocyst in Pleurotus subgen. Coremiopleurotus. Mycoscience, 48, 222-230.

TZEAN, S. y LIOU, J. 1993. Nematophagous resupinate basidiomycetous fungi. Phytopathology-New York and Baltimore then st Paul-, 83, 1015-1015.

VALDÉS, B. 1996. Utilización de fuentes de carbono y nitrógeno y evaluación enzimática cualitativa de aislamientos de Beauveria bassiana con diferentes niveles de patogenicidad a la broca del café.

VALENCIA, R.;GUZMÁN, O.;VILLEGAS, B. y CASTAÑO, J. 2014. Manejo integrado de nematodos fitoparásitos en almácigos de plátano Dominico, Hartón Musa AAB. revista. luna. azúl, 39, 165-185.

VILLA, A.;ZAVALETA, E.;VARGAS, M.;GÓMEZ, O. y RAMÍREZ, S. 2008. Incorporación de vermicomposta para el manejo de Nacobbus aberrans en jitomate (Lycopersicon esculentum Mill.). Revista Chapingo. Serie horticultura, 14, 249-255.

XIAO, J.;CHEN, S.;ZHU, J. y RUAN, W. 2008. Effect of liquid swine manure on hatch and viability of Heterodera glycines. Journal of Nematology, 40, 152.

evaluación de la acción nematicida in vitro e in vivo...

Documents